Name: Isolierung und Durchflusszytometrie Charakterisierung von murinen Dünndarms Lymphozyten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-08T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 14 s
Description: Lernen Sie die Isolierung und Durchflusszytometrie-Charakterisierung von murinen Dünndarm-Lymphozyten. Diese Methode ermöglicht schnelle, reproduzierbare Ergebnisse zur Untersuchung der Mukosalimmunologie.

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Alle Untersuchungen wurden unter strengen Überprüfung und Richtlinien durchgeführt nach der Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) an der Harvard Medical School, die die Veterinär Standards, die von der American Association for Laboratory Animal Science (AALAS) erfüllt. 1. Horizontale Übertragung von Bakterien über Co-Gehäuse (optional) <ol><li> Zur Minimierung von exogenen Kontamination (insbesondere, wenn gnotobiotischer Mäusen), üben aseptischen Bedingungen während sterile Einweg-Käfige montieren, mit Nahrung und Wasser, die haben beide autoklaviert worden. </li><li> Verwenden Ohr Schläge oder Tags einzeln markieren 6 Wochen alten C57BL / 6-Mäuse, die unterschiedliche microbiotas Hafen und beherbergen sie im selben Käfig. Da Mäuse sind Koprophagie und essen fäkalen Pellets aus dem Käfigboden, Mikroben wird natürlich horizontal zwischen den Mäusen übertragen werden. </li><li> Co-Hausmäuse für ≥1 Woche Zeit für die mikrobielle Transfer und immunologischer Veränderungen vor der Analyse zu ermöglichen. </li></ol&gt; 2. Herstellung einer Einzelzellsuspension aus dem Small-Darm-Intraepitheliale Schicht und Lamina Propria <ol><li> Herstellung von Lösungen <ol><li> Bereiten Extraktionsmedien (pro Dünndarm): 30 ml RPMI + 93 &amp; mgr; l 5% (w / v) Dithiothreitol (DTT) + 60 &amp; mgr; l 0,5 M EDTA + 500 ul fötales Rinderserum (FBS). Fügen Sie den DVB-T unmittelbar vor der Verwendung. </li><li> Bereiten Sie die Verdauung Medien (pro Dünndarm): 25 ml RPMI + 12,5 mg Dispase + 37,5 mg Kollagenase II + 300 ul FBS. Fügen Sie die Dispase und Kollagenase unmittelbar vor dem Gebrauch. </li><li> Für alle Inkubationen bei 37 ° C, vorwärmen Lösungen bis 37 ° C durchgeführt wird. </li></ol></li><li> Euthanize die Maus durch CO 2 Ersticken durch Genickbruch folgte. </li><li> Platzieren Sie die Maus dorsalen Seite nach unten und sprühen Sie den Bauch mit 70% Ethanol. Mit einer Schere eine Laparotomie durchzuführen, indem der Reihe nach in die Haut schneiden und dann Peritonealdialyse Faszie entlang der ventralen Mittellinie herm die Schambeinfuge zum Xiphoidbasis, wodurch die Bauchhöhle ausgesetzt wird. </li><li> Mit einer Schere in den Dünndarm aus dem Magen zu trennen, indem Sie den Magenpförtner durchschneidet. Entfernen Sie vorsichtig den Dünndarm aus dem Peritoneum, necken die mesenterialen Fett weg. <ol><li> Um voll und ganz in den Dünndarm zu entfernen, machen einen zweiten Schnitt am ileo-cecal Kreuzung. Platzieren Sie den isolierten Dünndarm in kaltes (dh., 4 ° C) RPMI 10% FBS enthält , die Lebensfähigkeit der Zellen zu maximieren. </li></ol></li><li> Entfernen Sie vorsichtig große Stücke von Fett mit einer gebogenen Pinzette. Seien Sie vorsichtig, zu vermeiden, dass die Darmgewebe reißen sich während Fett zu entfernen versuchen. </li><li> Zum Entfernen von Darminhalt, sanft spülen Darm mit 15 bis 20 ml kaltem PBS unter Verwendung einer 18 G Fütterung Nadel an einer Spritze befestigt. </li><li> Mit einer Schere PPs auszuschneiden, und legen Sie sie in kaltem RPMI mit 5% FBS. PPs sind auf der antimesenteriale Seite des Dünndarms befindet und erscheinen als mehr gelappte whiteMasse. Je nach dem spezifischen Stamm hat eine Maus typischerweise 8 bis 12 PPs. </li><li> Schneiden Sie den Dünndarm sich in 3 - 4-Zoll-Segmente. </li><li> Entfernen Restfett durch jede kleine-Darm-Segment auf einem Papiertuch rollen mit RPMI befeuchtet, ein stumpfes Skalpell, das Fett zu necken aus dem Gewebe entfernt. </li><li> Schalten Sie das Gewebe von innen nach außen durch die Darmsegmente mit einer gebogenen Pinzette Kanülierung und das distale Ende des Gewebes zu erfassen. Dann mit einem Paar von geraden Pinzette vorsichtig auf die Gewebesegment aus den gebogenen Pinzette entfernen (am proximalen Ende beginnend), die sich in das Gewebe invertiert wird. </li><li> Legen Sie Gewebesegmente in einer Schale mit 30 ml Extraktionsmittel und einen Rührstab. Sichern Sie den Deckel auf den Becher, und rührt bei 500 Umdrehungen pro Minute für 15 Minuten bei 37 ° C; Rühren sollte kräftig, aber nicht turbulent sein. </li><li> Nach der Inkubation verwenden, um ein Wannensieb Gewebestücke aus dem Epithel enthaltenden Überstand zu trennen, die trübe erscheinen soll. Dieser Überstand enthält intraepithelial Lymphozyten, die weiter analysiert werden können, falls gewünscht, durch fortgefahren wird, die Probe in Schritten Filterung 2,18-2,23. </li><li> die Gewebestücke in RPMI manuell agitieren Restextraktionsmittel abzuwaschen. </li><li> Legen Sie Gewebe auf ein trockenes Papiertuch und drehen Sie sie über das Ende mehrmals am Ende Entfernung von Rest Schleim zu erleichtern, die nicht durch das Extraktionsmittel befreit wurde. </li><li> Platzieren Gewebefragmente in einem 1,5-ml-Röhrchen mit 600 ul Digestionsmedium. </li><li> Mit einer Schere das Gewebe zu zerkleinern, bis Stücke nicht mehr auf die Schere halten, und die Lösung erscheint homogen. Dieser Schritt ist entscheidend vollständige enzymatische Verdauung des Gewebes zu gewährleisten. </li><li> Fügen Sie den gehackten Dünndarm zu einer Tasse, die 25 ml Verdauung Medien. Rühre bei 500 rpm für 30 min bei 37 ° C. Auf halbem Weg durch die Verdauung (dh., 15 min), pipettieren nach oben und unten mit einer serologischen Pipette alle großen Brocken von Gewebe brechen zu helfen. </li><li> Filter verdaute Gewebe (oder EpithElial Schicht aus Schritt 2.12, wenn die Verarbeitung IELs) durch ein 100 &amp; mgr; m Zellsieb in ein 50 ml Röhrchen. Spülen Sie das Sieb mit 20 ml RPMI 10% FBS enthält. </li><li> Zentrifugieren der filtrierten Lösung bei 500 × g für 10 min bei 4 ° C. </li><li> dekantieren sorgfältig den Überstand und Pellet in 1 ml RPMI 10% FBS enthielt. </li><li> Filter resuspendierten Zellen durch ein 40 &amp; mgr; m Zellsieb in ein 50 ml Röhrchen. Spülen Sieb mit 20 ml RPMI 10% FBS enthielt. </li><li> Zentrifuge filtrierten Lösung bei 500 × g für 10 min bei 4 ° C. </li><li> dekantiert vorsichtig Überstand und Pellet in 1 ml RPMI 2% FBS enthielt. </li></ol> 3. Herstellung einer Einzelzellsuspension von Peyer-Plaques <ol><li> Transfer PPs zu einer Tasse mit 25 ml Verdauung Medien und einem Rührstab herausgeschnitten. Sichere Deckel und Schleudern bei 500 UpM für 10 min bei 37 ° C. </li><li> Filter verdaut PPs durch ein 40 &amp; mgr; m Zelle Sieb in einen 50-ml-Tube. Wenn jeder Klumpen REMAin, drücken sie durch das Sieb aus einer 1-ml-Spritze das flache Ende des Kolbens verwendet wird. </li><li> Spülen Sieb mit 10 ml RPMI 10% FBS enthielt. </li><li> Zentrifuge filtrierten Lösung bei 500 × g für 10 min bei 4 ° C. </li><li> dekantiert vorsichtig Überstand und Pellet in 1 ml RPMI 2% FBS enthielt. </li></ol> 4. Oberflächenfärbung für die Durchflusszytometrie <ol><li> Aliquotieren entsprechende Volumen von Zellen (z. B. 200 ul LPLs) in einer 96-Well - Rundbodenplatte. </li><li> Zentrifuge bei 500 × g für 5 min bei 4 ° C. Dekantieren Stand durch Umdrehen der Platte. </li><li> Resuspendiere Zellen in 90 &amp; mgr; l von RPMI, enthaltend 2% FBS und eine 1: 100-Verdünnung von anti-CD16 / 32 (Fc-Block). Inkubieren für 10 min bei 4 ° C. </li><li> In 10 ul PBS. Zentrifuge bei 500 × g für 5 min bei 4 ° C. Dekantieren Stand durch Umdrehen der Platte. </li><li> Die Zellen in 250 ul PBS. Zentrifuge bei 500 × g für 5 min bei 4 ° C. Decant Stand durchUmdrehen der Platte. </li><li> (Optional) Stain Zellen mit Lebensfähigkeit Farbstoff, falls gewünscht, durch das Protokoll des Herstellers folgen. </li><li> Die Zellen in 100 ul 1% Formalin, die Zellen zu fixieren. Inkubieren für 1 Stunde im Dunkeln bei 4 ° C. </li><li> In 200 ul PBS. Zentrifuge bei 500 × g für 5 min bei 4 ° C. Dekantieren Stand durch Umdrehen der Platte. </li><li> Die Zellen in 250 ul PBS. Zentrifuge bei 500 × g für 5 min bei 4 ° C. Dekantieren Stand durch Umdrehen der Platte. </li><li> Die Zellen in 200 ul PBS. Analysieren Sie die Zellen unter Verwendung eines Durchflusszytometers. </li></ol>

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</ol>

Es wurden keine Interessenkonflikte angegeben.

Wir stellen ein Protokoll für die Isolierung und durchflusszytometrische Charakterisierung von kleinen intestinalen Lymphozyten, einschließlich der LPLs, IELs und Lymphozyten in die PPs. Für Interessenten bei der Bewertung, wie sich Änderungen in der Mikrobiota die kleine-Darm-Immunsystem beeinflussen, wir ausführlich die einfachen Schritte in der horizontalen Übertragung von Organismen zwischen Mäusen beteiligt verschiedenen microbiotas beherbergen. Obwohl dieses Protokoll auf den Dünndarm konzentriert, ist das Verfahr...

Die Hauptaufgabe des Dünndarms wird oft als 1 , um die Verdauung und Resorption von Nährstoffen ist. Während diese Stoffwechsel - Funktion deutlich von wesentlicher Bedeutung ist, hat der Dünndarm eine ebenso bedeutende Rolle in den Host aus dem ständigen Flut von Umweltantigene innerhalb des Lumens 2 gefunden zu schützen. Der Darmtrakt trennt die Außenwelt (z. B. luminale Antigene) aus der inneren Umgebung des Wirts mit einer Epithelschicht , die nur eine einzige Zellschicht dick ist. Als solche hat die kleine-Darm Immunsystem die gewaltige Aufgabe seine Schwelle auf Reaktivität auszugleichen, so dass fremde Antigene aus der Ernährung und commensal Mikroben die Schleimhaut mit minimal, wenn überhaupt, Immunantwort zu aktivieren, während eine robuste Antwort gegen eindringende Pathogene Montage und andere &quot;schädlich&quot; Antigene. Übermäßige oder unangemessene Immunantworten gegen diese Antigene zu pathologischen Krankheit führen können (z. B. inflammatory Darmerkrankung, Typ - I - Diabetes, Multiple Sklerose) , und 3-6 vermieden werden muss. Insgesamt ist der Gastrointestinaltrakt das größte Immunorgan im Körper darzustellen gedacht, mit über 70% der Antikörper-sezernierenden Zellen 7. Die Klein intestinale Immunsystem besteht aus 3 Hauptfächer - die lamina propria (LP), der intraepithelialen Schicht und Peyer-Plaques (PPs) - dass jede 2 eine besondere Gruppe von Lymphozyten enthält. Die LP - Lymphozyten (LPLs) sind in erster Linie TCRαβ + T - Zellen mit ~ 20% B - Zellen; intraepitheliale Lymphozyten (IELs) enthalten nur sehr wenige B - Zellen mit mehr TCRγδ + T - Zellen als TCRαβ + T - Zellen; und PPs, die in der kleinen Darmwand eingebettet sekundären lymphatischen Organe sind, die ~ 80% B-Zellen. Obwohl jede dieser anatomischen Regionen leicht unterschiedliche Funktionen und ontologischen Basen hat, funktionieren sie in aharmonized Art und Weise den Wirt vor pathogenen Beleidigungen zu schützen. Darüber hinaus gibt es wachsende Anerkennung , dass die Mikrobioten eine kritische Determinante für die Entwicklung des Darm Immunsystems, mit Anerkennung der kognaten Beziehung zwischen spezifischen Mikroben erhöht und die Ontogenese von bestimmten Zelllinien 8,9. Da darüber hinaus die Bildung des intestinalen Immunsystems in anatomisch entfernten Stellen Immunreaktionen beeinflusst (z. B. Arthritis, Multiple Sklerose, Lungenentzündung), ist es klar geworden , dass die Entwicklung des intestinalen Immunsystems zu mehr Krankheitsprozesse relevant ist , als bisher 10 erkannt -12. Als solches Interesse an quantitativ die intestinale Immunsystem Beurteilung hat sich über Wirt-Pathogen-Interaktionen erweitert jetzt Host-symbiotischer Interaktionen und die Pathogenese vieler systemischen Erkrankungen sowie umfassen. die Variabilität der derzeitigen Methoden in der gegebenenIsolierung von Darm-Lymphozyten, eine Methode, die während Ausgleich erforderlich, um die Zeit für den Ertrag, Rentabilität und Konsistenz optimiert wird zunehmend kritisch. Protokolle, die Percoll Gradienten sind zeit- und arbeitsintensiv und möglicherweise anfällig für menschliche Fehler, was zu einer variablen Ausbeute und Lebensfähigkeit 13 beinhalten. Hierin stellen wir ein optimiertes Protokoll für die Isolierung und Charakterisierung von Lymphozyten, die aus allen drei kleinen intestinalen Immun Abteilen. Zusätzlich, da ein zunehmendes Interesse an mikroben induzierte Veränderungen in der mukosalen Immunsystems beziehen wir Schritte, die verwendet werden können, für die horizontale Übertragung von Mikroorganismen zwischen Mäusen zu ermöglichen zu beurteilen, wie diese Veränderungen quantitativ die intestinale Immunsystem beeinflussen.

<table><tbody><tr><td>Sterile Handschuhe</td><td>Kimberly-Clark</td><td>555092</td><td></td></tr><tr><td>steriler Mäusekäfig</td><td>Innovive</td><td>MS2-AD</td><td>enthält Deckel, Käfigboden und Alpha-Dri-Einstreu</td></tr><tr><td>Zuführung aus Metall</td><td>Innovive</td><td>M-FEED</td><td></td></tr><tr><td>Wasserflasche</td><td>Innovive</td><td>M-WB-300</td><td></td></tr><tr><td>Kartenhalter</td><td>Innovive</td><td>CRD-HLD-H</td><td></td></tr><tr><td>Autoklavierbares Nagetier chow (NIH-31M)</td><td>Zeigler</td><td>4131207530</td><td></td></tr><tr><td>RPMI medium 1640</td><td>Gibco</td><td>11875-119</td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreitol (DTT)</td><td>Sigma</td><td>D5545-5G</td><td></td></tr><tr><td>0,5 M EDTA (pH 8,0)</td><td>Ambion</td><td>AM9262</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum (FBS)</td><td>GemBio</td><td>100-510</td><td></td></tr><tr><td>Dispase II</td><td>Invitrogen</td><td>17105-041</td><td>Die Konzentration im Protokoll basiert auf einem Aktivitätsniveau von 1,878 U/mg</td></tr><tr><td>Kollagenase, Typ II&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>17101-015</td><td>Die Konzentration im Protokoll basiert auf einem Aktivitätsniveau von 245 U/mg</td></tr><tr><td>Präparierschere</td><td>Roboz</td><td>RS-5882</td><td></td></tr><tr><td>Zuführnadel (18 G, 2" Länge)</td><td>Roboz</td><td>FN-7905</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Spritze</td><td>BD</td><td>305482</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>14190-250</td><td></td></tr><tr><td>Einweg-Skalpell (15 Klingen)</td><td>Miltex</td><td>4-415</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Pinzette</td><td>Roboz</td><td>RS-5211</td><td></td></tr><tr><td>Gerade Pinzette</td><td>Roboz</td><td>RS-5132</td><td></td></tr><tr><td>Mehrzweckbecher, 120 ml</td><td>VWR</td><td>89009-662</td><td></td></tr><tr><td>Rührstab</td><td>VWR</td><td>58949-062</td><td></td></tr><tr><td>Rührplatte mit mehreren Positionen, 9 Positionen</td><td>VWR</td><td>12621-048</td><td></td></tr><tr><td>Edelstahl konisch Sieb, 3 Zoll&nbsp;</td><td>RSVP</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml Tube</td><td>Eppendorf</td><td>0030 125.150</td><td></td></tr><tr><td>100 &mu; m Zellensieb</td><td>Falcon</td><td>08-771-19</td><td></td></tr><tr><td>40 &mu; m Zellsieb</td><td>Falcon</td><td>08-771-1</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Konisches Röhrchen</td><td>Falcon</td><td>352098</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>96-Well-Platte, runder</td><td>Boden Corning</td><td>3799</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Maus CD16/32 (Fc-Block)</td><td>Biolegend</td><td>101320</td><td></td></tr> <tr><td>(Optional) Fixierbarer Viabilitätsfarbstoff eFluor 780</td><td>eBiosciences</td><td>65-0865-18</td><td></td></tr><tr><td>10% Formalin, neutral gepuffert</td><td>Thermo Scientific</td><td>5725</td><td></td></tr></tbody></table>

isolierung und durchflusszytometrie charakterisierung von murinen dünndarms lymphozyten

Isolation and Flow Cytometric Characterization of Murine Small Intestinal Lymphocytes

Der Darm -, die die größte Anzahl von Immunzellen von jedem Organ im Körper enthalten - sind auf fremde Antigene ständig ausgesetzt sind, sowohl mikrobielle und Nahrungs. Gegeben helfen ein zunehmendes Verständnis, dass diese luminale Antigene, die Immunantwort zu gestalten und dass Bildung von Immunzellen im Darm für eine Reihe von systemischen Erkrankungen kritisch ist, hat es bei der Charakterisierung des intestinalen Immunsystems erhöht Interesse. viele veröffentlichte Protokolle sind jedoch mühsam und zeitraubend. Wir präsentieren hier ein vereinfachtes Protokoll für die Isolierung von Lymphozyten aus dem kleinen intestinalen Lamina propria, intraepitheliale Schicht und Patches Peyer, die eine schnelle, reproduzierbar ist, und erfordert keine mühsamen Percoll Gradienten. Obwohl das Protokoll auf den Dünndarm konzentriert ist es auch für die Analyse des Kolons geeignet. Darüber hinaus stellen wir einige Aspekte, die auf die spezifische wissenschaftliche ques je eine zusätzliche Optimierung benötigention. Dieser Ansatz führt zu der Isolierung einer großen Anzahl von lebenden Lymphozyten, die anschließend für die durchflusszytometrische Analyse oder alternative Mittel zur Charakterisierung verwendet werden können.

Die durchflusszytometrische Analyse von Einzelzellsuspensionen von kleinen intestinalen Lymphozyten sollte eine diskrete Population von Zellen ergeben , die ähnliche haben Vorwärts- und Seitenstreueigenschaften als Splenozyten (1A und 1B). Die Lymphozyten können beginnen zu sterben , wenn das Gewebe nicht bei 4 ° C während der ersten Phasen der Isolation gehalten, was in der Lymphozyten - Population eine niedrigere Vorwärtsstreuung aufweisen und schwierig zu trennen von ...

Es besteht ein wachsendes Interesse an der quantitativen Charakterisierung von intestinalen Lymphozyten, da zunehmend erkannt wird, dass diese Zellen eine entscheidende Rolle bei einer Vielzahl von Darm- und systemischen Erkrankungen spielen. In diesem Protokoll beschreiben wir, wie einzelne Zellpopulationen aus verschiedenen Dünndarmkompartimenten für die anschließende durchflusszytometrische Charakterisierung isoliert werden können.

Isolierung und Durchflusszytometrie Charakterisierung von murinen Dünndarms Lymphozyten

The intestines &#8212; which contain the largest number of immune cells of any organ in the body &#8212; are constantly exposed to foreign antigens, both ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, einzelne Zellpopulationen aus verschiedenen Abschnitten des Dünndarms zu isolieren, die anschließend für die Durchflusszytometrie oder eine alternative Charakterisierungsmethode verwendet werden können. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der Schleimhautimmunologie zu beantworten, beispielsweise wie die Mikrobiota die Entwicklung des intestinalen Immunsystems beeinflusst. Die wichtigsten Vorteile dieser Technik sind ihre Schnelligkeit, Reproduzierbarkeit und die Tatsache, dass sie keine zeitaufwendigen Percoll-Gradienten erfordert.Um dieses Verfahren zu beginnen, legen Sie die Maus mit der dorsalen Seite nach unten und besprühen Sie den Bauchbereich mit 70 Prozent Ethanol. Führen Sie eine Laparotomie durch, indem Sie nacheinander die Haut und dann die peritoneale Faszie entlang der ventralen Mittellinie vom Schambein bis zum Xiphoid fortsetzen, wodurch die Bauchhöhle freigelegt wird. Trennen Sie anschließend den Dünndarm vom Magen, indem Sie den Pylorusschließmuskel durchtrennen. Entfernen Sie den Dünndarm vorsichtig vom Peritoneum und lösen Sie das mesenteriale Fett ab.Um den Dünndarm vollständig zu entfernen, führen S

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Forschung

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Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Hier beschreiben wir eine Methodik zur schnellen Isolierung von dendritischen Zellen (DCs) und Makrophagen aus der Mausdarmwand. Die phänotypische Charakterisierung der intestinalen DCs und Makrophagen erfolgt mittels mehrfarbiger Durchflusszytometrie, während eine Anreicherung mittels magnetischer Sphären in Kombination mit Zellsortierung hochreine Zellpopulationen für funktionelle Untersuchungen liefert.

Isolierung und Charakterisierung von dendritischen Zellen und Makrophagen aus dem Mausdarm

Wir beschreiben die schnelle Isolierung von primären murinen Typ II Alveolarepithelzellen (AECII) mittels Durchflusszytometrie negative Selektion. Diese AECII zeigen eine hohe Rentabilität und Reinheit und sind für ein breites Spektrum von funktionellen und molekularen Untersuchungen hinsichtlich ihrer Rolle bei der respiratorischen Erkrankungen wie Autoimmun-und Infektionskrankheiten geeignet.

Durchflusszytometrische Isolation of Primary Murine Type II Alveolarepithelzellen für Funktionelle und Molekulare Studien

Lymphozyten sind die Hauptakteure bei adaptiven Immunantworten. Hier stellen wir ein Lymphozytenreinigungsprotokoll vor, um die physiologischen Funktionen der gewünschten Moleküle bei der Lymphozytenaktivierung in vitro und in vivo zu bestimmen. Die beschriebenen experimentellen Verfahren eignen sich zum Vergleich der Funktionsfähigkeit von Kontroll- und genetisch veränderten Lymphozyten.

Isolation und Aktivierung von murinen Lymphozyten

Dieser Artikel beschreibt, spektrale Zytometrie, einen neuen Ansatz in der Durchflusszytometrie, die die Formen von Emissionsspektren verwendet Fluorochromen zu unterscheiden. Ein Algorithmus ersetzt Kompensationen und kann Auto-Fluoreszenz als unabhängigen Parameter behandeln. Dieser neue Ansatz ermöglicht die korrekte Analyse von soliden Organen isolierten Zellen.

Analyse von Zellsuspensionen isoliert von festen Geweben von Spectral Flow Cytometry

Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll für die Isolierung von Lymphozyten aus die induktive Stätten wie das Darm-assoziierte Lymphgewebe Peyer Patches und mesenterialen Lymphknoten und der Effektor-Websites einschließlich der Lamina Propria und der Darmepithel des kleinen intestinalen Immunsystems.

Isolieren von Lymphozyten aus der Maus kleinen intestinalen Immunsystems

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um einzelne Zellen von murinen Thymus, Pankreas Entwässerung Lymphknoten und Milz, weiter zu studieren diese Zellen mittels Durchflusszytometrie vorzubereiten. Darüber hinaus wurde dieses Protokoll verwendet zur Bestimmung der Teilmengen von regulatorischen T-Zellen mit Durchflusszytometrie.

Ermittlung der regulatorischen T Zelle Teilmengen in murinen Thymus, Pankreas, Entwässerung, Lymphknoten und Milz mit Durchflusszytometrie

Wir beschreiben hierin eine einfache Analyse der Heterogenität des murinen Immun-B-Zell-Kompartiments im Peritoneum-, Milz- und Knochenmarkgewebe mittels Durchflusszytometrie. Das Protokoll kann angepasst und auf andere Mausgewebe ausgedehnt werden.

Durchflusszytometrische Charakterisierung der Entwicklung von Murinen B-Zellen

Dies ist eine Methode, um uteruslymphoide Zellen sowohl von schwangeren als auch von nicht schwangeren Mäusen zu isolieren. Diese Methode kann für mehrere nachgelagerte Anwendungen wie FACS-Phänotypisierung, Zellsortierung, funktionelle Assays, RNA-seq und Proteomik verwendet werden. Das Protokoll hier zeigt, wie man angeborene lymphatische Zellen der Gruppe 1 durch Durchflusszytometrie phänotypisiert.

Isolierung von angeborenen lymphatischen Zellen der Gebärmutter zur Analyse mittels Durchflusszytometrie

In dieser Studie stellen wir ein effektives und reproduzierbares Protokoll zur Isolierung der Immunpopulationen der murinen Atemwege vor. Wir bieten auch eine Methode zur Identifizierung aller angeborenen und adaptiven Immunzellen, die sich in den Lungen gesunder Mäuse befinden, unter Verwendung eines 9-farbbasierten Durchflusszytometrie-Panels.

Durchflusszytometrische Analyse zur Identifizierung der angeborenen und adaptiven Immunzellen der murinen Lunge

Dieses Protokoll bietet detaillierte Anweisungen zur Etablierung von murinen Dünndarmorganoiden, zur Isolierung angeborener Lymphzellen des Typs 1 aus der murinen Dünndarmlamina propria und zur Etablierung von 3-dimensionalen (3D) Kokulturen zwischen beiden Zelltypen, um bidirektionale Wechselwirkungen zwischen Darmepithelzellen und angeborenen lymphatischen Typ-1-Zellen zu untersuchen.

Kokultur von murinen Dünndarm-Epithelorganoiden mit angeborenen lymphatischen Zellen

Lernen Sie die Isolierung und Durchflusszytometrie-Charakterisierung von murinen Dünndarm-Lymphozyten. Diese Methode ermöglicht schnelle, reproduzierbare Ergebnisse zur Untersuchung der Mukosalimmunologie.

Isolierung und Durchflusszytometrie Charakterisierung von murinen Dünndarms Lymphozyten

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