Name: Hochauflösende Räumlich-zeitliche Analyse der Rezeptordynamik von Einzelmolekül-Fluoreszenzmikroskopie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 13 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie Einzelmolekül-Fluoreszenzmikroskopie zur Analyse von Rezeptordynamik auf lebenden Zellen einsetzen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Rezeptorbewegung und Komplexbildung in Echtzeit.

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Die Entwicklung dieses Protokolls wurde durch Zuschüsse des Europäischen Forschungsrats (Advanced Grant TOPAS to M.J.L.) und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (Grants CA 1014/1-1 to D.C. und SFB487 to M.J.L.) unterstützt. T.S. wurde von der Alexander von Humboldt-Stiftung unterstützt.

1. Probenvorbereitung <ol><li> Deckglasreinigung HINWEIS: Arbeiten unter einer Abzugshaube. <ol><li> Verwenden Sie saubere Pinzette Deckgläschen (24 mm Durchmesser) in einem Deckglas Halter, die einzelnen Deck trennt platzieren. </li><li> Setzen Sie die Halterung mit Deckgläsern in ein Becherglas, und fügen Chloroform, bis die Deckgläschen abgedeckt. Das Becherglas wird mit Aluminiumfolie, die Verdunstung und beschallen in einem Ultraschallbad für 1 h bei RT reduzieren. Nehmen Sie die Deckhalter aus dem Becherglas und lassen Sie die Deckgläser trocken. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 1.1.2 mit 5 M NaOH-Lösung anstelle von Chloroform. </li><li> Nehmen Sie die Deckhalter in eine neue Becherglas gegeben und dreimal mit destilliertem Wasser. Setzen gereinigt Deck in einem Glas-Zellkulturplatte mit 100% Ethanol gefüllt. </li></ol></li><li> Herstellung der Eichproben <ol><li> Auflösen fluoreszierenden Farbstoff in einem geeigneten Lösungsmittel. </li><li> Bereiten Sie eine serielle 01.10 Verdünnung der Fluoreszenzfarbstoff im Bereichvon 01.00 bis 1 nM in Filter sterilisiert (0,22 um) Wasser. </li><li> Nehmen gereinigt Deckgläser in 100% Ethanol gelagert und waschen mit Filter-sterilisiertem Wasser. Punkt 20 ul jeder Fluoreszenzfarbstoff Verdünnung auf einem separaten Deckglas gereinigt. Lassen Sie die Deckgläser trocknen unter einem sterilen Abzug. Schützen Sie die Deckgläser, vor Licht und Staub bis zur Verwendung. Mit diesen Proben, die Intensität der einzelnen fluoreszierenden Molekülen (siehe Schritt 3) zu schätzen. </li></ol></li><li> Transfektion <ol><li> CHO-Zellen in Kultur 1:1 Dulbeccos modifiziertem Eagle Medium / Nährstoffgemisch F-12 (DMEM/F12) mit 10% fötalem Rinderserum (FBS), 100 U / ml Penicillin und 100 ug / ml Streptomycin bei 37 ° C, supplementiert . 5% CO 2 HINWEIS: Phenolrot-freien Medien während des Experiments zu Autofluoreszenz zu minimieren. </li><li> Nehmen gereinigt Deckgläser aus 100% Ethanol-Lösung, waschen Sie sie mit steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) und legen Sie ein Deckglas in jedes Well einer 6-Well-Zellkultur plaß. </li><li> Trypsinize, zählen und Samen CHO-Zellen in einer Dichte von 3 x 10 5 Zellen / Well in 6-Well-Zellkulturplatte mit den Deckgläsern. Lassen sich die Zellen (37 ° C, 5% CO 2) wachsen in einem Inkubator für 24 Stunden, um einen max. 80% Konfluenz, die die optimale Zelldichte für die Transfektion ist. </li><li> Für jeden gut verdünnen 2 ug des gewünschten Plasmid-DNA (zB., Β 2-adrenergen Rezeptor-SNAP-tagged) und 6 ul Lipofectamine 2000 in zwei getrennten Röhren mit 500 ul OptiMem Medium. Inkubieren bei Raumtemperatur für 5 min. </li><li> Kombinieren Sie die Lösungen aus Schritt 1.3.4 in ein Rohr und mischen, um eine Transfektion Mischung zu erhalten. Inkubieren der Transfektion bei RT für 20 min. </li><li> Während der Inkubation (1.3.5), nehmen Sie die CHO-Zellen und waschen zweimal mit vorgewärmten (37 ° C) PBS. Ersetzen PBS mit 1 ml / Vertiefung phenolrotfreiem DMEM/F12-Medium mit 10% FBS, aber keine Antibiotika. </li><li> Fügen Sie den gesamten TransfektionIonen-Mischung (1 ml) aus Schritt 1.3.5 tropfenweise in jede Vertiefung und schaukeln die Platte hin und her, um eine vollständige Durchmischung zu gewährleisten. </li><li> Inkubation für 2 bis 4 Stunden bei 37 ° C in 5% CO 2 und gehen unmittelbar danach zum nächsten Schritt. HINWEIS: Die Transfektion Bedingungen wurden optimiert, um Rezeptordichten &lt;0,45 Partikel / &amp;mgr; m 2, die für Einzel zu erzielen Molekül-Bildgebung. Anpassungen könnten bei der Verwendung von verschiedenen Zellen, Konstrukte oder Reagenzien erforderlich. </li></ol></li><li> Proteinmarkierungs <ol><li> 1 &amp;mgr; l der verdünnten Fluorophor-BG-Stammlösung in 1 ml DMEM/F12 Medium mit 10% FBS, um eine Endkonzentration von 1 uM erhalten. Nehmen Sie die transfizierten Zellen aus dem Inkubator und waschen zweimal mit vorgewärmten (37 ° C) PBS. Ersetzen PBS mit 1 ml von 1 uM Fluorophor-BG-Lösung und Inkubation für 20 min bei 37 ° C 5% CO 2 im Brutschrank. </li><li> Nach der Inkubation, Waschen Sie die Zellen dreimals mit DMEM/F12 Medium mit 10% FBS, jedesmal gefolgt von 5 min Inkubation bei 37 ° C. Nehmen Sie ein Deckglas (mit markierten Zellen) mit einer Pinzette und legen Sie sie in einem bildgebenden Kammer. </li><li> Zweimal waschen mit 300 ul Bildpuffer. In 300 ml frisches Bildpuffer und gehen sofort auf Bildgebung (Teil 2). </li></ol></li></ol> 2. Image Acquisition HINWEIS: Verwenden Sie eine Totalreflexion (TIRF)-Mikroskop, mit einer Öl-Immersion mit hoher numerischer Apertur Ziel (zB 100X magnification/1.46 numerische Apertur.), Geeignete Laser (zB 405 nm, 488 nm, 561 nm und 645 ausgestattet nm Diodenlaser), ein Elektronenvervielfachungs Charge Coupled Device (EMCCD)-Kamera, ein Inkubator und eine Temperaturregelung, einzelne fluoreszierende Moleküle zu visualisieren. <ol><li> Stellen Sie die gewünschten Parameter Mikroskop, dh., Laserlinie, TIRF-Winkel (steuert dieser Parameter die Durchdringungtion Tiefe des evaneszenten Feld), Belichtungszeit, Bildrate und die Anzahl der Bilder pro Film 10. Halten Sie die Heizung / Inkubator-und Temperatursteuerung immer auf Temperaturdriften und Feuchtigkeitskondensation zu vermeiden. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Immersionsöl auf dem 100X Objektiv des Mikroskops. Legen Sie die Bildkammer mit den markierten Zellen auf den Probenhalter des Mikroskops, und bringen die Zellen im Fokus mit Hellfeldbeleuchtung. </li><li> Wechseln Sie in den TIRF-Beleuchtung. Halten Laserleistung so gering wie möglich, damit die Suche nach der gewünschten Zelle, aber zur gleichen Zeit minimiert Photobleichen. </li><li> Wählen Sie die gewünschte Zelle und Feineinstellung des Fokus. Stellen Sie die Laserleistung auf einem Niveau, das die Visualisierung einzelner Fluorophore ermöglicht. Erwerben Sie Bildfolge und speichern rohen Bildsequenz-Datei als. Tiff. </li></ol> 3. Kalibrierung (Single Fluorophore auf Glas und Monomer / Dimer-Rezeptor-Controls) <ol><li> Montieren Sie jede Kalibrierung sample wie in 1.2 in der Imaging-Kammer beschrieben. Platzieren Sie jede Probe auf dem Mikroskop und wählen Sie die Probe, die gut getrennten beugungsbegrenzten Flecken, die in einem einzigen Schritt zu bleichen HINWEIS:. Diese Spots einzelne Moleküle des Fluoreszenzfarbstoffs zu vertreten. </li><li> Erwerben TIRF Bildsequenzen, wie in Schritt 2 beschrieben. Wichtig: die gleichen Abbildungsparameter muss für alle Experimente, wie die, die für die Kalibrierung verwendet werden. </li><li> Führen Sie die Erkennung und Tracking-Analyse, wie in 4.1 beschrieben - 4.2. Entpacken Sie die Intensität der einzelnen Teilchen wie in 4.2.6 beschrieben. Aus diesen Daten berechnet den Mittelwert (μ) und Standardabweichung (σ) der Intensität der einzelnen Fluorophore. </li><li> Optional führen die gleiche Analyse auf Zellen mit einem monomeren Zelloberflächenrezeptor (. Z. B. CD86) transfiziert, N-terminal mit ein oder zwei Kopien von SNAP 10 markiert und mit dem Fluorophor-BG-Derivat markiert. Follow der oben für die einzelnen Fluorophor auf Glas beschriebenen Verfahren. Schätzen Sie die Markierungseffizienz wie in Calebiro, D. et al. 10. </li></ol> 4. Bildanalyse <ol><li> Bildsequenz Vorbereitung <ol><li> Verwenden Sie eine Bildverarbeitungssoftware (zB., ImageJ), um die Bilder zu beschneiden. </li><li> Speichern Sie einzelne Bilder als separate. TIFF-Bilder in einem neuen Ordner, was auf jedem Bild die Rahmennummer. </li><li> Messung der Zelloberfläche, indem ein interessierender Bereich (ROI) entlang der Kontur der Zelle und mit dem Messwerkzeug in ImageJ oder ein ähnliches Werkzeug in eine andere Software. Diesen Wert verwenden, um die Partikeldichte, die durch Dividieren der Gesamtzahl der Teilchen am Anfang des Films von der Oberfläche der Zelle zu berechnen. </li></ol></li><li> Partikeldetektion und-verfolgung HINWEIS: Verwenden Sie nicht-kommerzielle Software wie U-Bahn 13, die in MatlabUmwelt, automatisch zu erkennen und zu verfolgen einzelnen Rezeptor-Partikel. HINWEIS: Die u-Track-Algorithmus basiert auf der Hypothese, Multiple-Tracking-Ansatz. Dieser Ansatz verbindet Teilchen zwischen Frames, indem Kosten Matrizen, wobei die einzelnen Wahrscheinlichkeiten, dass ein bestimmtes Teilchen in einem Rahmen entspricht einem bestimmten Teilchen im nächsten Rahmen angezeigt wird, verschwindet oder verschmilzt / Splits mit / von anderen Teilchen zugeordnet sind. Die Lösung, die die Kosten minimiert, global, dh., Die mit der höchsten Wahrscheinlichkeit wird schließlich ausgewählt. Dies ermöglicht auch die Verfolgung eines vorübergehend verschwinden Teilchen, ein typisches Phänomen von Fluorophor Blinken verursacht. Die neueste Version von u-Bahn (2.1.0) hat grafische Benutzerschnittstellen, die die Ausführung dieser Analysen zu erleichtern. <ol><li> Von der Matlab-Eingabeaufforderung "movieSelectorGUI", um den Film Auswahl Schnittstelle zu öffnen. Folgen Sie den Anweisungen, um eine zu erstellenneue Filmdatenbank ausgehend von den zuvor gespeicherten separate Bilder (siehe 4.1.2). </li><li> Stellen die Pixelgröße in nm, Zeitintervall in Sekunden, numerische Apertur, Kamera Bittiefe und Emissionswellenlänge des Fluorophors zur Partikeldetektion und-verfolgung erforderlich. Speichern Sie die Film-Datenbank. </li><li> Aus dem Film-Auswahl-Schnittstelle, führen Sie die Analyse, die Wahl "single-Teilchen" als Typ der Objekte. Ein neues Fenster wird angezeigt, in dem die für die Partikelerkennung und-verfolgung verwendeten Parameter definiert werden können. Beginnen Sie mit den Standardparametern. Später, stellen Sie diese Parameter, wenn die Qualität der Erkennung und / oder Verfolgung nicht zufriedenstellend ist (zB sind einige Teilchen nicht erkannt oder Tracks sind fragmentiert) Optional:. Unter den Tracking-Einstellungen überprüfen "Export Tracking-Ergebnisse zu Matrix-Format" zu speichern die Koordinaten und die Amplituden aller Teilchen in einer Matrix (Feld "trackedFeaturedInfo"). Für eine detaillierte Beschreibung dieser Parameter, auf die U-Bahn-Dokumentation. </li><li> Führen Sie den Erkennungsalgorithmus. Dieser Algorithmus den Ort und die Intensität über den Hintergrund der einzelnen beugungsbegrenzten Fleck (dh., Einzel-Rezeptoren / Rezeptor-Komplexe), indem eine zweidimensionale Gauß-Funktion mit einer Standardabweichung gleich der Punktbildfunktion des Mikroskops um lokale Intensitätsmaxima automatisch ermitteln . Führen Sie dann den Tracking-Algorithmus. Bewahren Sie die Ergebnisse der Analysen in einem. Matte Datei. </li><li> Verwenden Sie die "movieViewer"-Routine, in der u-Track-Paket enthalten ist, oder ähnliche Gewohnheit eine, um die Titel zu visualisieren und überprüfen die Qualität der Erkennung und Verfolgung. </li><li> Öffnen Sie die. Mat-Datei, um die Position und Amplitude (dh., Intensität) der verfolgten Teilchen bei jedem Rahmen sehen. In Schritt 4.2.4 erzeugten Daten werden in der tracksCoordAmpCG Feld der tracksFinal ar enthaltenray und / oder in trackedFeaturedInfo. Aus der Gesamtzahl der Teilchen detektiert errechnen Teilchendichte Dividieren dieses Werts durch die Zelloberfläche gemessen bei 4.1.3. </li><li> Optional: Verwenden Sie die Partikelkoordinaten über die Zeit (siehe 4.2.6), um die Bewegung der Rezeptor-Partikel zu analysieren. Berechnen Sie die mittlere quadratische Verschiebungen (MSD) und Diffusionskoeffizienten (D) mit Matlab oder ähnliche Software. Zu jedem Teilchen und jedes Zeitintervall (Δ t) betrachtet, die Berechnung der mittleren quadratischen Verschiebung (MSD) mit folgender Formel: <img align="middle" alt="Gleichung 1" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51784/51784eq1.jpg"> wobei Δ T das Zeitintervall in Rahmen ist, N die Anzahl von Schritten analysiert, x und y des Teilchens x-und y-Koordinaten an der durch den Index angegebenen Rahmen. Verwenden Sie den MSD im Laufe der Zeit Grundstücke, um die Art der Bewegung einer bestimmten Partikel bewerten: Lineare Beziehungenzeigen freie Diffusion (dh., Brownsche Bewegung), eine positive Krümmung (dh., sieht die Kurve wie eine Parabel) deutet gerichtete Bewegung, ist eine negative Krümmung bezeichnend für Bewegung beschränkt 14. Im Falle von frei diffundierenden Teilchen, die Berechnung der Diffusionskoeffizienten (D) von jedem Teilchen durch Anpassung der erhaltenen MSD Daten mit der folgenden Gleichung: <img align="middle" alt="Gleichung 2" src="/files/ftp_upload/51784/51784eq2.jpg"></li></ol></li><li> Berechnung der Partikelgröße mit Gauß-Anpassungsverfahren HINWEIS: Wenn die Intensitätsverteilung des Kalibrierungsproben (einzelner Fluorophore auf Glas und / oder fluoreszierend markierten monomeren Rezeptoren) bekannt ist, führen eine gemischte Gauß-Fit auf die Verteilung der Partikelintensitäten zu Beginn einer Bildsequenz, die Größe der Rezeptor-Komplexe zu bestimmen, (dh. die Anzahl der Rezeptoren pro Partikel) 10. Führen Sie diese Analysen mit Matlab oder similar Software. <ol><li> Berechnen der Intensität von jedem Teilchen durch Mittelung der Intensität des Teilchens aus dem ersten Bild zu dem Rahmen vor der ersten Intensitätsänderung aufgetreten ist (in den meisten Fällen eine Abnahme durch Photobleaching). </li><li> Durchführen einer Gaußschen Mischarmatur nach der folgenden Gleichung: <img align="middle" alt="Gleichung 3" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51784/51784eq3.jpg"> wobei φ (i) die Frequenz von Teilchen mit Intensität i, n die Komponentennummer, α n ein Parameter ist, die der Höhe der Komponente n trägt, μ und σ sind der Mittelwert und der Standardabweichung der Intensität des Referenz einzelner Fluorophore . (berechnet wie in Schritt 3 beschrieben) HINWEIS: Bestimmen Sie ter maximale Anzahl von Komponenten (n max) für jede Bildsequenz von progressiv zunehmenden n max bis die Zugabe einer Komponente ist nicht mehr produzieren eine statistisch bessere Passform, wie durch einen F-Test beurteilt. </li><li> Optional: (. ZB die letzten 60 Frames einer Bildfolge 400) Führen Sie eine gemischte Gauß-Sitz auf der Intensitätsverteilung auf den letzten Frames des Films erhalten. Μ und σ Ersetzen mit den nach dieser Armatur erhaltenen Werte, die raffinierte Schätzungen für diese Parameter liefern, und wiederholen Sie Schritt 4.3.2. </li><li> Berechnen der Fläche unter der Kurve (AUC) für jede Komponente der gemischten Gauß Form. Berechnung der relativen Häufigkeit von Rezeptor Teilchen unterschiedlicher Größe (dh Monomer, Dimer, Trimer etc.) durch Dividieren der AUC-Wert von jeder Komponente von der AUC der gesamten Verteilung. </li><li>Optional: Verwendung von Daten aus verschiedenen Zellen und die entsprechenden Partikeldichten (berechnet wie in 4.2.6 beschrieben) auf Flächen, auf denen die Verteilung der Teilchen mit unterschiedlicher Größe mit Partikeldichte 10 korreliert zu erzeugen. </li></ol></li><li> Berechnung der Partikelgröße mit Schritt Anpassungsverfahren HINWEIS: Verwenden Sie eine Schritt-für Montage-Analyse als eine alternative Methode, um die Größe der Rezeptor-Komplexe 10 zu bestimmen. Die Grundlage für diese Analyse ist, dass die lichtinduzierte Zerstörung (Photobleaching) eines einzelnen Fluorophors Ergebnisse in seiner augenblicklichen Verschwinden - also Teilchen mit n Fluorophore werden voraussichtlich schrittweise Bleich Herstellung eines Intensitätsprofil mit n Schritten. <ol><li> Auszug Intensitätsprofile der einzelnen Teilchen aus dem von U-Bahn oder ähnliche Erkennung /-Tracking-Software (siehe 4.2.6) erzeugt. Matte Datei. </li><li> Verwenden einen Schritt Anpassungsalgorithmus, wie der vorgein ref. 10, um die Anzahl der Bleichschritte für jedes Teilchen zählen. </li><li> Optional: Verwenden Sie die Ergebnisse auf Ausschüttungen, die die relative Häufigkeit von Rezeptor-Partikeln unterschiedlicher Größe erzeugen und korrelieren sie mit Partikeldichte, wie zuvor für die Ergebnisse der gemischten Gaußsche Anpassung beschrieben (siehe 4.3). </li></ol></li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Die beschriebenen Protokoll ermöglicht die Analyse der räumlichen Anordnung, Mobilität und Größe der Zelloberflächenrezeptor-Komplexen auf Einzelmolekülebene. Verglichen mit der Verwendung von fluoreszierenden Proteinen, Markierung mit kleinen organischen Fluorophoren, die heller und photostabil sind, hat den Vorteil, daß die erweiterte Darstellung der einzelnen Rezeptor Teilchen. Da sehr niedrige Expressionsniveaus erzielt werden (&lt;0,45 Rezeptor Teilchen / &amp;mgr; m 2), die Eigenschaften der Rezeptoren ...

Rezeptoren auf der Zelloberfläche zu erfassen und die extrazelluläre Umgebung reagieren auf eine Vielzahl von Stimuli, wie z. B. Duftstoffe, Ionen, Neurotransmittern kleinen und großen Proteinhormone. Die Flüssigkeit Natur der zellulären Membranen ermöglicht Bewegungen von Rezeptoren und anderen Membranproteinen. Dies ist wichtig für die Bildung von Proteinkomplexen und dem Auftreten von transienten Protein-Protein-Wechselwirkungen, wie sie von Rezeptoren verwendet werden, um in Funktionseinheiten zusammenzubauen und zu transduzieren Signale ins Zellinnere. Zum Beispiel G-Protein-gekoppelten Rezeptoren (GPCRs), die die größte Familie von Zelloberflächenrezeptoren 1 ausmachen, sind vorgeschlagen worden, um di-/oligomers, die in der Feinabstimmung Regulierung der Signaltransduktion beteiligt zu sein scheint und bilden könnte wichtige physiologische und pharmakologische Auswirkungen haben 2-5. Einzelmolekül-Mikroskopie hat das große Potential der Visualisierung direkt mit hoher spatiotempMund Auflösung das dynamische Verhalten der einzelnen Rezeptoren auf der Oberfläche von lebenden Zellen, einschließlich ihrer Verbindung angeordnet ist, um Dimere und höhere Ordnung Molekülkomplexe 6-10 bilden. Dies bietet mehrere Vorteile gegenüber Standard biochemischen und Mikroskopieverfahren, die in der Regel den Durchschnittswert Verhalten von Tausenden oder Millionen von Molekülen. Proteinmarkierung mit einem ausreichend hell und photo Fluorophor für Einzelmolekül-Mikroskopie von wesentlicher Bedeutung. Dieses Protokoll nutzt die kürzlich eingeführten SNAP-Tag 11 bis kovalent klein und hell organischen Fluorophore Zelloberflächenrezeptoren. SNAP ist ein 20 kD Protein-Tag aus der menschlichen DNA-Reparaturenzym O 6-Alkylguanin-DNA Alkyltransferase, die irreversibel mit fluorophorkonjugierten Benzylguanin (Fluorophor-BG)-Derivate bezeichnet werden kann, abgeleitet. CLIP, eine weitere technisch-Tag aus SNAP abgeleitet, kann stattdessen mit Fluorophor-c gekennzeichnet werdenonjugated benzylcytosine Derivate 12. Das Protokoll in diesem Manuskript berichtet, erklärt, wie Transfektion und Label-SNAP-11-Rezeptoren getaggt mit kleinen organischen Farbstoffen und benutzen Totalreflexion (TIRF) Mikroskopie einzelne Rezeptoren oder Rezeptor-Komplexe auf der Oberfläche lebender Zellen 10 visualisieren. Die berichteten Ergebnisse im Protokoll&gt; 90% Markierungseffizienz eines extrazellulär SNAP-markierten Zelloberflächenprotein 10. Weitere Informationen darüber, wie Einzelmolekül-Daten verwenden, um die Größe und die Mobilität von Rezeptor-Komplexe zu analysieren, als auch transient receptor-Rezeptor-Wechselwirkungen zu erfassen, bereitgestellt. Eine schematische Ablauf des gesamten Protokolls ist in Fig. 1 angegeben. Als Beispiel die Transfektion von Chinese Hamster Ovary (CHO)-Zellen, die mit SNAP-markierten G-Protein-gekoppelten Rezeptoren (GPCRs) durch Markierung mit einem Fluorophor-BG-Derivat wie folgt sowie ihre Anwendung auf quantify und Monitor-Rezeptor di-/oligomerization beschrieben. Dieses Protokoll kann auch für andere Zelloberflächenproteine ​​und fluoreszierende Markierungen (zB., CLIP), sowie zu anderen Transfektions-und Markierungsverfahren erweitert werden.

<table><tbody><tr><td>Chloroform</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A1585</td><td>ACHTUNG: giftige und reizende Substanz sowie ein mögliches Karzinogen</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8045</td><td>ACHTUNG: starke Basis und stark korrosives Reagenz</td></tr><tr><td>Absolutes Ethanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>32205</td><td></td></tr><tr><td>Glasdeckglas&nbsp;</td><td>Marienfeld-Superior</td><td>111640</td><td>24 mm Durchmesser, 0,13-0,16 mm Dicke</td></tr><tr><td>0,2 mm Sterilfilter</td><td>Sarstedt</td><td>83.1826.001</td><td></td></tr><tr><td>CHO-Zellen</td><td>ATCC, USA</td><td>ATCC CCL-61</td><td>Chinesischer Hamster Ovarialzelllinie</td></tr><tr><td>6-Well-Zellkulturplatte</td><td>Nunc</td><td>140675</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F-12 Medium</td><td>GIBCO, Life Technologies</td><td>11039-021</td><td>Phenol-rot freies Medium</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum&nbsp;</td><td>Biochrom</td><td>S 0115</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin - Streptomycin</td><td>Pan Biotech GmbH</td><td>P06-07 100</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Pan Biotech GmbH</td><td>P10-23100</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Invitrogen, Life Technologies</td><td>11668-019</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM I Reduced Serum Medium</td><td>Invitrogen, Life Technologies</td><td>31985-047</td><td></td></tr><tr><td>Fluorophor-konjugiertes Benzylguanin</td><td>New England BioLabs</td><td>S9136S</td><td>SNAP-Surface Alexa Fluor 647. Stellen Sie eine 1 mM Stammlösung in DMSO her. Bei -20 °C lagern.</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A1584</td><td></td></tr><tr>Puffer <td></td><td></td><td>für die Bildgebung</td>: <td>137 mM NaCl, 5,4 mM KCl, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 10 mM HEPES, pH 7,3, sterilfiltriert</td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; NaCl</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A1371</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; KCl</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A3582</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; CaCl2</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A2303</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; MgCl2</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A3618</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; HEPES</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A3724</td><td></td></tr><tr><td>Bildgebungskammer</td><td>Molekulare Sonden, Life Technologies</td><td>A-7816</td><td>Attofluor-Zellkammer, für die Mikroskopie</td></tr><tr><td>TIRF-M</td><td>Leica</td><td></td><td>Modell: DMI6000B</td></tr><tr><td>TIRF-Objektiv</td><td>Leica</td><td>11 506 249&nbsp;</td><td>HCX PL Apo 100x/1.46 Öl CORR&nbsp;</td></tr><tr><td>EM-CCD Kamera&nbsp;</td><td>Roper Scientific</td><td></td><td>Photometrics Cascade 512B</td></tr><tr><td>Temperaturregler</td><td>Pecon</td><td></td><td>Tempcontrol 37-2 digitale</td></tr><tr><td>ImageJ-Software</td><td>NIH, USA</td><td></td><td>http://rsbweb.nih.gov/ij</td></tr><tr><td>u-track software</td><td>Labor für computergestützte Zellbiologie, Abt. für Zellbiologie, Harvard Medical School, USA</td><td></td><td>http://lccb.hms.harvard.edu/software.html</td></tr><tr><td>Matlab Software</td><td>The MathWorks, USA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

hochauflösende räumlich-zeitliche analyse der rezeptordynamik von einzelmolekül-fluoreszenzmikroskopie

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Einzelmolekül-Mikroskopie ist als ein leistungsfähiges Konzept, um das Verhalten von Signalmolekülen, insbesondere in Bezug auf jene Aspekte (zB., Kinetik, Koexistenz der verschiedenen Staaten und Bevölkerungen, transiente Wechselwirkungen), die in der Regel in Ensemblemessungen versteckt sind, wie die sich abzeichnen die mit biochemischen Standard oder Mikroskopieverfahren erhalten. So, dynamische Ereignisse, wie Rezeptor-Rezeptor-Wechselwirkungen, kann in Echtzeit in einem lebenden Zelle mit hoher raum-zeitlichen Auflösung verfolgt werden. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, die auf der Markierung mit kleinen und hellen organischen Fluorophore und totale interne Reflexion (TIRF) Mikroskopie einzelner Rezeptoren auf der Oberfläche von lebenden Zellen direkt sichtbar zu machen. Dieser Ansatz erlaubt es, genau zu lokalisieren Rezeptoren, messen Sie die Größe der Rezeptor-Komplexe, und erfassen dynamische Vorgänge, wie transient receptor-Rezeptor-Wechselwirkungen. Das Protokoll enthält eine detaillierte Beschreibung, wie perform eine Einzelmolekül-Experiments, einschließlich Probenvorbereitung, Bildaufnahme und Bildanalyse. Als ein Beispiel der Anwendung dieses Verfahrens auf zwei G-Protein-gekoppelten Rezeptoren zu analysieren, dh., Β 2-adrenergen und γ-Aminobuttersäure Typ B (GABA)-Rezeptor berichtet. Das Protokoll kann auch für andere Membranproteine ​​und verschiedene Zellmodelle, Transfektionsmethoden und Markierungsstrategien anpassen.

Das beschriebene Protokoll kann auf eine Vielzahl unterschiedlicher Membranproteine ​​verwendet werden. Als Beispiel sind mit β 2-adrenergen Rezeptoren und GABA B erhaltenen Ergebnisse repräsentativ 10 gemeldet. Seit fluoreszierenden Signale von einzelnen Molekülen schwach sind, ist die Minimierung der Hintergrundfluoreszenz der erste entscheidende Schritt zur erfolgreichen Ergebnissen. Daher ist es wichtig, intensiv gereinigt Deckgläser (2A) verwenden sowie Probe-Autofl...

Dieses Protokoll beschreibt, wie die Totalreflexions-Fluoreszenzmikroskopie verwendet wird, um einzelne Rezeptoren auf der Oberfläche lebender Zellen sichtbar zu machen und zu verfolgen und dadurch die laterale Beweglichkeit der Rezeptoren, die Größe von Rezeptorkomplexen sowie die Visualisierung transienter Rezeptor-Rezeptor-Wechselwirkungen zu analysieren. Dieses Protokoll kann auf andere Membranproteine ausgeweitet werden.

Hochauflösende Räumlich-zeitliche Analyse der Rezeptordynamik von Einzelmolekül-Fluoreszenzmikroskopie

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments ist es, einzelne Rezeptoren auf der Oberfläche lebender Zellen sichtbar zu machen und ihre Position, Bewegung und dynamische Assoziation zu supramolekularen Komplexen zu analysieren. Dies wird erreicht, indem Snap-markierte Rezeptoren in sehr geringen Mengen auf der Oberfläche lebender Zellen exprimiert und mit hellen organischen Fluorophoren markiert werden, um den Nachweis einzelner Moleküle zu ermöglichen. In einem zweiten Schritt werden die Zellen durch Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie sichtbar gemacht, was eine schnelle Bildsequenz einzelner Rezeptorpartikel ermöglicht, die sich auf der Zelloberfläche bewegen.Als nächstes werden automatisierte Detektions- und Tracking-Algorithmen auf die Bildsequenz angewendet, um die Position und Intensität jedes Rezeptorpartikels im Laufe der Zeit zu erhalten. Es werden Ergebnisse erhalten, die eine genaue Analyse der Größe von Rezeptorkomplexen in diesem Beispiel zeigen, beta zwei adrenerge Rezeptoren basierend auf einer gemischten Gaußschen Anpassung der Intensitätsverteilung der Partikel am Anfang der Bildsequenz. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Zellbiologie zu beantworten, z. B. wie sich unsere Rezeptoren in den Domänen der Oberfläche lebender Zellen organisieren.Wie interagieren sie miteinander, um Dimere und Oligomere zu bilden, und wie laufen dynamische Ereignisse an der Basis der Rezeptorsignalübertragung tatsächlich ab? Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber herkömmlichen biochemischen und mikroskopischen Methoden besteht darin, dass sie das Verhalten einzelner Rezeptoren in der natürlichen Umgebung untersucht und es uns so ermöglicht, wichtige Aspekte zu untersuchen, die typischerweise bei Ensemble-Messungen verborgen sind. Die Deckgläser für die Proben müssen umfassend gereinigt werden, um die Hintergrundfluoreszenz zu minimieren. Verwenden Sie während der Bildgebung eine saubere Pinzette, um einen Durchmesser von 24 Millimetern zu platzieren.Die Glasabdeckung wird in einen Eindeckglashalter gesteckt, der die einzelnen Eindeckgläser trennt. Setzen Sie den Halter mit den Deckgläsern in ein Becherglas und fügen Sie Chloroform hinzu, bis die Deckgläser abgedeckt sind. Decken Sie das Becherglas mit Alufolie ab, um die Verdunstung zu verringern, und beschallen Sie es in einem Bad.Eine Stunde lang bei Raumtemperatur beschallen. Nehmen Sie nach einer Stunde den Deckglashalter aus dem Becherglas und lassen Sie die Deckgläser trocknen. Setzen Sie dann den Halter mit den Deckgläsern in ein anderes Becherglas ein und fügen Sie fünf molare Natronlauge hinzu, bis die Deckgläser bedeckt sind.Decken Sie das Becherglas wie zuvor mit Folie ab und beschallen Sie es eine Stunde lang bei Raumtemperatur, setzen Sie den Deckglashalter in ein neues Becherglas um und waschen Sie es dreimal mit destilliertem Wasser. Legen Sie zum Schluss die gereinigten Deckgläser in eine mit 100 % Ethanol gefüllte Glaszellkulturschale. Hier sind Deckgläser vor und nach der Reinigung zu sehen, die mittels Totalreflexionsfluoreszenz oder Rasenmikroskopie abgebildet wurden.Cal-Kalibrierproben werden verwendet, um die Intensität einzelner fluoreszierender Moleküle während der Rasenmikroskopie abzuschätzen. Zur Vorbereitung der Proben lösen Sie den Fluoreszenzfarbstoff in dem entsprechenden Lösungsmittel auf. Bereiten Sie eine serielle Verdünnung des Fluoreszenzfarbstoffs von einer bis 10 Uhr vor, die von einem Picamolar bis zu einem Anolar reicht.Im Filter sterilisiertes Wasser. Waschen Sie die zuvor gereinigten Deckgläser, indem Sie sie in eine mit Filterwasser gefüllte Zellkulturschale geben. Legen Sie danach jedes Deckglas in eine Vertiefung einer Zellkulturplatte mit sechs Vertiefungen und warten Sie, bis es getrocknet ist, 20 Mikroliter jeder Fluoreszenzfarbstoffverdünnung auf einem separaten, gereinigten Deckglas aufsetzen.Lassen Sie die Abdeckungsschlüpflinge unter einer sterilen Haube trocknen. Schützen Sie die Deckgläser vor der Transfektion vor Licht und Staub bis zum Gebrauch. Bereiten Sie eine Zellkulturplatte mit sechs Vertiefungen vor. Waschen Sie die gereinigten Deckgläser mit sterilem PBS und legen Sie einen Deckglas in jede Vertiefung der Zellkulturplatte mit sechs Vertiefungen.Die CHO-Zellen, die für diese Studie transfiziert werden sollen, werden bei 37 Grad Celsius in 5 % CO2 in einem eins-zu-eins ECCOs modifizierten Adlermedium-Nährstoffgemisch F 12 kultiviert, ergänzt mit 10 % fötalem Rinderserum, Penicillin und Streptomycin nach Trypsin und Zählen der Zellen nach Standardmethoden: Aussaat bei einer Dichte von dreimal 10 bis zu den fünften Zellen pro Well. Lassen Sie die Zellen in der sechsten Vertiefungszellkulturplatte, die die Deckgläser enthält, 24 Stunden lang in einem Inkubator wachsen, um eine Co-Flüssigkeit von etwa 80 % zu erreichen, was der optimalen Zelldichte entspricht. Zur Transfektion.Der schwierigste Aspekt dieses Protokolls besteht darin, ein extrem niedriges Expressionsniveau von Membranrezeptoren auf der Zelloberfläche zu erreichen, um den Erfolg zu gewährleisten. Der Transfektionszustand. So müssen z.B. die Menge an plus media NA und die Zeit nach der Transfektion am Tag der Transfektion optimiert werden.Bereiten Sie die Transfektionsreagenzien vor, für die jeweils zwei Mikrogramm der gewünschten karierten DNA in 500 Mikrolitern optimalem Medium in einem anderen Röhrchen verdünnt werden. Für jede Vertiefung verdünnen Sie sechs Mikroliter Lipektomie 2000 in 500 Mikroliter Optum-Medium. Inkubieren Sie beide Röhrchen fünf Minuten lang bei Raumtemperatur.Nach fünf Minuten werden beide Lösungen in ein Röhrchen gegeben und zu einer Transfektionsmischung vermischt. Inkubieren Sie die Transfektionsmischung 20 Minuten lang bei Raumtemperatur. Bereiten Sie in der Zwischenzeit die CHO-Zellen vor.Waschen Sie die Zellen zweimal mit vorgewarntem PBS Nach dem zweiten Waschen ersetzen Sie PBS durch einen Milliliter phenolrotfreies D-M-E-M-F 12-Medium, das mit 10 % FBS ergänzt wurde, jedoch ohne Antibiotika. Geben Sie einen Milliliter der Transfektionsmischung tropfenweise in jede Vertiefung und schütteln Sie die Platte vorsichtig hin und her, um eine vollständige Mischung zu gewährleisten. Inkubieren Sie zwei bis vier Stunden lang bei 37 Grad Celsius in 5 % CO2, bevor Sie sofort mit der Proteinmarkierung fortfahren.Um dieses Verfahren zu beginnen, verdünnen Sie einen Mikroliter des Fluor-vier-konjugierten Benzoguine-Derivats oder der Fluor-Vier-BG-Stammlösung in einem Milliliter D-M-E-M-F-12-Medium, das mit 10 % FBS ergänzt wird, um eine Endkonzentration von einem Mikromolar zu erhalten. Nehmen Sie die transfizierten Zellen aus dem Inkubator und waschen Sie sie zweimal mit vorwarmem PBS. Ersetzen Sie PBS durch einen Milliliter einer mikromolaren Fluorlösung mit vier BG und inkubieren Sie 20 Minuten lang bei 37 Grad Celsius in 5 % CO2.Waschen Sie die Zellen anschließend dreimal mit D-M-E-M-F 12 Medium, das jeweils mit 10 % FBS ergänzt wird, gefolgt von einer fünfminütigen Inkubation bei 37 Grad Celsius. Verwendete Pinzette, um Deckgläser mit markierten Zellen in eine Bildgebungskammer zu übertragen. Zweimal mit 300 Mikrolitern Imaging-Puffer waschen.Fügen Sie 300 Mikroliter frischen Bildgebungspuffer hinzu und fahren Sie sofort mit der Aufnahme der Bildgebungsbilder fort. Unter Verwendung eines Rasenmikroskops, das mit einem Ölimmersionsobjektiv mit hoher numerischer Apertur, geeigneten Lasern, einem elektronenmultiplizierenden ladungsgekoppelten Gerät, einer Kamera und einem Inkubator sowie einer Temperaturregelung ausgestattet ist. Stellen Sie die gewünschten Mikroskopparameter ein, d. h. die Laserlinie, den Rasenwinkel, die Belichtungszeit, die Bildrate und die Anzahl der Bilder pro Film.Geben Sie einen Tropfen Immersionsöl auf das 100-fache Objektiv des Mikroskops. Platzieren Sie die Bildgebungskammer mit den markierten Zellen auf dem Probenhalter des Mikroskops und bringen Sie die Zellen in den Fokus. Verwendung von Hellfeldbeleuchtung.Wechseln Sie zur Rasenbeleuchtung. Halten Sie die Laserleistung so gering wie möglich, um die Suche nach der gewünschten Zelle zu ermöglichen, aber gleichzeitig das Photobleichen zu minimieren. Wählen Sie die gewünschte Zelle aus und fein.Passen Sie den Fokus an. Erhöhen Sie die Laserleistung auf ein Niveau, das die Visualisierung einzelner Flora-Vierer ermöglicht. Erfassen Sie eine Bildsequenz und speichern Sie die Rohbildsequenz zur Kalibrierung als TIFF-Datei.Montieren Sie jede Kalibrierprobe in der Bildgebungskammer und legen Sie sie auf das Mikroskop. Wählen Sie eine Probe mit gut getrennter Beugung. Begrenzte Flecken, die in einem einzigen Schritt bleichen.Die Bildsequenzen des Rasens werden anschließend auf die gleiche Weise aufgenommen, wie sie für die markierten Zellen gezeigt wird. Um eine Bildsequenz vorzubereiten, verwenden Sie eine Bildverarbeitungssoftware wie Image J, um die Bilder zuzuschneiden. Speichern Sie einzelne Frames als separate TIFF-Bilder in einem neuen Ordner, in dem die Frame-Nummer auf jedem Bild angegeben ist.Die Partikeldetektion und -verfolgung erfolgt mit einer nicht-kommerziellen Software wie U Track in einer MATLAB-Umgebung. Geben Sie an der MATLAB-Eingabeaufforderung movie selector, GUI ein. Um die Filmauswahloberfläche zu öffnen, folgen Sie den Anweisungen, um eine neue Filmdatenbank zu erstellen, die aus den zuvor gespeicherten separaten Bildern besteht.Geben Sie die Pixelgröße in Nanometern, das Zeitintervall in Sekunden, die numerische Apertur, die Bittiefe der Kamera und die Emissionswellenlänge des Fluorophors an, die für die Partikelerkennung und -verfolgung erforderlich sind. Speichern Sie die Filmdatenbank über die Filmauswahloberfläche. Führen Sie die Analyse aus, indem Sie einzelne Partikel als Objekttyp auswählen.Führen Sie den Erkennungsalgorithmus und dann den Tracking-Algorithmus aus. Verwenden Sie die im URAC-Paket enthaltene Movie-Viewer-Routine, um die Spuren zu visualisieren und die Qualität der Erkennung und Verfolgung zu überprüfen. Öffnen Sie die Punkt-MAT-Datei, um die Position und Amplitude der verfolgten Partikel bei jedem Frame anzuzeigen.Auch die Größe der Partikel kann aus den gewonnenen Daten berechnet werden. Hier ist das erste Bild einer typischen Rasenbildsequenz einer Zelle zu sehen, die mit Snap-markierten Beta-2-adrenergen Rezeptoren transfiziert und mit einem Fluor-4-konjugierten Benzylguinea-Derivat markiert wurde. Die Flecken stellen einzelne Rezeptoren oder Rezeptorkomplexe dar.Ein Detektionsalgorithmus wird auf dieselbe Bildsequenz angewendet, und jedes detektierte Partikel wird durch einen blauen Kreis angezeigt, der auf einen Tracking-Algorithmus angewendet wird. Bei gleicher Bildsequenz ergeben sich die blau dargestellten Trajektorien der einzelnen Partikel. Grüne Segmente stellen Zusammenführungsereignisse dar, und rote Segmente stellen Aufteilungsereignisse dar.Diese Methode erfasst auch dynamische Ereignisse. In diesem Beispiel durchlaufen zwei Partikel eine vorübergehende Wechselwirkung, bewegen sich für mehrere Frames zusammen und teilen sich wieder. Aus den Trajektorien der einzelnen Partikel werden ihre Diffusionskoeffizienten berechnet.Dieses repräsentative Ergebnis zeigt, dass der beta zwei adrenerge Rezeptor eine hohe Beweglichkeit aufweist. Während der Gaba-B-Rezeptor eine eingeschränkte Beweglichkeit aufweist, kann die Größe der Rezeptorkomplexe genau abgeschätzt werden, indem die Verteilungen der Partikelintensitäten mit einem gemischten Gaußschen Modell angepasst werden. Diese Analyse kann auch die Koexistenz von Monomeren und Dimeren aufdecken.Hier sind Beispiele für ein monomeres Rezeptorpartikel-Bleaching in einem Schritt und ein diametrales Rezeptorpartikel-Bleaching in zwei Schritten dargestellt. Diese Verfahren können erweitert und angepasst werden, um mit anderen Zelloberflächenproteinen, Nivellierungsmethoden und Zellmodellen zu arbeiten. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie einen sauberen Deckschlaf erzeugen, wie Sie niedrige Expressionswerte und eine effiziente Markierung mit hellen organischen Fluorstoffen erzielen sowie wie Sie Rasenbilder aufnehmen und analysieren, die alle wichtigen Schritte für einen erfolgreichen Einzelmolekül-T darstellen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Multiple-Target-Tracing ist ein Algorithmus für die Verfolgung von hausgemachten individuell markierten Moleküle in der Plasmamembran von lebenden Zellen entwickelt. Effiziente Erfassung, Abschätzung und Tracing-Moleküle im Laufe der Zeit bei hoher Dichte bieten eine benutzerfreundliche, umfassende Werkzeug, um nanoskalige Membran Dynamik zu untersuchen.

Mapping molekulare Diffusion in der Plasmamembran durch Multiple-Target Tracing (MTT)

Durch die Kennzeichnung die extrazellulären Domänen von Membranrezeptoren mit superecliptic pHluorin, und durch Abbilden diese Fusion Rezeptoren in kultivierten Maus Neuronen, können wir direkt visualisieren einzelnen vesikulären Insertionsereignisse der Rezeptoren in der Plasmamembran. Diese Technik wird maßgeblich bei der Aufklärung der molekularen Mechanismen, die Rezeptor-Insertion in die Plasmamembran.

Imaging Receptor Insertion in die Plasmamembran pHluorin-Tag in der Grundschule Cultured Mäuseneuronen

Die räumliche Verteilung und zeitliche Dynamik von Plasmamembranproteinen und Lipiden ist ein heißes Thema in der Biologie. Hier wird dieses Problem durch eine räumlich-zeitliche Bildfluktuationsanalyse gelöst, die konzeptionell die gleichen physikalischen Größen der Einzelpartikelverfolgung liefert, jedoch kleine molekulare Markierungen und Standardmikroskopie-Setups verwendet.

Von Fast Fluoreszenz-Imaging, um molekulare Diffusion Gesetz über Live Cell Membrane in einem kommerziellen Mikroskop

Wir beschreiben eine Technik zur gleichzeitigen Messung der kraftregulierten Einzelrezeptor-Liganden-Bindungskinetik und Echtzeit-Bildgebung der Kalzium-Signalübertragung in einem einzelnen T-Lymphozyten.

Fluoreszenz Biomembrane Kraft Sonde: Concurrent Quantifizierung von Rezeptor-Ligand-Kinetik und Binding-induzierte intrazelluläre Signaling auf Einzelzell

Kennzeichnung für die extrazelluläre Domäne eines Membranproteins mit einem pH-empfindlichen Fluorophors, superecliptic pHluorin (SEP), erlaubt die subzelluläre Lokalisierung, Ausdruck und Handel bestimmt werden. Imaging September-markierten Proteinen mit Totalreflexions-Fluoreszenzmikroskopie (TIRFM) ermöglicht die Quantifizierung von Proteinspiegel im peripheren ER und Plasmamembran.

pHluorin-getaggt Receptors Verwendung zu überwachen subzelluläre Lokalisierung und Handel

Hier präsentieren wir Ihnen eine praktische Anleitung für eine integrierte Mikroskopie Bausystem, das konventionelle Epi-fluoreszierende Bildgebung, Einzelmolekül-Erkennung-basierte Höchstauflösung Bildgebung und Multi-Color Einzelmolekül-Erkennung übergeht, einschließlich Einzelmolekül-Fluoreszenz Resonanz Energietransfer imaging, in einer Aufspannung auf kostengünstige Weise.

Durchführung von mehreren Imaging-Modi mit einem Fluoreszenzmikroskop

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll für die einzelnen Partikels tracking Bildanalyse, die quantitative Bewertung des Diffusionskoeffizienten, Arten von Bewegung und Cluster-Größen der einzelnen Partikel erkannt durch Fluoreszenz-Mikroskopie ermöglicht.

Bildverarbeitungs-Protokoll für die Analyse der Diffusion und Cluster-Größe von Membranrezeptoren durch Fluoreszenz-Mikroskopie

Die 3D-Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie wird verwendet, um die räumlichen Positionen und Bewegungsbahnen fluoreszierend markierter Proteine in lebenden Bakterienzellen zu untersuchen. Das hier beschriebene experimentelle und Datenanalyseprotokoll bestimmt das vorherrschende diffusive Verhalten von zytosolischen Proteinen auf der Grundlage gepoolter Einzelmolekülbahnen.

Single-Molecule Tracking-Mikroskopie - Ein Werkzeug zur Bestimmung der diffusiven Zustände von zytosolischen Molekülen

Dieser Artikel stellt eine Methode zur raumzeitlichen Analyse von mobilen, einzelmolekularen Förster-Resonanz-Energietransfer-basierten (smFRET)-basierten Sonden mittels Weitfeldfluoreszenzmikroskopie vor. Das neu entwickelte Software-Toolkit ermöglicht die Bestimmung von smFRET-Zeitspuren bewegter Sonden, einschließlich der korrekten FRET-Effizienz und der molekularen Positionen, als Funktionen der Zeit.

Automatisierte zweidimensionale raumzeitliche Analyse mobiler Einzelmolekül-FRET-Sonden

Diese Studie stellt ein detailliertes Verfahren zur Durchführung von Einzelmolekül-Fluoreszenz-Resonanzenergietransfer-Experimenten (smFRET) an G-Protein-gekoppelten Rezeptoren (GPCRs) unter Verwendung ortsspezifischer Markierung durch unnatürliche Aminosäureinkorporation (UAA) vor. Das Protokoll bietet eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für die Vorbereitung von smFRET-Proben, Experimente und Datenanalysen.

Visualisierung der Konformationsdynamik von Membranrezeptoren mit Einzelmolekül-FRET

Dieser Artikel bietet eine detaillierte Beschreibung, wie Proben für die Tracking von Einzelproteinen in festgestützten Lipiddoppelschichten erstellt werden können. Es erklärt außerdem ein einfaches Fluoreszenzmikroskop mit Einzelmolekülempfindlichkeit und hoher Bildrate. Abschließend skizzieren wir das Verfahren zur Extraktion von Einzelprotein-Trajektorien.

Verfolgung einzelner Proteine in Lipid-Doppelschichten mittels Fluoreszenzmikroskopie

Erfahren Sie, wie Sie Einzelmolekül-Fluoreszenzmikroskopie zur Analyse von Rezeptordynamik auf lebenden Zellen einsetzen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Rezeptorbewegung und Komplexbildung in Echtzeit.

Hochauflösende Räumlich-zeitliche Analyse der Rezeptordynamik von Einzelmolekül-Fluoreszenzmikroskopie

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