Name: Sensitive Detection von Proteopathic Seeding Aktivität mit FRET Durchflusszytometrie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 31 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie proteopathische Seeding-Aktivität mit FRET-Durchflusszytometrie sensitiv nachweisen. Diese Methode ermöglicht die hochspezifische Detektion niedriger Proteinaggregate in biologischen Proben für neurodegenerative Forschung.

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Diese Arbeit wurde vom Tau Consortium (M.I.D) unterstützt; National Institutes of Health Grant 1R01NS071835 (M.I.D.), ein Grant des Verteidigungsministeriums PT110816 (an M.I.D.), 1F32NS087805 (an J.L.F.) und 1F31NS079039 (an B.B.H.).

Hinweis: Dieses Protokoll betont die Verwendung von FRET Durchflusszytometrie zur Erfassung Seeding-Aktivität von Maus-biologischen Proben. Es ist auch mit rekombinanten Fibrillen und menschlichen biologischen Proben kompatibel. Maus Euthanasie und Gehirn der Ernte wurde in Übereinstimmung mit IACUC genehmigten Verfahren durchgeführt. 1. Gehirn Extraction <ol><li> Nach tiefe Betäubung mit Isofluran (2%), durchströmen eine Maus mit eiskaltem PBS, die 0,03% Heparin, und extrahieren Sie die Gehirn nach den in Gage et al Details. 18 </li><li> Zeigen extrahierten Gewebe in einem Kryo-Fläschchen, und Snap freeze indem in flüssigem Stickstoff. Alternativ einfrieren Gewebe auf Trockeneis. Wenn sie gefroren ist, übertragen Gewebe auf -80 ° C und Speicherung für eine längere Zeitspanne, falls erforderlich. Hinweis: Dieses Protokoll ist mit ganzen Hirnhomogenaten oder Mikro seziert Hirnregionen kompatibel. Siehe Hagihara et al. Für eine detaillierte Mikrodissektion Protokoll 19. </li></ol&gt; 2. Herstellung von Biological Impfmaterial <ol><li> Bereiten Homogenisierungspuffer durch Auflösen von Protease-Inhibitoren (EDTA frei) in 1x TBS (1 Tablette pro 10 ml). Vortex kräftig, und speichern Sie auf dem Eis. Protease-Inhibitoren muss EDTA kostenlos um Biosensor Zelllebensfähigkeit zu bewahren. </li><li> Wiegen gefrorenen Hirngewebe in einer Wegwerf wiegen Boot, und in ein 5 ml konischen Röhrchen. Hinzufügen eiskaltem Homogenisierungspuffer so daß die endgültige Lösung 10% Gewicht / Volumen. Temporäre Speicherung auf Eis. Gewebemasse und anschließende Homogenisation Puffervolumen wird in Abhängigkeit von der Größe des Gehirns und / oder Regionen variieren. Hier wird ein erwachsener Mäuse mit einem Gewicht von 0,2 g hemibrain in 2 ml einer 10% w / vol Lösung suspendiert. </li><li> Transfer von Proben in einem kalten Raum, und stellen Sie eine Ultraschallsonde, um den entsprechenden Einstellungen. Für Sondenbeschallung mit einem Omni Ruptor (hier abgebildet) stellen Sie den Haupt zu 20%, was etwa 75 W. Verwenden Sie eine Impuls-Modus entspricht, um sicherzustellen, Proben nicht ovwährend der Beschallung er-erhitzt. Stellen Sie den Impulsgeber zu 30%, entsprechend ca. 500 msec. </li><li> Reinigen Sie die Spitze der Ultraschallsonde durch Spülen mit Wasser, Isopropanol und Wasser wieder, Abwischen der Sonde zwischen jeder Lösung. Achten Sie darauf, spülen Sie und wischen Sie sowohl die Seiten und der Boden der Sonde mit Lab-Wischtücher. </li><li> Arbeiten mit einer Probe zu einer Zeit, tauchen Sie die Sondenspitze in die Homogenisierungspuffer, und starten Sie das Ultraschallgerät. Verwendung der oben beschriebenen Kraft und Impulsgeber Einstellungen liefern insgesamt 25 Impulse. Stellen Sie sicher, dass Gewebe ist völlig in der Schwebe. Seien Sie vorsichtig, um das Schäumen der Probe in diesem Schritt zu vermeiden. HINWEIS: Die Proben sind anfällig für schäumende, wenn a) die Gesamtlautstärke ist gering, oder b) das Homogenat erwärmt. Mit dieser spezifischen Instruments, nicht mit einem Volumen von weniger als 250 &amp; mgr; l zu beschallen. Um sicherzustellen, Proben bleiben gekühlt, können Röhrchen auf Eis bei diesem Schritt gespeichert werden. </li><li> Reinigen Sie die Sonde durch Wischen entfernt restliche Lysat, liefern dann 10 Impulse in einen Becher of sauberes Wasser. Die Seiten und der Boden der Sonde mit Wasser, Isopropanol und Wasser wieder ausspülen (wie in Schritt 2.4), Wisch Trocknen zwischen jedem Schritt. Um Verunreinigungen zu vermeiden, spülen Sie die Sonde in zwischen den Proben. HINWEIS: Tau-Aggregaten, haben wir gefunden, daß strengere Reinigungsverfahren zur Verhinderung von Probe zu Probe Kontamination erforderlich sind. Andere Amyloide können jedoch zusätzliche Pflege, die wurde ausgiebig in der Literatur beschrieben 20,21 erforderlich. </li><li> Speicher Homogenate auf Eis, bis alle Proben verarbeitet worden sind. </li><li> Spin Homogenate bei 21.300 · g für 15 min bei 4 ° C. </li><li> Den Überstand in einem sauberen Rohr, kümmert sich nicht um das Pellet zu stören. Entsorgen Sie das Pellet. Aliquots des Überstands und Speichern Lysate bei -80ºC zur weiteren Verwendung. Vermeiden Einfrieren / Auftauen der Homogenate jedoch, wie dies reduziert Impfeffizienz. </li></ol> 3. Replattierung Biosensor-Zellen HINWEIS:Verwenden Sie vier Zelllinien für diesen Test: HEK 293T (Zelllinie # 1), RD-P301S-CFP (Zelllinie # 2), RD-P301S-YFP (Zelllinie # 3) und RD-P301S-CFP / YFP ( Zelllinie # 4). Beziehen Sie sich auf Tabelle 1 für die Beiträge der einzelnen Zelllinie auf den Test. <ol><li> In einer sterilen Umgebung ansaugen Kulturmedium. Spülen Sie Zellen mit warmem PBS und absaugen. Trypsinize Zellen (3 ml Trypsin-EDTA (0,05%)) für 3 min, gequenscht mit warmem Kulturmedium (9 ml DMEM, 10% FBS, 1% Pen / Strep, 1% Glutamax), und Zellen, die unverzüglich in einen konischen Rohr. </li><li> Zentrifuge Zellen bei 1.000 × g für 5 min bei RT. Saugen Sie Medium, und resuspendieren Zellpellet in warmem Kulturmedium. </li><li> Verwendung eines Hämocytometer, bestimmen die Zelldichte für jede Zelllinie. Zelldichte in Abhängigkeit von Konfluenz zum Zeitpunkt der Ernte und Resuspensionsvolumen variieren. Die Zellen aus einer 10-cm-Schale mit 90% Konfluenz in 10 ml Medium geerntet, zur Zelldichte etwa 1 Millionen Zellen / ml liegen. </li><li> Machenein Master-Mix aus Zellen + Medium derart, dass jede Vertiefung einer Platte mit 96 Vertiefungen werden jeweils 35.000 Zellen in 130 ul Medium enthalten (beispielsweise um einen Master-Mix für 100 Vertiefungen bilden, Resuspendieren 3,5 Millionen Zellen in 13 ml Medium). Ändern Sie die Zellzahl auf einzelne Versuchspläne und Zeitpläne passen. Für Zellbehandlung ~ 18 Stunden nach dem Plattieren hinzufügen 35.000 Zellen in jede Vertiefung einer 96-Well-Platte. </li><li> Unter Verwendung einer Mehrkanalpipette langsam pipettieren 130 ul des Master-Mix Zellsuspension in jede Vertiefung einer flachen Boden, Gewebekultur-behandelten 96-Well-Platte. Während Plattierung, legen Sie die Pipettenspitze in der Mitte des Brunnens, den Boden der Platte berührt. Hinweis: Obwohl Plattieren Format kann geändert werden, so dass n = 4 Vertiefungen für jede der Zelllinien 1-3 pro Platte empfohlen. Der Rest der Platte (n = 84) für die Zelllinie # 4 (Biosensor-Zellen) vorbehalten. </li><li> Lassen Sie die Zellen, indem man die Platte ungestört für 10 Minuten bei RT zu begleichen. Inkubieren O / N bei 37 ° C, 5% CO 2 und &amp;# 8805; 80% relative Luftfeuchtigkeit. </li></ol> 4. Behandlung von Zellen HINWEIS: Die folgenden Tages, als Tau-Biosensor-Zellen sind 60-65% konfluent, bereiten Samenübertragung Komplexe wie folgt: <ol><li> In einem Rohr, zu verbinden Transfektionsreagenz wie Lipofectamin mit serumreduzierten wie Opti-MEM, um einen Master-Mix zu machen. Pro Loch, fügen 1,25 ul Transfektionsreagenz und 8,75 &amp; mgr; verringert Serum Medien. Flick Rohr sanft zu mischen, kurz spin down, und Inkubation für 5 min bei RT. </li><li> In einem anderen Rohr, Drill Material (Aliquot des Lysats aus Schritt 2.9) mit reduziertem Serum Medien. HINWEIS: Volumen des Impfmaterials wird entsprechend der einzelnen Tests variieren. Bei der Auswahl der Samenvolumen, berücksichtigen: Fülle von Samen in einer Probe und potentielle Toxizität. Crude Homogenate können Zellen toxisch sein. Als solche, die niedrigste Lautstärke möglich, um die gewünschte Wirkung zu überwachen. Zuvor getesteten Mengen an Lysat / well Bereich from 1-5 &amp; mgr; l, das entspricht 5-20 &amp; mgr; g Gesamtprotein. Stellen Sie sicher, dass das Gesamtvolumen pro Vertiefung (Samen + reduzierten Serum Medien) ist 10 &amp; mgr; l. </li><li> Kombinieren Sie Inhalte aus den beiden in 4.1 und 4.2, Flick beschrieben zum Mischen leicht Rohre, kurz Spin-Down (1000 · g, 5 sec), und Inkubation bei Raumtemperatur für mindestens 20 min und bis zu 2 Std. </li><li> Vorsichtig pipettiert 20 ul Transduktionskomplex auf der Seite der einzelnen Biosensor Vertiefungen. Verwenden Sie drei technische Replikate, wenn möglich. Zurückzukehren behandelten Zellen in den Inkubator für 24-48 Std. Inkubiere unter denselben Bedingungen wie in Schritt 3.6 beschrieben. HINWEIS: Die entsprechenden Negativkontrolle Voraussetzung für diese Einstellung ist Biosensor-Zellen mit leeren Liposomen (dh Liposomreagenz + reduzierten Serummedien) behandelt, weil die Anwendung von Phospholipiden führt eine leichte Verschiebung in der Fluoreszenz-Profil in Bezug auf Zellen, um unbelichtete Liposomreagenz Biosensor. </li></ol> 5. Ernte Cells für FRET Durchflusszytometrie <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Hinweis: Vor Ernten der Zellen-Regel 24-48 Stunden nach der Behandlung ist es möglich, eine Vorab-Auslesen der Aussaat Aktivität zu erhalten unter Verwendung des GFP-Filter auf einem Standard-invertierten Fluoreszenzmikroskop. Zellen ohne Keimmaterial (dh leere Liposomen) behandelt werden diffuse Fluoreszenz zeigen, wohingegen Zellen, die mit Samenmaterial behandelt werden intensive punktförmige und netzartige intrazelluläre Einschlüsse (1A - B) zeigen. <ol><li> Unter Verwendung einer Mehrkanalpipette absaugen alle Zellmedium (150 ul),. Trypsinieren (50 ul) Zellen für 5 min und Abschreckflüssigkeit mit 150 ul Kulturmedium gekühlt. Fügen Sie nicht einen PBS spülen, bevor in diesem Schritt Trypsinierung, denn es kann Zell Heben und anschließende Zellverlust führen. Keine verunreinigenden toten Zellen und Trümmer auszuschließen während Durchflusszytometrie über Gating-Strategien. </li><li> Unmittelbar nach dem Abschrecken, Transferzellen in eine 96-Well-Rundbodenplatte und Zentrifuge bei 1.000 × g für 5 min bei RT. </li><li> Absaugen und entsorgen Medium, wobei darauf zu achten das Zellpellet zu stören. </li><li> Sanft, aber gründlich, Zellpellet in 50 ul 2% Paraformaldehyd, und Inkubation für 10 min. Alternativ können Sie Zellen leben, obgleich Fixierung bietet saubere und konsistente Ergebnisse. </li><li> Zentrifuge Zellen bei 1.000 × g für 5 min bei RT. Absaugen und entsorgen Paraformaldehyd, wobei darauf zu achten das Zellpellet zu stören. </li><li> Sanft, aber gründlich, Zellpellet in 200 ul gekühlt Durchflusszytometrie-Puffer (HBSS, 1% FBS 1 mM EDTA) und führen Sie die Platte so schnell wie möglich zu Zelle Verklumpung zu vermeiden. </li></ol> 6. FRET Durchflusszytometrie HINWEIS: Verwenden Sie ein Durchflusszytometer wie die MACSQuant VYB, die mit FRET-kompatiblen Laserlinien und Filtersätze (Tabelle 2) ausgestattet ist. Für jeden Schritt in diesem Abschnitt, klicken Sie auf die auch von Interesse unter Verwendung der Software 96-Loch-Vorlage, und klicken Sie auf&quot;Play&quot;, um Probenaufnahme und Durchfluss beginnen. Machen Grundstücke oder Statistiktabellen, indem Sie auf die &quot;neue Analysefenster&quot; -Symbol. Ändern Achsparameter auf einzelne bivariate Grundstücke, indem Sie auf den Titel auf der X- oder Y-Achse und der Auswahl der geeigneten Filter. Um Zellpopulationen oder Fluoreszenzsignale zu verschieben, erhöhen oder verringern die Spannungen mit den entsprechenden Filter zugeordnet ist. Mit diesem Instrument laufen &lt;1.000 Veranstaltungen / sec, um eine genaue Einzelzellenüberwachung zu gewährleisten. <ol><li> Machen Sie ein Side Scatter-Area (SSC-A) vs Forward Scatter-Umgebung (FSC-A) bivariate Grundstück und mit Zelllinie # 1 laufen, passen Sie die SSC und FSC-Spannungen bis die Zellpopulation in der linken unteren Quadranten. Klicken Sie auf das Polygon-Werkzeug, und definieren die Zellpopulation (Tor P1). Für alle Gating-Parameter siehe Abbildung 2. </li><li> Machen Sie eine FSC-H (Höhe) vs FSC-A bivariate Grundstück und gelten Tor P1 zu dieser Handlung, indem Sie auf &quot;live&quot; über der Handlung, und die Auswahl P1. Mit Zelllinie # 1läuft, klicken Sie auf das Polygon-Werkzeug und definieren Einzelzellen (Tor P2). </li><li> Machen 3 Histogramm Plot, eine für jeden der Filter von Interesse: CFP, YFP und FRET. Bewerben Tor P2, alle diese Grundstücke, indem Sie auf &quot;live&quot; über die Grundstücke und die Auswahl P2. Mit Zelllinie # 1 läuft, stellen Spannungen, so dass die mittlere Zellpopulation in der GFP, YFP, und FRET-Histogramme sind alle zwischen 0 und 1. Zum Messen GFP und FRET, erregt Zellen mit der 405 nm-Laser und Capture-Fluoreszenz mit ein 450/50 nm und 525/50 nm-Filter auf. Um zu messen, YFP, erregt Zellen mit einem 488 nm Laser-und Capture-Fluoreszenz mit einer 525/50-nm-Filter. Laser- und Filtereinstellungen sind ferner in Tabelle 2 beschrieben. </li><li> Führen Ausgleich für CFP Spillover in die FRET und YFP-Kanälen. HINWEIS: Kompensation ist der Prozess der Fluoreszenzstreuung Korrektur. Fluoreszenzstreuung tritt auf, wenn die Fluoreszenzemission von einem Fluorochrom innerhalb eines Filter desi detektiertengned zum Signal von einem anderen Fluorochrom zu messen. Mit der richtigen Kompensation kann die GFP Spillover-Fluoreszenz der FRET und YFP Kanäle entfernt werden. HINWEIS: Kompensation erfordert die Anwesenheit von beiden Fluoreszenz-positiven und -negativen Zellen. Somit an GFP-positiven Zellen zu kompensieren (Zell-Linie # 2), negative Zellen (Zelllinie # 1) auf der Probe vor dem Durchlauf hinzugefügt. <ol><li> Spike in 30 ul Zelllinie # 1-Suspension aus einer Hand gut in 200 ul Zelllinie # 2 Suspension unmittelbar vor der Kompensation. </li><li> Klicken Sie auf das Symbol &quot;Geräteeinstellungen&quot; und dann Registerkarte &quot;Entschädigung&quot;, und überprüfen Sie &quot;Matrix&quot;, um die Kompensationstabelle zu öffnen. </li><li> Machen Sie eine FRET-A vs GFP-A bivariate Handlung, und wenden Sie Gate P2, wie in Schritt 6.3 beschrieben. Mit Zelllinien 1 + 2 läuft, klicken Sie auf das Symbol &quot;Quadranten&quot; und zeichnen Quadranten, so dass die Fluoreszenz-negative und -positive Populationen werden durch die unteren zwei Quadranten getrennt (Tore LL3 einnd LR3, respectively). </li><li> Erstellen Sie eine Statistiktabelle, die die mittlere Fluoreszenzintensität (MFI) von FRET für die LL3 und LR3 Gates zeigt. Stellen Sie den Parameter FRET in der Kompensationsmatrix, bis der MFI des FRET-Signals entspricht zwischen LL3 und LR3. Nach diesem Schritt der MFI des FRET-Signals ist gleich zwischen ungefärbten Zellen und GFP-positiven Zellen, was auf die Abwesenheit von GFP Spillover in die FRET-Kanal. </li><li> Einen YFP-A vs GFP-A bivariate Handlung, und wenden Sie Gate P2, wie in Schritt 6.3 beschrieben. Zeichnen Quadranten (LL4 und LR4) ähnlich wie in Schritt 6.4.3 durchgeführt. </li><li> Erstellen Sie eine Statistiktabelle, die die MFI von YFP für LL4 und LR4 zeigt. Passen Sie die Parameter-YFP in der Kompensationsmatrix, bis der MFI des YFP-Signal entspricht zwischen LL4 und LR4. Nach diesem Schritt wird die MFI einer YFP-Signal ist gleich zwischen ungefärbten Zellen und GFP-positiven Zellen, was auf die Abwesenheit von GFP Spillover in die YFP-Kanal. </li></ol></li><li> Follaufgrund Gate Setup-und Entschädigung, markieren Brunnen von Interesse und führen Sie den Rest der Platte. </li><li> Nachdem alle Proben, indem Sie auf &quot;Datei&quot; und dann &quot;Kopieren&quot; ausgeführt wurde, Exportdatendateien. Wählen Sie die Registerkarte &quot;Dateien&quot;, markieren Sie den Versuch Ordner, und klicken Sie auf &quot;Kopieren&quot;. </li></ol> 7. Datenanalyse HINWEIS: Achsenparameter ändern zu einzelnen bivariate Grundstücke, indem Sie auf den Titel auf der X- oder Y-Achse und der Auswahl der geeigneten Filter. <ol><li> FCS offene Dateien in der Durchflusszytometrie-Analyseprogramm. </li><li> Basierend auf Streueigenschaften, verwenden eine polygonale Gate, um die Zellpopulation (SSC gegen FSC) und Singulett-Bevölkerung (FSC-H vs FSC-A) von Zellen mit leeren Liposomen behandelt ähnlich wie in Abschnitt 6 beschrieben definieren. </li><li> Wenn CFP Vergütung wurde während der Installation durchgeführt wird, nicht weiter anpassen GFP. </li><li> Erstellen Sie eine FRET vs YFP bivariate Grundstück. Verwendung von Zelllinie # 3Definieren Sie eine falsche FRET-Gate durch Ziehen einer polygonalen Tor, das entlang der Steigung der FRET-positive Zellpopulation führt. Dieses Tor schließt YFP single-positive Zellen, die ein Signal innerhalb des FRET Filter zu emittieren, und ist ähnlich dem zuvor durch Verbieten et al gezogen. 22 </li><li> Definieren Sie eine FRET-Gate durch Auftragen leere Liposomen behandelt CFP / YFP-Zellen auf einem FRET vs GFP bivariate Grundstück. Einführung einer polygonalen Gate entlang der Neigung der Bevölkerung, die sich nach oben erstreckt und weg von der Bevölkerung nach links. Dieses Tor sollten die meisten Zellen (~ 99%), schließen, so daß Hintergrund FRET ≥1% der Zellen. Alle Ereignisse, die in diesem Tor verschieben werden als FRET-positiv. Hinweis: Jeder einzelnen oben beschriebenen Gate mit allen Proben vor dem Bau nachfolgenden Gates angelegt. Nach der Analyse werden vier einzelne Gates definiert (Zellpopulation; Singulett; falsche FRET; FRET). </li><li> Nehmen Sie Analyseparameter von Interesse, darunter: Prozent FRET Positivität und MFIFRET-positiven Zellen. Manuell berechnen die integrierte FRET Dichte durch Messung der Produkt von Prozent Positivität und MFI. HINWEIS: Wenn integriert FRET Dichte als Endziel, Set Hintergrund FRET und MFI größer oder gleich 1 ist, um die Berechnung eines Produkts, das weniger als die beiden einzelnen Faktoren zu vermeiden (wie in Schritt 7.5 definiert sind) verwendet wird. </li></ol>

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<li>Morozova, O. A., March, Z. M., Robinson, A. S., Colby, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conformational+Features+of+Tau+Fibrils+from+Alzheimer%27s+Disease+Brain+Are+Faithfully+Propagated+by+Unmodified+Recombinant+Protein%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Conformational Features of Tau Fibrils from Alzheimer's Disease Brain Are Faithfully Propagated by Unmodified Recombinant Protein.</a> Biochemistry. , (2013).</li>
<li>Sui, D., Liu, M., Kuo, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+aggregation+assays+using+hyperphosphorylated+tau+protein%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In vitro aggregation assays using hyperphosphorylated tau protein.</a> J Vis Exp. (95), e51537(2015).</li>
</ol>

Dieser Assay wurde an Janssen Pharmaceuticals lizenziert.

Die hier beschriebene FRET Durchflusszytometrie-System ist ein leistungsfähiges Werkzeug für die schnelle und quantitative Beurteilung tau Aussaat Aktivität. Es erfordert nur moderate Zellkulturerfahrung und Grundkenntnisse in FRET und Durchflusszytometrie. Andere Seeding-Assays, wie Thioflavin T - die verstärkte Fluoreszenz zeigt, wenn es um Beta-Faltblatt-Struktur gebunden - sind aufwendig und erfordern ein reines, rekombinantes Protein-Substrat. Zusätzlich kann in vitro Aussaat Assays für tau sind n...

Die intrazelluläre Akkumulation von tau Amyloide definiert Tauopathien, wie Alzheimer-Krankheit. In frühen Krankheitsstadien, wird Pathologie allgemein auf diskreten Bereichen des Gehirns lokalisiert ist, aber mit Fortschreiten der Krankheit, Pathologie sind immer an unterschiedliche neuronale Netzwerke 1-5 ausbreitet. Mehr deutet darauf hin transzellulären Ausbreitung toxischer Proteinaggregaten zugrunde liegt diese Pathologie (in 6-10 prüft). In diesem Modell werden proteopathic Samen (zB tau) von Spenderzellen freigesetzt und geben Nachbarzellen, die Umwandlung nativen Tau-Protein in die fehlgefalteten Form über templated Konformationsänderung 11-15. Der hier beschriebene Assay wurde entwickelt, um solche Aussaat Aktivität empfindlich detektieren. Es ist mit einem rekombinanten Protein und biologischen Proben kompatibel und ermöglicht die Quantifizierung von Minute Ebenen proteopathic Aussaat Aktivität 16. HEK 293T-Zellen, die stabil exprimieren tau repeat domain (RD), das die krankheitsassoziierte Mutation P301S entweder GFP oder YFP fusioniert (nachstehend tau-RD-CFP / YFP-Zellen bezeichnet) dienen als stabile Biosensor seeding Aktivität. In Abwesenheit von proteopathic Samen, die Zellen aufrechtzuerhalten tau als lösliches Monomer und keinen nennenswerten Hintergrund FRET. Spontane Aufnahme oder die Liposomen-vermittelte Transduktion tau Samen in Zellen resultiert jedoch in RD-CFP und YFP RD-Aggregation, die eine FRET-Signals, die innerhalb einzelner Zellen über Durchflusszytometrie gemessen wird erzeugt. Zahlreiche Komponenten dieses Tests wurden entwickelt, um die Empfindlichkeit zu erhöhen und verringern die Variabilität. Ein monoklonaler Zelllinie mit einem 1: RD-CFP / YFP Expressionsverhältnis 1 wurde ausgewählt, da sie eine optimale Signal: Lärm. Zur Erhöhung der Empfindlichkeit, sind Phospholipide verwendet werden, um Samen einzuführen direkt in Zellen (wenn auch in biologischen Mechanismen der Aufnahme zu studieren, kann diese weggelassen werden). Schließlich Durchflusszytometrie Monitoren FRET auf Bevölkerungsebene und einer einzelnen Zelle<html> Ebene, im Gegensatz zu anderen Proteinaggregation Assays. Das endgültige Ergebnis zu messen, integrierte FRET Dichte ist hoch quantitative und gehen sowohl die Zahl der Zellen mit Aggregation und dem Grad der Aggregation innerhalb jeder Zelle aufgetreten. Alle diese optimierten Parameter zu verbessern Empfindlichkeit und Reproduzierbarkeit zu gewährleisten. Dieses System wurde vor kurzem in einer umfassenden Studie an transgenen Mäusen P301S Tauopathie 17, die die zeitliche Entstehung und Progression von Tau-Seeding-Aktivität im Vergleich zu anderen gängigen tau pathologischen Markern (zB MC1, AT8, PG5 und Thioflavinen) bewertet beschäftigt. Seeding-Aktivität ist bei weitem der frühesten und robusten Marker der tau-Pathologie bewertet vorhergehenden histologischen Nachweis von mindestens 6 Wochen. Seeding Aktivität scheint bei 1,5 Monaten steigt progressiv mit dem Alter zu, was auf eine kausale Rolle der proteopathic Samen bei der Entstehung und / oder Progression der Neurodegeneration 16. e_content &quot;&gt; Genaue Quantifizierung von Minuten Levels von Saatgut aus biologischen Proben können Studien, die Anfang der Krankheitsfortschritt überwachen zu erleichtern. Durch die Verkürzung Studiendauer und ermöglicht Verwendung von jüngeren Tieren, könnte dies die Effizienz und Genauigkeit der präklinischen Tierversuchen zu erhöhen. Zum Beispiel in das P301S Maus zuvor beschrieben, konnten Leitstrukturen so früh wie 4-6 Wochen geliefert werden (unmittelbar vor oder am Beginn der Aussaat Aktivität) und zur Wirksamkeit von 2-4 Wochen beobachtet. Die Bestimmung ist genau keine Verringerungen der Aussaat zu quantifizieren Aktivität. FRET Durchflusszytometrie wurde in vitro Screening-Anwendungen. Zum Beispiel können anti-tau-Reagenzien (zB Antikörper, von kleinen Molekülen etc.) schnell auf ihre Fähigkeit Impfen Induktion direkt in Kultur unter Verwendung von entweder rekombinanter tau zu Block prüfenden Aggregate oder Gehirn stamm Lysaten als Keimquelle (Abbildung 5). Mit diesem Setup einmal Keimmaterial hergestellt wird, eine Ex-Experiment dauert nur drei Tage, um abzuschließen, einschließlich der Datenanalyse. Die schnelle Quantifizierung von proteopathic Aussaat Aktivität kann somit zu erleichtern viele Studien der Neurodegeneration.

<table><tbody><tr><td>TBS</td><td>Sigma</td><td>T5912</td><td></td></tr><tr><td>cOmplete Protease-Inhibitoren (EDTA-frei)</td><td>Roche</td><td>4693159001</td><td></td></tr><tr><td>Kryo-Fläschchen</td><td>Sarstedt</td><td>72.694.006</td><td></td></tr><tr><td>Analysenwaage</td><td>Mettler Toledo</td><td>XSE 105DU</td><td></td></tr><tr><td>Wägeschiffchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-735-743</td><td></td></tr><tr><td>15 ml konisches Röhrchen</td><td>USA Scientific</td><td>1475-0501</td><td></td></tr><tr><td>Omni Sonic Ruptor Ultraschall-Homogenisator</td><td>Omni International</td><td>18-000-115</td><td></td></tr><tr><td>Mikrospitze für Ultraschall-Homogenisator</td><td>Omni International</td><td>OR-T-156</td><td></td></tr><tr><td>2-Propanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A451</td><td></td></tr><tr><td>Ohrenschützer mit Geräuschunterdrückung</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-145-412</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Fisher Scientific</td><td>S47299</td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml Röhrchen</td><td>USA Scientific<</td><td>a href="http://www.usascientific.com/Seal-Rite-1.5-ml-tube-sterile.aspx">1615-5510</a></td><td></td></tr><tr><td>Mikrozentrifuge&nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>5424 000.215</td><td></td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Life Technologies</td><td>14190-136</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Life Technologies</td><td>11965-084</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>HyClone</td><td>SH30071.03</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Life Technologies</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMax</td><td>Life Technologies</td><td>35050-061</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Life Technologies</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>50 ml konische Röhrchen</td><td>Phenix Research</td><td>SS-PH15</td><td></td></tr><tr><td>25 ml Reagenzien-Resevoirs</td><td>VWR</td><td>41428-954</td><td></td></tr><tr><td>Mehrkanalpipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>TI13-690-049</td><td></td></tr><tr><td>96-Well-Platten mit flachem Boden</td><td>Corning</td><td>3603</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM</td><td>Life Technologies</td><td>31985-070</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Invitrogen</td><td>11668019</td><td></td></tr><tr><td>96 Well runde Bodenplatten</td><td>Corning</td><td>3788</td><td></td></tr><tr><td>16% Paraformaldehyd</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>Sciences RT 15710</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5493</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>ED2SS</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Life Technologies</td><td>14185-052</td><td></td></tr><tr><td>Sorvall ST 40 Zentrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>75004509</td><td></td></tr><tr><td>BIOLiner Schwingschaufelrotor</td><td>Thermo Scientific</td><td>75003796</td><td></td></tr><tr><td>Hämazytometer</td><td>VWR</td><td>15170-172</td><td></td></tr><tr><td>MACSQuant VYB Durchflusszytometer</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-096-116</td><td></td></tr><tr><td>Chill 96 Gestell</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-094-459</td><td></td></tr><tr><td>Flow Jo Analysesoftware</td><td>Flow Jo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>20 &mu; l Pipettenspitzen</td><td>Rainin</td><td>GPS-L10</td><td></td></tr><tr><td>200 &mu; l Pipettenspitzen</td><td>Rainin</td><td>GPS-250</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Pipettenspitzen</td><td>Rainin</td><td>GPS-1000</td><td></td></tr><tr><td>200 &mu; l Pipettenspitzen</td><td>USA Scientific</td><td>1111-1800</td><td></td></tr><tr><td>5 ml serologische Pipette</td><td>Phenix Research</td><td>SPG-606180</td><td></td></tr><tr><td>10 ml serologische Pipette</td><td>Phenix Research</td><td>SPG-607180</td><td></td></tr><tr><td>25 ml serologische Pipette</td><td>Phenix Research</td><td>SPG-760180</td><td></td></tr></tbody></table>

sensitive detection von proteopathic seeding aktivität mit fret durchflusszytometrie

Sensitive Detection of Proteopathic Seeding Activity with FRET Flow Cytometry

Immer mehr Beweise unterstützen die transzelluläre Vermehrung von toxischen Proteinaggregaten oder proteopathischen Seeds als Mechanismus für die Initiierung und das Fortschreiten der Pathologie bei mehreren neurodegenerativen Erkrankungen, einschließlich der Alzheimer-Krankheit und den damit verbundenen Tauopathien. Die potenziell entscheidende Rolle von Tau-Samen bei der Krankheitsprogression spricht für die Notwendigkeit eines sensitiven Assays, der die Aussaataktivität in biologischen Proben leicht nachweisen kann. 
Durch die Kombination der Spezifität des Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfers (FRET), der Empfindlichkeit der Durchflusszytometrie und der Stabilität einer monoklonalen Zelllinie wurde ein hochempfindlicher Seeding-Assay entwickelt, der mit der Keimdetektion von rekombinanten oder biologischen Proben, einschließlich Homogenaten des menschlichen und des Mausgehirns, kompatibel ist. Der Assay verwendet monoklonale HEK 293T-Zellen, die die aggregationsanfällige Wiederholungsdomäne (RD) von Tau stabil exprimieren, die die krankheitsassoziierte P301S-Mutation beherbergt, die entweder mit CFP oder YFP fusioniert ist und bei der Proteinaggregation ein FRET-Signal erzeugt. Die Aufnahme von proteopathischen Tau-Seeds (aber nicht von anderen Proteinen) in die Biosensorzellen stimuliert die Aggregation von RD-CFP und RD-YFP, und die Durchflusszytometrie überwacht diese aggregationsinduzierte FRET sensitiv und quantitativ. Der Assay detektiert femtomare Konzentrationen (Monomeräquivalent) von rekombinanten Tau-Samen, hat einen dynamischen Bereich von drei Größenordnungen und ist kompatibel mit Gehirnhomogenaten von Tauopathie-transgenen Mäusen und menschlichen Tauopathie-Probanden. Mit leichten Modifikationen kann der Assay auch die Seeding-Aktivität anderer proteopathischer Seeds, wie z. B. α-Synuclein, nachweisen und ist auch mit primären neuronalen Kulturen kompatibel. Die Leichtigkeit, Sensitivität und breite Anwendbarkeit der FRET-Durchflusszytometrie macht sie nützlich, um ein breites Spektrum von Proteinaggregationsstörungen zu untersuchen.

FRET Durchflusszytometrie ermöglicht empfindliche, quantitative und schnelle Erkennung von Aussaat Aktivität von rekombinantem oder biologischen Proben. Assay Einrichtung leicht ist: Monoklonaler abgeleitete stabile Zelllinien, die tau-RD-CFP / YFP mit Impfmaterial transduziert, 24-48 h inkubiert und zogen Zytometrieanalyse (1A) fließt. In Abwesenheit von Samen, Biosensorzellen aufrechtzuerhalten tau in einer löslichen, monomeren Form (Abbildung 1B). In Gegenwart der Samen jedoch Biosen...

Zell-zu-Zell-Transfer von Proteinaggregaten oder proteopathischen Seeds könnte dem Fortschreiten der Pathologie bei neurodegenerativen Erkrankungen zugrunde liegen. In dieser Arbeit wird ein neuartiger FRET-Durchflusszytometrie-Assay beschrieben, der einen spezifischen und sensitiven Nachweis der Seeding-Aktivität aus rekombinanten oder biologischen Proben ermöglicht.

Sensitive Detection von Proteopathic Seeding Aktivität mit FRET Durchflusszytometrie

Increasing evidence supports transcellular propagation of toxic protein aggregates, or proteopathic seeds, as a mechanism for the initiation and ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, proteopathische Keimaktivität aus rekombinanten oder biologischen Quellen nachzuweisen, um eine empfindliche Detektion von Proteinen, Aggregaten und einer Probe zu ermöglichen. Diese Methode kann dabei helfen, zentrale Fragen auf dem Gebiet der Neurodegeneration zu beantworten. Zum Beispiel: Wie können wir quantitativ Veränderungen der Keimaktivität nach therapeutischen Eingriffen in tierexperimentellen Krankheitsmodellen bewerten?Die Vorteile dieser Technik umfassen ihre hohe Spezifität gegenüber geringen Konzentrationen von Proteinaggregaten. Ihre hervorragende Spezifität, einfache Handhabung und hohe Durchsatzleistung. Heute werde ich diese Methode gemeinsam mit dem Ko-Autor Brandon Holmes demonstrieren.Um das biologische Ausgangsmaterial vorzubereiten, beginnen Sie mit dem Wiegen des gefrorenen Hirngewebes in einem Einweg-Gefäß. Überführen Sie das Gewebe anschließend in ein kegelförmiges Reaktionsgefäß und geben Sie eiskalte Homogenisierungspufferlösung hinzu, sodass die endgültige Lösung 10 % (Gewicht/Volumen) beträgt. Bringen Sie die Proben dann auf Eis in einen Kühlraum. Stellen Sie danach einen Ultraschallsondenhomogenisator auf die geeigneten Einstellungen ein und spülen Sie die Seiten- und Bodenflächen der Sonde ab.So pipettieren Sie dreimal wie angegeben und wischen Sie die Sonde zwischen jeder Lösung ab. Wenn die Sonde bereit ist, tauchen Sie die Spitze in den Homogenisierungspuffer einer Probe ein und beginnen Sie die Beschallung mit insgesamt 25 Impulsen. Sobald das Gewebe vollständig suspendiert ist, zentrifugieren Sie das Homogenat und überführen das Überstand in ein sauberes Röhrchen.Unter sorgfältiger Schonung des Gaumens. Obwohl zahlreiche andere Homogenisierungstechniken verfügbar sind, ist die Probation der überlegene Ansatz zur Isolierung geringer Mengen protiotischer Samen aus biologischen Proben. Die mechanische Dissoziation ermöglicht einen gleichmäßigen und effizienten Zerfall des Gewebes und anschließend die Extraktion der Samen.Anschließend Aliquote bilden und die Lysate bei minus 80 Grad Celsius lagern. Um die Biosensorzellen unter sterilen Bedingungen erneut zu säen, wird jede Zelllinie mit warmer PBS gespült, gefolgt von einer dreiminütigen Inkubation mit Trypsin-EDTA. Sobald sich die Zellen gelöst haben, die Reaktion mit warmem Kulturmedium stoppen und die Zellen unverzüglich in ein kegelförmiges Reagenzglas überführen.Zentrifugieren Sie die Zellen erneut und suspendieren Sie das Pellet in frischem Medium. Zählen Sie anschließend die Zellen und stellen Sie eine Hauptzellverdünnung von 3.500.000 Zellen pro 13 Milliliter Medium her. Übertragen Sie mithilfe einer Mehrkanalpipette langsam jeweils 130 Mikroliter der Zellsuspension in jedes Loch einer flachen, zellkulturgeeigneten 96-Loch-Platte, wobei Sie darauf achten sollten, die Pipettenspitzen mittig in die Löcher zu platzieren, ohne den Plattenboden zu berühren.Nachdem die Zellen ausplattiert wurden, lassen Sie sie 10 Minuten lang bei Raumtemperatur ungestört absinken und inkubieren Sie die Platte anschließend über Nacht bei 37 Grad Celsius, 5 % Kohlendioxid und einer relativen Luftfeuchtigkeit von mehr als oder gleich 80 %. Am nächsten Tag, wenn die Biosensorzellen 60 bis 65 % konfluent sind, mischen Sie Medium mit reduziertem Serum, Liposomenreagenz und biologischer Keimquelle, um Transduktionskomplexe herzustellen. Pipettieren Sie dann vorsichtig 20 Mikroliter des Transduktionskomplexes an der Wandung jedes einzelnen Biosensor-Brunnens herunter und kehren Sie die behandelten Zellen für weitere 24 bis 48 Stunden in den Inkubator zurück, bevor sie geerntet werden.Unbehandelte Zellen zeigen nur diffuse Fluoreszenz. Zellen, die mit Tau-Seed-Material behandelt wurden, zeigen hingegen helle Aggregate. Nach ein bis zwei Tagen die Zellen gewinnen, indem das Zellkulturmedium durch 50 Mikroliter Trypsin-EDTA ersetzt wird, um die Reaktion zu stoppen. Nach fünf Minuten mit 150 Mikrolitern gekühltem Kulturmedium die Zellen sofort in eine 96-Loch-Rundbodenplatte überführen und die Zellen pelletieren. Die überstehenden Supernatanten vorsichtig absaugen, ohne die Pellets zu stören, und die Zellen dann vorsichtig aber gründlich in 50 Mikrolitern 2 % Paraformaldehyd für 10 Minuten resuspendieren.Anschießend die Zellen erneut pelletieren und die Pellets so schnell wie möglich in 200 Mikrolitern gekühltem Durchflusszytometrie-Puffer resuspendieren. Nach der Fixierung die Platte in einen mit FRET kompatiblen Durchflusszytometer laden und ein Streulicht-Seitenstreuung gegen Vorwärtsstreuung nach Variante-Diagramm erstellen. Danach, während die Zelllinie eins läuft, die Spannungen der Seitenstreuung und der Vorwärtsstreuung so einstellen, dass sich die Zellpopulation im unteren linken Quadranten befindet.Danach die Zellpopulation mithilfe des Polygon-Werkzeugs als Gate P1 definieren. Erstellen Sie nun ein Streudiagramm der forward scatter height gegen forward scatter area nach Variante und wenden Sie das Gate P1 an. Definieren Sie anschließend die Einzelzellen als Gate P2 und erzeugen Sie jeweils ein Histogramm.Wenden Sie für die C-F-P-Y-F-P- und FRET-Filter das Gate P auf zwei bis drei verschiedene Histogramme an, jeweils eines für die C-F-P-Y-F-P- und FRET-Filter zur Kompensation. Geben Sie 30 Mikroliter der Zelllinie-eins-Suspension in 200 Mikroliter der Zelllinie-zwei-Suspension. Klicken Sie anschließend auf das Geräte-Einstellungssymbol, gefolgt von dem Kompensation-Tab, und aktivieren Sie die Matrix, um die Kompensationstabelle zu öffnen.Erzeugen Sie eine Streuplot-Darstellung der FRET-Fläche gegen die CFP-Fläche und wenden Sie das Tor P2 an. Aktivieren Sie dann die Zelllinie eins und die Zelllinie zwei, klicken Sie auf das Quadranten-Symbol und zeichnen Sie die Quadranten so ein, dass die fluoreszenznegativen und -positiven Populationen durch die unteren beiden Quadranten getrennt werden. Erstellen Sie anschließend eine Statistik-Tabelle, die die mediane Fluoreszenzintensität oder MFI von FRET für die Tore LL3 und LR3 anzeigt, und passen Sie den FRET-Parameter in der Kompensationsmatrix so lange an, bis die MFI des FRET-Signals zwischen LL3 und LR3 annähernd gleich ist.Erstellen Sie anschließend ein Diagramm der YFP-Fläche gegen die CFP-Fläche mit Quadranten. Passen Sie den YFP-Parameter in der Kompensationsmatrix an, bis die MFI des YFP-Signals zwischen den Quadranten annähernd gleich ist. Ähnlich wie zuvor bei der FRET-Durchflusszytometrie gezeigt.Das primäre fluoreszente Übersprechen erfolgt von CFP, das in den FRET-Detektionskanal emittiert wird, und kann mithilfe von Fluoreszenzkompensation unter Verwendung von Einzelfarben-positiven Kontrollzellen korrigiert werden, sobald alle Gates gesetzt und das CFP-Signal kompensiert wurde. Markieren Sie die gewünschten Wells und führen Sie den Rest der Platte durch, um die Daten zu analysieren. Definieren Sie zuerst die Zellen und Einzelzellen unter Verwendung der gleichen Parameter, die wir für die Einrichtung der Durchflussanalyse festgelegt haben.Als Nächstes werden unter Verwendung der Zelllinie drei die YFP-einfachpositiven Zellen in ein FRET-gegen-YFP-nach-Variante-Diagramm eingetragen. Zeichnen Sie ein polygonales Tor entlang und weg von der Steigung der FRET-positiven Zellpopulation, um ein falsches FRET-Tor zu definieren, das den YFP-Spillover in den FRET-Filter ausschließt. Nachdem das falsche FRET-Tor auf alle Proben angewendet wurde, tragen Sie die mit leeren Liposomen behandelten CFP-YFP-Zellen in ein FRET-gegen-CFP-nach-Variate-Diagramm ein und setzen ein polygonales Tor entlang der Steigung der Population, das sich nach oben und links von der Population wegbewegt.Ereignisse, die in dieses Tor eintreten, gelten als FRET-positiv, und der Prozentsatz der Zellen korreliert mit der beim Behandlungsansatz verwendeten Samen-Titer. Notieren Sie abschließend die interessierenden Analyseparameter, einschließlich des Prozentsatzes der FRET-Positivität und der medianen Fluoreszenzintensität der FRET-positiven Zellen. Anschließend berechnen Sie das Produkt aus dem Positivitätsprozentsatz und der MFI, um die integrierte FRET-Dichte manuell zu ermitteln.Bei Abwesenheit von Tau-Aggregaten oder -Keimen wird Tau in einem löslichen, monomeren Zustand gehalten, was durch ein konsistentes, diffuses und FRET-negatives Fluoreszenzsignal dargestellt wird. Nach der Zugabe von Tau-Keimen in die Biosensorzellen wird endogenes Tau in einen aggregierten und FRET-positiven Zustand überführt, was eine FRET-Quantifizierung ermöglicht. Die anschließende Durchflusszytometrie-Analyse bestätigt, dass femtomolare Konzentrationen rekombinanten Tau ausreichen, um eine Detektion zu ermöglichen. Hier.Gehirnstammgewebe von Tauopathie-Mäusen, die im Alter von verschiedenen Zeitpunkten getötet wurden, dient als repräsentativer Hirnbereich, der eine konsistente Detektion von Keimbildungsaktivität bei den Tieren bereits ab einem Alter von 1,5 Monaten zeigt. In diesem Experiment wies Gehirnhomogenat von Patienten mit Alzheimer-Krankheit eine starke Keimbildungsaktivität auf, während altersgematchte Kontrollpersonen und Patienten mit Huntington-Krankheit keine Assayspezifität gegenüber Tau-Aggregaten zeigten. Ungelöste primäre neuronale Kulturen, die mit tau-, CFP- und tau-YFP-Lentiviral-Konstrukten transduziert wurden, zeigten nach Behandlung mit rekombinanten Tau-Keimen ein diffuses fluoreszierendes Signal.Jedoch bilden endogene Tau-Proteine große Aggregate, die mittels FRET-Durchflusszytometrie nachweisbar sind, selbst wenn keine liposomvermittelte Transduktion erfolgt. Wenn Samenquellen vorab mit Wirkstoffen, die die Aufnahme von Tau hemmen, wie Heparin, inkubiert und in Abwesenheit von Liposomen behandelt werden, kann die Keimbildungsaktivität sowohl in rekombinanten FIS- als auch in Gehirnproben von Tauopathie-Mausmodellen unterbunden werden. Sobald dies beherrscht ist.Diese Technik kann innerhalb von drei Tagen durchgeführt werden, wobei täglich nur ein bis zwei Stunden am Arbeitsplatz erforderlich sind. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig zu beachten, dass für bestimmte Schritte eine interne Optimierung erforderlich sein wird. Zum Beispiel bei der Bestimmung wirksamer Titer aus protiotypischen Samen aus verschiedenen biologischen Quellen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man FRET-Durchflusszytometrie-Experimente einrichtet, durchführt und analysiert, um proteopathische Keimaktivität aus rekombinanten und biologischen Quellen nachzuweisen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Die IP-FCM-Methode vorgestellt, die eine sensible, robust, biochemische Beurteilung der nativen Protein-Protein-Interaktionen ermöglicht, ohne dass Gentechnik oder große Stichproben.

IP-FCM: Immunpräzipitation mittels Durchflusszytometrie Detected

Das Video zeigt eine immunologische Methode zur Überwachung der in vivo adjuvansinduzierten zytotoxischen T-Lymphozyten- oder CTL-Produktion. Einer Maus werden gentechnisch veränderte, proliferative Farbstoff-gefärbte CD8+ T-Spender-Lymphozyten vorinjiziert. Die subkutane Injektion von Ovalbumin mit Adjuvantien erzeugt zytotoxische CD8+ T-Lymphozyten, die nach der Entnahme durch Immunfärbung und Durchflusszytometrie identifiziert werden.

Eine immunologische Technik zur Überwachung der adjuvansvermittelten zytotoxischen T-Lymphozytenbildung

Das Video zeigt einen FRET-Durchflusszytometrie-Assay zum Nachweis der Seeding-Aktivität von Proteinaggregaten, die aus biologischen Proben isoliert wurden. Säugetierzellen, die Tau-Reporterproteine exprimieren, werden mit Liposomentransduktionskomplexen inkubiert, die Tau-Seeds enthalten. Diese Seeds vermitteln die Aggregation der Reporterproteine, was zur Erzeugung eines FRET-positiven Signals im Durchflusszytometer führt.

Eine FRET-Durchflusszytometrie-Technik zum Nachweis der Tau-Seed-induzierten Aggregation von Reporterproteinen

Beschrieben wird hier ein Verfahren zur Detektion und Quantifizierung der mitochondrialen Außenmembran-Proteine ​​durch Immunmarkierung von Mitochondrien aus Nagetiergewebe und Analyse durch Durchflusszytometrie Strom isoliert. Diese Methode kann erweitert werden, um funktionale Aspekte der mitochondrialen Subpopulationen zu bewerten.

Immundetektion von Außenmembranproteinen mittels Durchflusszytometrie von isolierten Mitochondrien

Viele verschiedene Methoden existieren für die Messung der extrazellulären Vesikeln (EVs) mittels Durchflusszytometrie (FCM). Mehrere Aspekte sollten bei der Bestimmung der am besten geeignete Methode, um zu verwenden. Zwei Protokolle zur Messung EVs präsentiert werden, unter Verwendung von entweder einzelnen Detektions oder einen Wulst-basierten Ansatz.

Techniken für die Analyse der extrazellulären Vesikeln mittels Durchflusszytometrie

Während die Infiltrierung von Makrophagen kontinuierlich zu erwachsenen Geweben aus zirkulierenden Vorläufern rekrutiert wird, säen sich residente Makrophagen ihr Gewebe während der Entwicklung, wo sie ohne weitere Eingaben von Vorläufern aufrechterhalten werden. Die Vorläufer für Resident-Makrophagen wurden vor kurzem identifiziert. Hier stellen wir Methoden für die genetische Schicksalskartierung der residenten Makrophagen-Vorläufer vor.

Identifizierung von Erythromyeloid Progenitoren und deren Nachkommen in der Maus Embryo Durch Durchflusszytometrie

Hier wird ein Protokoll zur Messung von vermehrenden CD4+ T-Zellen als Reaktion auf antigene Proteine oder Peptide mittels Farbstoffverdünnung vorgestellt. Dieser Assay ist besonders empfindlich gegenüber seltenen antigenspezifischen T-Zellen und kann modifiziert werden, um das Klonen von antigenspezifischen Zellen zu erleichtern.

Quantifizierung von proliferierenden humanen Antigen-spezifischen CD4+ T-Zellen mit Carboxyfluorescein Succinimidylester

Dieser Artikel beschreibt ein FRET-basiertes Flow-Zytometrie-Protokoll zur Quantifizierung der Protein-Selbstmontage in s. cerevisiae- und HEK293T-Zellen.

Erkennung und Charakterisierung der Protein-Selbstmontage in Vivo durch Durchflusszytometrie

Ein notwendiger Schritt in der Entwicklung von Antikrebs-Aptamern besteht darin, seine Bindung an das Ziel zu testen. Wir demonstrieren einen durchflusszytometrischen Assay zur Untersuchung dieser Bindung und betonen die Bedeutung der Einbeziehung eines Negativkontrollaptamers und Krebszellen, die für dieses bestimmte Protein positiv oder negativ sind.

Ein auf Durchflusszytometrie basierender Zelloberflächenproteinbindungsassay zur Beurteilung der Selektivität und Spezifität eines Antikrebs-Aptamers

Dieses Protokoll beschreibt eine auf Durchflusszytometrie basierende Hochdurchsatz-Screening-Methode zur Identifizierung niedermolekularer Medikamente, die die β2-Integrin-Aktivierung auf menschlichen Neutrophilen hemmen.

Eine auf Durchflusszytometrie basierende Hochdurchsatztechnik für das Screening von Integrin-hemmenden Medikamenten

Hier wird eine auf Phosphoflow-Zytometrie basierende Methode zur Analyse der Signalwege stromabwärts der mTORC1-, JAK/STAT5- und MAPK-Signalwege in akuten humanen myeloischen Leukämiezellen beschrieben, die in Mäuse xenotransplantiert und aus Knochenmarkaspiraten gewonnen wurden. Die Werte von p-STAT5, p-4EBP1, p-RPS6 und p-ERK1/2 werden gleichzeitig mit einem spektralen Durchflusszytometer der nächsten Generation mit hoher Empfindlichkeit gemessen.

Intrazelluläre Phosphoflow-Zytometrie von Xenotransplantaten bei akuter myeloischer Leukämie

Erfahren Sie, wie Sie proteopathische Seeding-Aktivität mit FRET-Durchflusszytometrie sensitiv nachweisen. Diese Methode ermöglicht die hochspezifische Detektion niedriger Proteinaggregate in biologischen Proben für neurodegenerative Forschung.

Sensitive Detection von Proteopathic Seeding Aktivität mit FRET Durchflusszytometrie

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