Name: Induzierung einer Site Specific Replikation Verstopfungen in E. coli Ein fluoreszierendes Repressor Operator System verwenden (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 19 s
Description: Lernen Sie, wie Sie Replikationsgabeln in E. coli mit einem fluoreszierenden Repressor-Operator-System reversibel blockieren. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung von DNA-Strukturen und liefert Einblicke in DNA-Reparaturmechanismen.

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Diese Arbeit wurde vom Australian Research Council [DP11010246] unterstützt.

1. Sperrung Replikation mit FROS <ol><li> Induzierung der Replikation Verstopfungs <ol><li> Verdünnen Sie eine frische über Nacht Kultur eines E. coli Stamm , der ein tetO - Array und PKM1 18 bis OD 600 nm = 0,01 in einer verdünnten komplexen Medium (0,1% Trypton, 0,05% Hefeextrakt, 0,1% NaCl, 0,17 M KH 2 PO 4, 0,72 MK 2 HPO 4) mit Antibiotika Durchführung nach Bedarf zur Auswahl. Hinweis: Fügen Sie nicht Tetracyclin zur Auswahl, da es nicht mit diesem System kompatibel ist. Machen das Volumen der Kultur entsprechend 10 ml pro Probe erforderlich. Zum Beispiel ist das Kulturvolumen für die Versuchsplanung in 1 60 ml. </li><li> Wachsen bei 30 ° C unter Schütteln , bis die OD 600 nm = 0,05-0,1. Entfernen Sie eine 10-ml-Probe als nicht-induzierten Kontrolle zu dienen und mit 0,1% Arabinose zu der verbleibenden Kultur die Produktion von TetR-YFP von PKM1 zu induzieren. Weiter wachsen sowohl die nicht-induzierten und veranlaßteKulturen. Nach 1 Stunde überprüfen auf das Vorhandensein eines einzigen Brennpunkt innerhalb jeder Zelle der induzierten Kultur unter Verwendung von Fluoreszenzmikroskopie (siehe Abschnitt 2). </li><li> Wenn die induzierten Zellen bestätigt blockiert sind (mehr als 70% der Zellen einen einzigen Fokus), notieren Sie die OD 600nm und nehmen Sie eine 7,5 ml Probe für die Analyse von 2-D - Gelen (siehe Abschnitt 3). Nehmen Sie eine äquivalente Probe von der nicht-induzierten Kontrollkultur. </li></ol></li><li> Durch Loslassen der Replikation Verstopfungs <ol><li> Zum Lösen der Replikation Block, 100 ng ml -1 des unentgeltlichen Induktor Anhydrotetrazyklin (AT) zu einer 10 - ml - Probe der blockierten Zellen. Weiterhin bei 30 ° C für 10 min zu wachsen und Proben für die Zelldichte (1 ml), Mikroskopie-Analyse (10 ul) und neutral neutral 2-dimensional Agarose-Gelen (7,5 ml). </li></ol></li><li> Induzierende Zusammenbruch der replisome <ol><li> Wenn die Zellen ein temperaturempfindliches Allel wie dnaB ts oder dnaC ts enthalten, erfordert deactivation, bewegen Sie den Kolben, die blockierten Zellen auf 42 ° C enthält. Proben für Analyse zu Zeitpunkten erforderlich (beispielsweise 1 Stunde nach Inkubation). Nachdem die Zellen bei 42 ° C für 1 Stunde inkubiert wurden, verschieben sich die Zellen auf 30 ° C für 10 min (siehe Abbildung 1). Anmerkung: Die Zellen können auf 30 ° C für restart Analyse verschoben werden. </li></ol></li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54434/54434fig1.jpg" /> Abb . 1: Übersicht über die FROS Replikation blockieren und Freigabe Experimentelles E. coli - Stämme , die tetO - Array tragen , werden bei 30 ° C gezüchtet. Wenn die Zellen eine OD 600nm von über 0,05 zu erreichen, wird TetR-YFP Produktion mit Arabinose induziert (ara; 0,1%). Weiter eine Subpopulation von nicht-induzierten Zellen wachsen zu lassen als Kontrollen bei 30 ° C zu handeln. 2 Stunden (siehe 2.1) - Eine Probe der induzierten Zellen wird nach 1 über Fluoreszenzmikroskopie analysiert. Wenn die Replikation istbestätigt blockiert werden, werden die Proben für die Reagenzgläser angezeigt 2-D-Gel-Analyse entnommen (siehe 3.1) und für Vitalitätstests (optional). Die Replikations Blockade kann mit Anhydrotetracyclin entfernt werden (AT; 0,1 &amp; mgr; g / ml) und die Zellen 10 min später analysiert. Wenn Zellen ein temperaturempfindliches Allel (zB dnaB ts) tragen, kann dies durch Verschieben der blockierten Zellen auf 42 ° C für eine angemessene Analyse inaktiviert werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54434/54434fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54434/54434fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> 2. Fluoreszenzmikroskopie <ol><li> Bereiten Sie eine Agarose-Pad durch Pipettieren von 500 ul geschmolzene Agarose (1% in Wasser) auf einen Objektträger; Overlay das Deckglas unmittelbar vor den Agarose verfestigt. Lagern Sie den Schieber (s) in feuchten Tüchern bei 4 ° C bis benötigt. </li><li> Wenn die Agarose erstarrt ist, entfernen Sie das Deckglas aus dem Agarose-Pad und Pipette 10 ul BakterienKultur auf die Mitte des Kissens die Bewegung der Zellen während der Sichtbarmachung zu verhindern. Sobald die Probe (ca. 5 min) getrocknet ist, ersetzen Sie das Deckglas. Geben Sie einen Tropfen Tauchöl auf das Deckglas und legen Sie die Folie unter der Optik. </li><li> Visualisieren Sie die Zellen unter Verwendung von Phase-Mikroskopie bei 100facher Vergrößerung. <ol><li> Auf der Acquire Dialogfeld innerhalb der Imaging-Software, stellen Sie die Belichtungszeit auf 100 ms. Nehmen Sie das Bild von Acquire auswählen. Sie nicht auf die Bühne zu bewegen. Im Dialogfenster Acquire, wählen Sie YFP als Beleuchtung für den Außen Shutter-Kamera verbunden ist. Stellen Sie die exporsure Zeit bis 1000 ms. Schalten Sie das Bühnenlicht. Nehmen Sie das Fluoreszenzbild von Acquire auswählen. Hinweis: Zeit kann je nach Lichtquelle, Mikroskop und verwendeten Kamera. </li><li> Um die Phase und fluoreszierenden Bildern überlagern, wählen Sie Farbe aus dem Display-Menü zu kombinieren. Im Farb Kombinieren Dialogfeld wählen Sie das YFP Bild als grüne Komponente und dem Phasenbild als blue Komponente. Klicken Sie auf Farbe kombinieren. Bestimmen Sie, ob die Bevölkerung hatte die Replikation erfolgreich blockiert durch die Festlegung, ob die Mehrheit der Zellen pro Zelle ein Fokus haben. Anmerkung: Vergleich zu einer Probe von der Steuerung ohne Zusatz von Arabinose nützlich ist, um visuell den Unterschied in eYFP Produktion zu identifizieren. </li></ol></li></ol> 3. DNA-Extraktion / Agarose-Stecker <ol><li> Hinzufügen Natriumazid (Endkonzentration von 0,1%) zu den 7,5 ml Kulturproben aus den Schritten 1.1.3 und 1.2.1. Inkubieren auf Eis für mindestens 5 min. Hinweis: Natriumazid extrem giftig ist. Lesen Sie die Sicherheitsdatenblatt vor Beginn der Arbeit und gehe es erst, wenn alle Sicherheitshinweise lesen und verstehen. </li><li> Zentrifugieren Sie die Zellen 5000 × g für 10 min Zellen zu pelletieren. Überstand verwerfen und das Pellet in 200 ul Pett IV (PIV) -Puffer (10 mM Tris: HCl (pH 8,0), 1 M NaCl). Mikrozentrifuge (13 000 × g für 2 min) Zellen zu pelletieren. DiSCARD den Überstand. In diesem Stadium des Verfahrens die Pellets weiter oder bei -20 ° C. </li><li> Resuspendieren der Zellen mit der niedrigsten Zelldichte in 50 ul PIV und bei 50 ° C. Bei allen anderen Proben, die Volumina der PIV einzustellen, die endgültige Zelldichte die gleiche in jedem Röhrchen (zB Probe 1 (OD 600nm = 0.128) in 50 &amp; mgr; l resuspendiert, Probe 2 (OD 600 nm = 0,138) resuspendiert in 54 &amp; mgr; l). <ol><li> Fügen Sie ein gleiches Volumen von frisch hergestellten 0,8% igen Lösung in PIV (Endkonzentration 0,4%; , z. B. Probe 1 50 ul Probe 2 54 ul). Stellen Sie sicher, dass die Proben, Agarose und PIV über 50 ° C sind Erstarrung zu verhindern. </li></ol></li><li> Behandeln eines Mikroskop-Objektträger mit 40 ul einer geeigneten Glas Wasser abweisend oder Silikonlösung. Reiben Sie die Folie mit einem Gewebe, bis es trocken ist. Hinweis: Dies kann im Voraus und die behandelten Folien gespeichert langfristig bei Raumtemperatur durchgeführt werden. </li><li> Legen Sie 20 ul Tropfen ter Zelle / Agarosesuspension auf der Folie Stecker zu produzieren, die halbkugeligen sind. Hinweis: Die erste Probe (resuspendiert in 50 &amp; mgr; l PIV) 5 Stecker auf einer Folie erzeugt. </li><li> Wenn die Pfropfen verfestigt haben, schieben sie sanft in ein Mikrozentrifugenröhrchen und Zugabe von 1 ml Zell-Lyse-Puffer (10 mM Tris-HCl [pH 8], 1 M NaCl, 100 mM Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), 0,2% Natriumdesoxycholat, 0,5% N-Lauroylsarcosin - Natriumsalz (Sarkosyl), 100 ug ml - 1 Lysozym, 50 ug ml - 1 RNase A). Inkubieren bei 37 ° C für 2 Stunden. </li><li> Entfernen Sie die Zell - Lyse - Puffer und 1 ml EDTA / Sarkosyl / Proteinase K (ESP) -Lösung (0,5 M EDTA, 1% N-Lauroylsarcosin - Natriumsalz (Sarkosyl), 1 mg ml - 1 Proteinase K). bei 50 ° C inkubieren sind über Nacht oder bis die Stecker transparent. Wenn eine zweite Inkubation über Nacht erforderlich ist, ersetzen Sie die ESP-Lösung mit frischem Puffer nach etwa 18 Stunden. </li><li> Entferne dasESP-Puffer und die Stecker 5 mal mit 12 ml Tris-EDTA (TE) -Puffer (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH 8,0) waschen 30 min Äquilibrierung mit jeder Wäsche ermöglicht. Lagerung bei 4 ° C in 1 ml TE-Puffer. </li></ol> 4. Neutral-neutral 2-dimensionale Gelelektrophorese <ol><li> Übertragen Sie eine Agarose-Stecker aus Schritt 3.8 in ein frisches Mikrozentrifugenröhrchen und fügen 150 ul Restriktionsenzym-Puffer (1x Konzentration). 25-100 Einheiten Restriktionsenzym (beispielsweise 60 Einheiten EcoRV; (siehe 3A)). Digest bei 37 ° C für 6-8 Stunden. </li><li> Bei 4 ° C, gießen Sie ein 0,4% Agarose-Gel (300 ml) in 1x Tris / Borat / EDTA (TBE) in einen Gelträger von ca. 25 x 25 cm. etwa die gleiche Breite wie der Durchmesser des Steckers Setzen Sie einen Kamm Brunnen zu machen. Wenn das Gel gesetzt ist, nehmen Sie den Kamm und das Gel auf Raumtemperatur bewegen. </li><li> Schieben Sie eine der verdauten Agarose-Stecker in einen Brunnen, die Positionierung des Flachschiebers des Steckers gegen die Seite des Bohrlochs, wobei ter DNA wird in das Gel eintreten. Legen Sie einen einzelnen Stecker auf die gleiche Weise in jeder Sekunde gut. </li><li> Pipettieren geschmolzene 0,4% Agarose in die Vertiefungen der Stecker in Position zu versiegeln. </li><li> Last 1 kb DNA-Leiter in einem leeren gut, so dass wieder eine Lücke zwischen dem Leiter und Proben, und über Nacht laufen, das Gel (16 h, 55 V) in 1x TBE bei Raumtemperatur. </li><li> Beflecken das Gel in einem Wasserbad enthaltend Ethidiumbromid (0,3 &amp; mgr; g ml -1) für 20 min. Hinweis: Ethidiumbromid ein potenter mutagen und ein Toxin betrachtet wird. Lesen Sie die Sicherheitsdatenblatt vor Beginn der Arbeit und gehe es erst, wenn alle Sicherheitshinweise lesen und verstehen. </li><li> Visualisieren Sie die DNA mit einem UV-Transilluminator langwellige und schneiden Sie jede Spur Fragment mit einer geraden, auch geschnitten, die Aufnahme von überschüssigem Agarose auf beiden Seiten der Bahn zu minimieren. Hinweis: Wenn beispielsweise das Fragment von Interesse 5,5 kb ist, geschnitten, um ein 7,5 cm-Fragment der DNA-Fragmente von 5 kb, umfassen approximately 12 kb (siehe 3A). </li><li> Legen Sie die ausgeschnittenen Gel Spur in einem Gelträger 90 ° zur Richtung der DNA-Migration. Hinweis: Zwei Reihen von 3 Gelfragmenten in einem 25 x 25 cm 2 Geltablett passen. Die erste Reihe von Gelspuren ist an der Spitze der Schale, die zweite Reihe bei 12,5 cm. </li><li> Bereiten Sie 300 ml Agarose für die zweite Dimension Gel (0,9% in 1x TBE mit 0,3 ug ml -1 Ethidiumbromid). Wenn der Agarose auf 50 ° C abgekühlt wird, das geschmolzene Agarose pipettieren um die Gelscheiben ihre Position zu verfestigen. Gießen Sie die restliche Agarose in die Schale bis zu einer Tiefe, die zumindest in Höhe der Gelschnitten ist. </li><li> Sobald das Gel erstarrt ist, Elektrophorese bei 4 ° C in TBE 1x , enthaltend 0,3 &amp; mgr; g ml -1 Ethidiumbromid bei 220 V , bis die DNA etwa 10 cm gewandert ist. Hinweis: 4 Stunden für ein 5,5-kb-Fragment ausreichend ist, aber ein kleineres Fragment wird weniger Zeit benötigen. </li><li> Excise die Blöcke, wo die genomische DNA vorhanden ist usingen den Rand eines Metalllineal, einschließlich dem Gel darüber die DNA enthalten , die nicht sichtbar sind (siehe Abbildung 3c). </li></ol> 5. Southern-Hybridisierung <ol><li> Herstellung der Lösung <ol><li> Bereiten Sie Depurinierung Puffer (0,125 M HCl-Lösung). Anmerkung: Dieser Puffer wieder verwendet werden kann und ist stabil bei Raumtemperatur für bis zu 1 Monat. </li><li> Bereiten Sie Denaturierungspuffer (1,5 M NaCl, 0,5 M NaOH). Anmerkung: Denaturierungspuffer wiederverwendet werden kann, sobald und stabil für bis zu 3 Monate bei Raumtemperatur. </li><li> Bereiten Neutralisationspuffer (1,5 M NaCl, 0,5 M Tris). Passen Sie auf pH 7,5 mit HCl. Anmerkung: Neutralisationspuffer einmal wiederverwendet werden kann und stabil für bis zu 3 Monate bei Raumtemperatur. </li><li> Bereiten 10x Saline Sodium Citrate (SSC) Puffer (0,15 M Tri-Natriumcitrat, 1,5 M NaCl, pH-Wert 7 - 8) für die Verwendung in den Schritten 5.2.4 und 5.2.6. Von diesem Puffer, einen 2 × SSC Lager machen (für den Einsatz in Schritt 5.2.9). Hinweis: 10x SSC und 2x SSC einwieder stabil bei RT für 3 Monate. </li><li> Bereiten Modifizierte Church und Gilbert Hybridisierungspuffer 19 (0,5 M Phosphatpuffer [pH 7,2], 7% (w / v) Natriumdodecylsulfat (SDS), 10 mM EDTA). Lassen bei 65 ° C gründlich vor auflösen zu verwenden. </li></ol></li><li> Übertragung <ol><li> Spülen Sie die ausgeschnittenen Gelblöcken in Depurination Lösung für 10 min bei RT auf einer Wippe oder Orbitalschüttler. Halten Sie die Bewegungsgeschwindigkeit niedrig zu vermeiden, die Agarose-Blöcke zu beschädigen. </li><li> Spülen Sie die Gelblöcken kurz mit destilliertem Wasser und dann mit einer Denaturierung Puffer für 30 min. Spülen Sie nochmals kurz in destilliertem Wasser und dann brüten die Gelblöcken in Neutralisierungspuffer für 30 min unter leichtem Schütteln bei Raumtemperatur. </li><li> Schneiden Sie eine Nylonmembran auf die genaue Größe des Gels (s). Schneiden Sie ein Nick in der oberen rechten Ecke bei der Ausrichtung der Membran in Zukunft Schritte zu unterstützen. Anmerkung: Zwei Gelblöcke (6 Proben) auf eine Membran sichtbar gemacht werden. </li><li> Gießen Sie genug 10x SSC in eine tray, so daß sie nicht über Nacht trocknen. Eine Plattform ca. 5 cm über dem Niveau des Puffers. Sättigen 3 Blatt 3 MM-Chromatographie-Papier mit 10x SSC und Platz auf der Plattform. Schneiden Sie die Chromatographie Papier so, dass es lang genug ist, an beiden Enden und breit genug, um in Puffer eingetaucht werden, um die Membran Gel zu passen. </li><li> Legen Sie das Gel (n) auf der Oberseite des gesättigten Chromatographie-Papier. Rahmen Sie das Gel mit Plastikfolie den Puffer unter Umgehung des Gels während der Übertragung zu verhindern. Vorsichtig legen die Schnitt Membran auf der Oberseite des Gels (s). Entfernen Sie Luftblasen zwischen der Membran und Gel durch eine Flasche oder serologische Pipette vorsichtig über die Membran rollen. </li><li> Schneiden drei Blatt 3MM Chromatographiepapier auf die gleiche Größe wie die Membran. Tränken Sie die Chromatographie Papierblätter mit 10x SSC und legen auf der Oberseite der Membran. Entfernen Sie alle Luftblasen, die sich gebildet haben. </li><li> Stapel Papiertücher mindestens 5 cm hoch oben auf dem Löschpapier, gefolgt von einem festen Träger (approximate Gewicht von 1 kg für einen 23 x 16 cm-Membran). Lassen Sie den Transfer über Nacht ablaufen. </li><li> Belichten der Membran (DNA Seite nach oben) zu 1,200 J / m 2 UV die DNA an der Membran zu vernetzen. Sie nicht zu diesem Schritt vor spülen. </li><li> Spülen Sie die Membran gründlich in 2 × SSC zu hohen Hintergrund auf dem Blot Bilder verhindern. Verwenden Sie den Fleck sofort für die Hybridisierung (siehe 5.3) oder bei RT trocknen, wickeln Sie in der Plastikverpackung und lagern bei 4 ° C. </li></ol></li><li> Hybridisation <ol><li> Vorheiz Hybridisierungsofen und Flaschen auf 55 ° C. </li><li> Füge 100 &amp; mgr; g ml -1 Rinderserumalbumin (BSA) und 10 &amp; mgr; g ml -1 unspezifische DNA (beispielsweise Lachssperma - DNA) mit dem vorgewärmten Hybridisierungspuffer. </li><li> Um eine gleichmäßige Abdeckung des Hybridisierungspuffers ermöglichen, wenn die Membran aufgerollt wird, legen Sie den Fleck auf einen ähnlich großen Quadrat aus Nylon mit der DNA-gebundenen Seite der Membran Netz nach oben zeigt. Rollen Sie den Fleck entlang seiner langen Kante. Gleitender Blot / innen einer Hybridisierungsflasche ineinander greifen. Füge eine geeignete Menge vorgewärmten Hybridisierungspuffer des Blots (zB 30 ml für ein 23 x 16 cm 2 Membran) zu entrollen. </li><li> Inkubieren in einem vorgeheizten Ofen, um die Flaschen zu drehen, für 1 Stunde. </li><li> Bereiten Sie die Sonde durch 50 ng gereinigte PCR - Produkt homolog zu der Region von Interesse Mischen, 150 ng von zufälligen Hexamer - Primern, Puffer für Klenow - Fragment und H 2 O mit einem Volumen von 13 &amp; mgr; l zu machen. Kochen für 3 Minuten dann sofort auf Eis legen. 1 ul 1 mM dCTP / dGTP / dTTP - Mix, 1 ul Klenow - Fragment (5U) und 50 uCi Desoxyadenosin - 5&#39;-triphosphat radiomarkierten am alpha phosphat- (α 32 P-dATP). </li><li> Inkubieren bei Raumtemperatur für 1 Stunde. 1 ul 1 mM dNTP mischen und 1 ul Klenow-Fragment. Inkubiere 20 min bei RT. </li><li> Boil-Sonde für 5 Minuten und fügen Sie sofort auf Hybridisierungsröhrchen. Hybridisierung über Nacht bei 55 ° C, mit einer Drehung. </li><li> Umfüllen probe von Membran. Anmerkung: Die Sonde der Lage ist, einmal wiederverwendet zu werden. </li><li> Spülen Sie die Membran kurz in vorgewärmten, niedriger Stringenz-Waschpuffer (2x SSC, 0,1% (w / v) SDS). In frischen niedriger Stringenz-Waschpuffer und Inkubation für 5 min bei 55 ° C mit Rotation. Wiederholen. </li><li> Zweimal waschen in mittlerer Stringenz-Waschpuffer (1x SSC, 0,1% (w / v) SDS) für 10 min bei 55 ° C mit Rotation. </li><li> Zweimal waschen in hoher Stringenz-Waschpuffer (0,1X SSC, 0,1% (w / v) SDS) für 5 min bei 55 ° C mit Rotation. </li><li> Entfernen Sie die Membran und tupfen mit Gewebe überschüssige Flüssigkeit zu entfernen. Wickeln in Plastikfolie sicherzustellen gibt es keine verbleibende Feuchtigkeit auf der Plastikfolie und in Belichtungskassette mit einer vorgeblendeten Speicherleuchtstofffolie. Schließen Sie die Kassette und setzen mindestens 2 Stunden vor der Visualisierung für eine Phosphor-Imager verwendet wird. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Während der Chromosomenduplikation stößt die Replikationsmaschinerie auf verschiedene Hindernisse, die ihren Fortschritt verhindern. Um sicherzustellen, dass das gesamte Single-Origin-Chromosom repliziert wird, haben Bakterien zahlreiche Wege zur Reparatur der DNA, die es dann ermöglicht, das Replisom neu zu laden20,21. Läsionen, einzelsträngige Brüche, doppelsträngige Brüche und Proteine, die eng an die DNA gebunden sind, können jeweils über einen speziellen Weg behandelt werden, obwohl es wahrscheinlich zu e...

Während der DNA-Replikation, steht die replisome Hindernisse auf der DNA, die ihr Fortschreiten beeinträchtigen. DNA - Schäden , einschließlich Läsionen und Lücken sowie anomale Strukturen können die replisome , fortzusetzen 1 zu verhindern. Vor kurzem wurde gefunden , dass an die DNA gebundenen Proteine ​​die häufigste Quelle für Hindernis sind 2 fork Progression Replikation. Das Wissen über die Ereignisse im Anschluss an die Begegnung der replisome mit einem Nukleoprotein Block an einem bekannten Ort durch die Unfähigkeit beschränkt zu induzieren einen solchen Block in das Chromosom einer lebenden Zelle vorher. In - vitro - Analyse unser Verständnis der kinetischen Verhalten wurde verbessert einer aktiven replisome , wenn es eine Verstopfung Nukleoprotein 3, sowie die mechanistischen Details der replisome selbst 4,5 erfüllt. Das aktuelle Verständnis der Reparatur der Replikation wird in der Regel mit UV als schädigende Mittel vorgenommen und untersucht in vivo unter Verwendung von Plasmid - DNA 6-8 </sup&gt;. Während die Proteine ​​, die in der Reparatur von DNA beteiligt sein können , nachdem er eine in vivo - Nukleoprotein Block begegnet werden in der Regel aus diesen Studien verstanden, ob es Unterschiede in den molekularen Vorgänge innerhalb der Reparaturwege aufgrund der deutlichen Ursache in der Replikationsblock sind noch noch ist bestimmt werden. Hier beschreiben wir ein System, das ein Nukleoprotein Block ermöglicht in einer bestimmten Stelle des Chromosoms hergestellt werden unter Verwendung eines Fluoreszenz-Repressor Operator System (FROS). Wir verwenden einen Stamm von E. coli , das ein Array von 240 tetO - Stellen in das Chromosom eingebaut 9 hatte. Jede tetO - Stelle innerhalb des Arrays hat eine 10 bp Zufallssequenz flankieren sie die Stabilität der Anordnung zu erhöhen durch RecA-vermittelte Rekombination innerhalb des Arrays zu verhindern. Dieses Array, und Variationen davon, wurden ursprünglich verwendet , um E. verstehen coli Chromosom Dynamik 10,11 aber wurden dann preve angepaßtnt in vivo - Replikation 12. Das Array wurde gefunden, stabil aufrechterhalten werden und nahezu 100% der Replikationsgabeln zu blockieren , wenn sie von TetR 10,12 gebunden. Die Verwendung des ähnlichen lacO Array in vitro hat , so wenig wie 22 gefunden Seiten ausreichend waren 90% der Replikation zu blockieren, obwohl dies kürzere Anordnung weniger effektiv war in vivo 13. Um das Array anzupassen eine Nukleoprotein Blockade zu schaffen, muss das Repressor-Protein hoch werden unter optimierten Bedingungen überproduzierte wo es dann an das Array bindet eine Straßensperre zu schaffen. Die Bildung der Blockade, und seine anschließende Freisetzung können durch die Verwendung von Fluoreszenzmikroskopie überwacht werden, wenn ein fluoreszierend markiert Variante des Tet-Repressor verwendet wird. Der Status der Replikation in jeder Zelle wird durch die Anzahl der Foci gesehen angedeutet, wo ein einzelner Brennpunkt bedeutet nur eine Kopie des Arrays innerhalb der Zelle vorhanden ist und mehrere Brennpunkte sind kennzeichnend für aktive Replikation. Diese aktive Wiederdung wird aktiviert, wenn das Nukleoprotein Blockierung durch die Zugabe des gratuitous Induktor umgekehrt wird, die die Bindungsaffinität von TetR für die Operatorstelle abnimmt ausreichend für die replisome durch das Array fortzufahren. Das Repressor-Protein ist noch in der Lage mit einer ausreichend hohen Affinität an die DNA zu binden, die nun mehrere Kopien der Array sichtbar gemacht werden kann. Weitere komplizierten Details der Ereignisse können an der Nukleoprotein Blockade 14-16 mit neutral-neutral zweidimensionalen Agarose - Gelelektrophorese und Southern - Hybridisierung werden entdeckt. Diese Techniken erlauben die Analyse von DNA-Strukturen in der Bevölkerung. Die Replikationszwischenprodukte, die während des Ereignisses gebildet sind und bleiben potentiell unrepaired können visualisiert werden. Durch Variation der Restriktionsenzym und die Sonde verwendet wird , können die Zwischenprodukte dargestellt werden , nicht nur in dem Feldbereich , sondern auch stromaufwärts des Arrays , wenn der Replikationsgabel 17,18 zurückbildet. DasRegression nimmt an den replisome Dissoziation nachfolgenden platzieren; die führenden und hinken im Entstehen begriffenen Stränge getrennt von den Template-Stränge und Ausheilen miteinander, wie die Template-Stränge gleichzeitig erneut Glühen in einer DNA-Struktur Vier-Wege resultierende (a Holliday). Unter Verwendung dieses Systems hat sich gezeigt , dass der Replikationsgabel nicht stabil ist , wenn es diesen Block 18 stößt. Darüber hinaus können Derivate von replisome Komponenten empfindlichen Temperatur Neuladen der Replikationsgabel zu verhindern, verwendet werden, wenn es zusammengebrochen ist. Sobald ein Block hergestellt wird, kann die Belastung auf eine nicht-permissive Temperatur verschoben werden, um ein synchrones Abschalten der replisome und eine kontrollierte Prävention Nachladen zu gewährleisten. Diese temperaturbedingten Deaktivierung gewährleistet alle der Gabeln in der Bevölkerung zu einer gegebenen Zeit zusammengebrochen sind und ermöglicht die Bewertung dessen, was geschieht, wenn der replisome kollabiert, wie die DNA verarbeitet wird, und dem, was erforderlich ist, um wiederden Prozess der DNA-Replikation starten. Ein Vorteil der hier beschriebenen System ist, dass das Nukleoprotein Block vollständig reversibel ist; Daher wurde die Fähigkeit der Zellen aus dem Nukleoprotein Block wiederherzustellen der Lage ist, zu folgen. Die Zugabe von Anhydrotetrazyklin zu den Zellen wird die enge Bindung des Repressor entlasten, so dass eine Replikationsgabel zu gehen durch und die Lebensfähigkeit der Zellen wieder zu erlangen. Das Relief der Blockade kann durch neutrale neutralen zweidimensionalen Agarose-Gelelektrophorese nach 5 min, und durch Mikroskopie innerhalb von 10 min sichtbar gemacht werden. Darüber hinaus kann die Lebensfähigkeit Analyse die Fähigkeit des Stammes offenbaren aus der Replikations Blockade zu erholen und weiter zu vermehren. Durch Veränderung des genetischen Hintergründe der in dem experimentellen Verfahren verwendeten Stämme hier beschrieben, können die Reparaturwege für diese Art von Blockierung erläutert.

<table><tbody><tr><td>Trypton</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>16922</td><td>Komponente von Wachstumsmedien</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>VWR</td><td>27810.364</td><td>Komponente von Wachstumsmedien</td></tr><tr><td>Hefeextrakt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>92144</td><td>Komponente von Wachstumsmedien</td></tr><tr><td>Kaliumphosphat monobasisch</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9791</td><td>Komponente von Wachstumsmedien; Kaliumpufferkomponente</td></tr><tr><td>Kaliumphosphat zweibasisch</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3786</td><td>Komponente des Wachstumsmediums; Kaliumpufferkomponente</td></tr><tr><td>L-Arabinose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A3256</td><td>Zur Induktion der TetR-YFP-Produktion</td></tr><tr><td>Anhydrotetracyclinhydrochlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>37919</td><td>Freisetzung des Replikationsblocks</td></tr><tr><td>Axioskop 2 Fluoreszenzmikroskop</td><td>Zeiss</td><td>452310</td><td>Visualisierung von Zellen</td></tr><tr><td>eYFP Filterset</td><td>Chroma Technology</td><td>41028</td><td>Visualisierung der YFP</td></tr><tr><td>CCD-Kamera</td><td>Hamamatsu</td><td>Orca-AG</td><td>Visualisierung der Zellen</td></tr><tr><td>MetaMorph&nbsp; Software (Molekulare Bauelemente)</td><td>SDR Scientific</td><td>31282</td><td>Version 7.8.0.0, die bei der Erstellung dieses Manuskripts verwendet wurde</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Bioline</td><td>BIO-41025</td><td>Für Agarose-Plugs und Gelelektrophorese</td></tr><tr><td>Original Glass Water Repellent (Rain-X)</td><td>Autobarn</td><td>DIO1470</td><td>Für die Herstellung von Agarose-Plugs</td></tr><tr><td>TRIS</td><td>VWR</td><td>VWRC103157P</td><td>TE, TBE-Pufferkomponente</td></tr><tr><td>Ethylendiamintetraessigsäure</td><td>Ajax Finechem</td><td>AJA180</td><td>0,5 M EDTA Dinatriumsalzlösung, eingestellt auf pH 8,0 mit NaOH.</td></tr><tr><td>Natriumazid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2002</td><td>Bakteriostatikum</td></tr><tr><td>Salzsäure</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>258148</td><td>TE-Pufferkomponente</td></tr><tr><td>Natriumdesoxycholat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6750</td><td>Zelllysepufferkomponente</td></tr><tr><td>N-Lauroylsarcosin-Natriumsalz (Sarkosyl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L5125</td><td>Zelllyse- und ESP-Pufferkomponente</td></tr><tr><td>Rnase A</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R6513</td><td>Zelllyse-Pufferkomponente</td></tr><tr><td>Lysozym</td><td>Amresco</td><td>6300</td><td>Zelllyse-Pufferkomponente</td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>Amresco</td><td>AM0706</td><td>ESP-Pufferkomponente</td></tr><tr><td>Sub-Cell Model 192 Cell</td><td>BioRad</td><td>1704507</td><td>Elektrophorese-System</td></tr><tr><td>UV-Transilluminator 2000</td><td>BioRad</td><td>1708110</td><td>Visualisierung der DNA</td></tr><tr><td>Ethidiumbromid</td><td>BioRad</td><td>1610433</td><td>Visualisierung von DNA</td></tr><tr><td>Borsäure</td><td>VWR</td><td>PROL20185.360</td><td>FSME-Komponente</td></tr><tr><td>Hybond-XL Nylon Memrbane</td><td>Amersham</td><td>RPN203S</td><td>Zeta-Probe Memrbane (BioRad 1620159) kann auch verwendet werden</td></tr><tr><td>3MM Whatman Chromatographiepapier</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>3030690</td><td>Southern Blotting</td></tr><tr><td>HL-2000 Hybrilinker</td><td>UVP</td><td>95-0031-01/02</td><td>Vernetzung von DNA und Hybridisierung</td></tr><tr><td>Desoxyribonukleinsäure aus Lachsspermien</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>31149</td><td>Hybridisierungspufferkomponente</td></tr><tr><td>Natriumhydroxid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5881</td><td>Denaturierungspufferkomponente</td></tr><tr><td>Trinatriumcitratdihydrat</td><td>VWR</td><td>PROL27833.363</td><td>Transferpuffer</td></tr><tr><td>Natriumdodecylsulfat (SDS)</td><td>Amresco</td><td>227</td><td>Waschpufferkomponente</td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7906</td><td>Hybridisierungspufferkomponente</td></tr><tr><td>Random Hexamer Primer</td><td>Bioline</td><td>BIO-38028</td><td></td></tr><tr><td>Klenow-Fragment</td><td>New England BioLabs</td><td>M0212L</td><td></td></tr><tr><td>dNTP Set</td><td>Bioline</td><td>BIO-39025</td><td></td></tr><tr><td>Adenosin 5'-triphosphat-32P-ATP</td><td>PerkinElmer</td><td>BLU502A</td><td></td></tr><tr><td>Storage Phosphor Screen</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>GEHE28-9564-76</td><td>BAS-IP MS 3543 E Mehrzweck-Standard 35 cm x 43 cm Screen</td></tr><tr><td>Typhoon FLA 7000</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>28-9558-09</td><td>Visualisierung der Blot-Hybridisierungsflasche</td></tr><tr><td></td><td>UVP</td><td>07-0194-02</td><td>35 mm x 300 mm</td></tr></tbody></table>

induzierung einer site specific replikation verstopfungen in<i&gt; e. coli</i&gt; ein fluoreszierendes repressor operator system verwenden

Inducing a Site Specific Replication Blockage in E. coli Using a Fluorescent Repressor Operator System

Hindernisse, die auf DNA, einschließlich fest gebundene Proteine ​​und verschiedene Läsionen, kann das Fortschreiten der Zelle Replikationsmaschinerie stark hemmen. Das Abwürgen eines replisome kann aus dem Chromosom zu seiner Dissoziation führen, entweder teilweise oder vollständig, um den Zusammenbruch der Replikationsgabel führt. Die Erholung von diesem Zusammenbruch ist eine Notwendigkeit für die Zelle genau vollständige Chromosomen Vervielfältigung und anschließend unterteilen. Daher wird, wenn der Zusammenbruch auftritt, hat die Zelle verschiedene Mechanismen entwickelt, die stattfinden, um die DNA Gabel und erlauben die Replikation wiederherzustellen mit hoher Genauigkeit durchgeführt werden. Zuvor wurden diese Replikationsreparaturwege in Bakterien unter Verwendung von UV-Schäden untersucht, was den Nachteil hat, nicht auf einen bekannten Ort lokalisiert ist. Dieses Manuskript beschreibt ein System mit einem Fluoreszenz-Repressor Operator System (FROS) unter Verwendung eines ortsspezifischen Protein Block zu erstellen, die ein Abwürgen und Zusammenbruch der Replikation induzieren kann foRKS in Escherichia coli. Protokolle Detail, wie der Status der Replikation kann in einzelnen lebenden Zellen unter Verwendung von Fluoreszenzmikroskopie und DNA-Replikationszwischenprodukte dargestellt werden kann durch 2-dimensionale Agarose-Gelelektrophorese analysiert werden. Temperaturempfindlichen Mutanten von replisome Komponenten (zB DnaBts) können in das System eingebaut werden , um einen synchronen Kollabieren der Replikationsgabeln zu induzieren. Ferner sind die Rollen der Rekombinationsproteine ​​und Helikasen, die an diesen Prozessen beteiligt sind, können unter Verwendung von genetischen Vorprägungen in diesem System untersucht werden.

Die FROS ein induzierbarer, ortsspezifische Nukleoprotein Block, der Replikationszwischenprodukte ermöglicht 12,18 in lebenden Zellen visualisiert werden. Eine allgemeine experimentelle Design für Zellen Abtasten ist in Abbildung 1 dargestellt. Der Zeitpunkt der Probenahme und Variationen in der genetischen Hintergrund dieses machen ein vielseitiges System für die Reparatur eines solchen Blocks zu studieren. Die schematische veranschaulicht , wie temperaturemp...

Wir beschreiben hier ein System, das einen ortsspezifischen, reversiblen in vivo Proteinblock verwendet, um Replikationsgabeln in Escherichia coli zu blockieren und zu kollabieren. Die Etablierung des Replikationsblocks wird durch Fluoreszenzmikroskopie evaluiert und die neutral-neutrale 2-dimensionale Agarose-Gelelektrophorese wird zur Visualisierung von Replikationszwischenprodukten verwendet.

Induzierung einer Site Specific Replikation Verstopfungen in<i&gt; E. coli</i&gt; Ein fluoreszierendes Repressor Operator System verwenden

Obstacles present on DNA, including tightly-bound proteins and various lesions, can severely inhibit the progression of the cell&#39;s replication ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, eine Replikationsgabel an einem Nukleoprotein-Block zu stoppen und die DNA-Strukturen an der Blockierungsstelle zu untersuchen, um DNA-Reparaturwege zu erforschen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen zur DNA-Replikation und -Reparatur zu beantworten, beispielsweise, wie die DNA verarbeitet wird, wenn der Replikationsapparat der Zelle auf eine proteinbasierte Hindernis trifft. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass wir eine Replikationsgabel reversibel an einer definierten Position auf dem Chromosom in einer gesamten Population lebender Zellen anhalten können.Die Durchführung dieses Verfahrens wird von den folgenden Mitgliedern meines Labors demonstriert: Dr. Karla Mettrick, der Doktorandin Georgia Weaver und Tayla-Ann Corocher. Für dieses Verfahren wird ein E. coli-Stamm verwendet, der ein Tetracyclin-Operator-Array im Plasmid pKM1 trägt. pKM1 kodiert für TetR-YFP, ein induzierbares, mit gelbem fluoreszierendem Protein markiertes Tetracyclin-Repressorprotein.Verdünnen Sie eine frische Übernachtkultur dieses E.coli-Stamms auf eine optische Dichte bei 600 Nanometern von 0,01 in einem verdünnten komplexen Medium mit Antibiotika, wie zur Selektion erforderlich. Kultivieren Sie die Zellkultur bei 30 Grad Celsius unter Schütteln bis zu einer optischen Dichte bei 600 Nanometern von 0,05 bis 0,1. Entnehmen Sie eine 10-Milliliter-Probe, die als nicht induzierte Kontrolle dient.Fügen Sie 0,01 % Arabinose zur verbleibenden Kultur hinzu, um die Produktion von TetR-YFP aus pKM1 zu induzieren. Kultivieren Sie sowohl die nicht induzierte als auch die induzierte Kultur weiterhin bei 30 Grad Celsius unter Schütteln. Überprüfen Sie nach einer Stunde mittels Fluoreszenzmikroskopie das Vorhandensein eines einzelnen Fokalpunkts in jeder Zelle der induzierten Kultur.Wenn die induzierten Zellen als blockiert bestätigt sind, was durch mehr als 70 % der Zellen mit einem einzelnen Fokus angezeigt wird, erfassen Sie die optische Dichte und entnehmen Sie 7,5 Milliliter der Probe zur Analyse mittels zweidimensionaler Gelelektrophorese. Entnehmen Sie eine äquivalente Probe aus der nicht induzierten Kontrollkultur. Bereiten Sie vor der Fluoreszenzmikroskopie die Agarose-Pads zur Verhinderung der Zellbewegung während der Visualisierung vor.Für jede Agarose-Platte pipettieren Sie 500 Mikroliter geschmolzene Agarose auf einen Objektträger und legen sofort das Deckglas auf, bevor die Agarose erstarrt. Bewahren Sie die Objektträger zwischen feuchten Tüchern bei vier Grad Celsius auf, bis sie benötigt werden. Wenn es Zeit ist, die Zellen zu überprüfen, entfernen Sie das Deckglas von der Agarose-Platte und pipettieren Sie 10 Mikroliter Bakterienkultur in die Mitte der Platte.Nach ungefähr fünf Minuten, wenn das Agarose-Pad getrocknet ist, setzen Sie das Deckglas wieder ein. Geben Sie einen Tropfen Immersionsöl auf das Deckglas und platzieren Sie die Probe unter der Optik. Betrachten Sie die Zellen mittels Phasenkontrstmikroskopie bei 100facher Vergrößerung.Stellen Sie im Dialogfeld „Acquire“ der Bildgebungssoftware die Belichtungszeit auf 100 Millisekunden ein. Wählen Sie „Acquire“, um das Bild aufzunehmen. Bewegen Sie nicht die Bühne.Wählen Sie im Dialogfeld „Acquired“ YFP als Beleuchtung für den externen Verschluss, der mit der Kamera verbunden ist, aus. Stellen Sie die Belichtungszeit auf 1.000 Millisekunden ein. Schalten Sie das Objektbeleuchtung aus und wählen Sie „Acquire“, um das Fluoreszenzbild aufzunehmen.Um dieses Verfahren zu beginnen, fügen Sie Natriumazid zu zuvor gesammelten Kulturproben hinzu, sodass eine Endkonzentration von 0,1 % erreicht wird, und inkubieren Sie die Proben mindestens fünf Minuten auf Eis. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 5.000 × g für zehn Minuten. Entsorgen Sie den Überstand.Suspendieren Sie jedes Zellpellet in 200 Mikroliter PIV-Puffer und überführen Sie die Zellen in ein Mikrozentrifugenröhrchen. Zentrifugieren Sie kurz im Mikrozentrifugator, um die Zellen zu pelletieren, und entsorgen Sie den Überstand. Behandeln Sie eine Objektträgerplatte mit 40 Mikroliter einer geeigneten wasserabweisenden Glas- oder Silikonlösung. Reiben Sie den Objektträger mit einem Tuch, bis er trocken ist. Resuspendieren Sie die Zellen mit der niedrigsten Zelldichte in 50 Mikrolitern PIV und stellen Sie sie bei 50 Grad Celsius in einen Heizblock. Für alle anderen Proben passen Sie die Volumina von PIV so an, dass die endgültige Zelldichte in jedem Reaktionsgefäß gleich ist.Geben Sie ein gleiches Volumen einer frisch hergestellten 0,8 %igen Agarose-Lösung in PIV zu den Proben hinzu. Halten Sie die Proben im Wärmeprotokoll, um sicherzustellen, dass sie über 50 Grad Celsius bleiben, um eine Verfestigung zu verhindern. Geben Sie 20-Mikroliter-Tropfen der Zell-Agarose-Suspension auf den behandelten Objektträger, um halbkugelförmige Plugs zu erzeugen.Wenn die Plugs erstarrt sind, schieben Sie vorsichtig alle Plugs einer Probe in ein einzelnes Mikrozentrifugenröhrchen und geben Sie ein Milliliter Zelllysepuffer hinzu. Inkubieren Sie zwei Stunden bei 37 Grad Celsius. Nach zwei Stunden entfernen Sie den Zelllysepuffer und geben ein Milliliter EDTA-Sarkosyl-Proteinase-K-Lösung oder ESP-Lösung hinzu.Übernacht bei 50 Grad Celsius inkubieren oder bis die Plugs durchsichtig sind. Sobald die Plugs durchsichtig sind, den ESP-Puffer entfernen und die Plugs in ein 15-Milliliter-Gefäß überführen. 12 Milliliter TE-Puffer hinzufügen und 30 Minuten stehen lassen.Die Plugs insgesamt fünfmal mit TE-Puffer waschen. Die Plugs bei vier Grad Celsius in einem Milliliter TE-Puffer lagern. Zur Analyse der Replikationsintermediate wird die DNA in den Agarose-Plugs mit einem geeigneten Restriktionsenzym für den Bereich von Interesse digeriert.In diesem Beispiel schneidet EcoRV die DNA unmittelbar vor der Anordnung, innerhalb der Anordnung und hinter der Anordnung, wodurch im Bereich des Interesses Fragmente von 5,5 kb und 6,7 kb entstehen. Um dieses Verfahren zu beginnen, überführen Sie einen Agarose-Plug in ein frisches Mikrozentrifugenröhrchen und geben 150 Mikroliter Restriktionspuffer hinzu. Fügen Sie 25 bis 100 Einheiten Restriktionsenzym hinzu und inkubieren Sie acht Stunden lang bei 37 Grad Celsius.Stellen Sie ein 0,4 %iges Agarosegel bei vier Grad Celsius her. Gießen Sie 300 Milliliter geschmolzene Agarose in ein Gelltray mit einer Größe von etwa 25 mal 25 Zentimetern. Setzen Sie einen Kamm ein, um die Vertiefungen etwa so breit wie der Durchmesser des Plugs zu gestalten.Wenn das Gel erstarrt ist, entfernen Sie den Kamm und bringen Sie das Gel auf Raumtemperatur. Mit einer Inokulationsnadel schieben Sie eine der digerierten Agarose-Plugs in eine Vertiefung, wobei die flache Seite des Plugs an der Seite der Vertiefung platziert wird, wo die DNA in das Gel eintreten wird. Fügen Sie auf die gleiche Weise in jede zweite Vertiefung jeweils einen einzelnen Plug ein.Pipettieren Sie geschmolzenes 0,4 %iges Agarose in die Vertiefungen, um die Plugs an ihrem Platz zu fixieren. Geben Sie eine 1-kb-DNA-Leiter in eine leere Vertiefung, wobei zwischen der Leiter und den Proben ein Abstand freigelassen wird. Führen Sie das Gel über Nacht bei Raumtemperatur in 1x TBE aus.Am folgenden Tag färben Sie das Gel in einem Wasserbad, das 0,3 Mikrogramm pro Milliliter Ethidiumbromid enthält, für 20 Minuten. Sichtbaren Sie die DNA mit einem Transilluminator für langwelliges UV-Licht und schneiden Sie jeden Gellappen mit einem geraden, gleichmäßigen Schnitt aus, wobei die Einbeziehung von überschüssigem Agarose auf beiden Seiten der Spur minimiert wird. Legen Sie den ausgeschnittenen Gellappen in eine Gelwanne im 90-Grad-Winkel zur Richtung der DNA-Wanderung.Der nächste Schritt besteht darin, 300 Milliliter Agarose für das Gel der zweiten Dimension vorzubereiten. Wenn die Agarose auf 50 Grad Celsius abgekühlt ist, pipettieren Sie die geschmolzene Agarose um die Gelschnitte herum, um deren Position zu fixieren. Gießen Sie die restliche Agarose in die Schale, bis sie mindestens auf gleicher Höhe mit den Gelschnitten steht. Nachdem das Gel erstarrt ist, wird es in 1xTBE unter Zusatz von 0,3 Mikrogramm pro Milliliter Ethidiumbromid bei vier Grad Celsius elektrophoretisch laufen gelassen, bis sich die DNA etwa 10 Zentimeter bewegt hat. Die Bereiche, in denen die genomische DNA vorhanden ist, zusammen mit dem darüberliegenden Gel, werden ausgeschnitten, um auch die nicht sichtbare DNA einzuschließen. Die DNA im Gel wird anschließend mittels Southern-Hybridisierung sichtbar gemacht, wie im textbasierten Protokoll beschrieben.In diesem System wurde ein Replikationsblock durch eine Mehrheit von Zellen bestätigt, die einen Fokus enthielten, der einer Kopie des Arrays innerhalb der Zelle entsprach. Die Zugabe von Anhydrotetracyclin hob den Block auf, und die anschließende Verdopplung des Arrays wurde als Anreicherung von Zellen mit mehreren Foci sichtbar. Zellen mit blockierter Replikation zeigten ebenfalls ein Wachstumshemmung, das durch anschließendes Wachstum in Gegenwart von Anhydrotetracyclin rückgängig gemacht wurde.Um die Replikationsintermediate zu analysieren, wurde die DNA in der ersten Dimension elektrophoretisch aufgetrennt. Die gewünschte DNA wurde anschließend ausgeschnitten, und eine Elektrophorese in der zweiten Dimension ergab eine Diagonale aus linearer DNA. Die Southern-Hybridisierung der Array-DNA zeigte zwei Signale in der unblockierten Probe, die den erwarteten Fragmenten von 5,5 kb und 6,7 kb des Arrays entsprachen.Die blockierte Probe zeigte eine Abnahme des 5,5 kb-Flecks und das Hinzukommen eines elliptischen Signals, das eine Anreicherung von Y-förmiger DNA anzeigt. Die Zugabe von Anhydrotetracyclin beseitigte das Signal der Y-förmigen DNA. Ein weiteres häufiges Zwischenprodukt ist der Holliday-Knoten, der als kegelförmiges Signal an der Spitze des Y-Bogens und als Spitze vom linearen DNA-Anteil am Ende des Y-Bogens sichtbar ist.Wenn man die Technik einmal beherrscht, kann sie bei ordnungsgemäßer Durchführung innerhalb von acht Tagen durchgeführt werden. Obwohl es sich um ein zweidimensionales Verfahren handelt, ist es wichtig, sich bewusst zu machen, dass die Qualität der DNA-Plugs entscheidend für die optimale Visualisierung der DNA-Strukturen ist.

inducing-site-specific-replication-blockage-e-coli-using-fluorescent

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Eine schnelle und effiziente Methode, um Fremd-DNA von Interesse in vorgefertigte Akzeptor Stämme, sogenannte Landing-Pad-Stämme, die Integration beschrieben wird. Das Verfahren erlaubt eine ortsspezifische Integration eines DNA-Kassette in die gentechnisch Landeplatz Ort einer gegebenen Dehnung, durch Konjugation und Expression des ΦC31 Integrase.

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Generierung von Antibiotika-markierten Mutanten in Cyanobakterien durch homologe Rekombination

Quelle: Mettrick, K. A., Lawrence et al., Induzierung einer ortsspezifischen Replikationsblockade bei E. coli mittels eines fluoreszierenden Repressor-Operatorsystems. J. Vis. Exp. (2016)Dieses Video demonstriert eine standortspezifische Replikationsgabelblockade in Escherichia coli unter Verwendung von Arabinose-induzierter Expression von gelb fluoreszierendem Protein-markiertem TetR, das chromosomale TetO-Arrays bindet.

Fluoreszierend markierte Repressorprotein-vermittelte Replikationsblockade in Escherichia coli

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Reportergen-Repressionsassay zur Untersuchung der translationalen Regulation eines Zielgens

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Testen die Rolle des Multicopy Plasmide in der Entwicklung von Antibiotika-Resistenzen

Hier beschrieben ist eine Methode zur Analyse von bakteriellen Genexpression in tierischem Gewebe auf zellulärer Ebene. Diese Methode bietet eine Ressource für das Studium der phänotypische Vielfalt innerhalb einer Bakterienpopulation in Reaktion auf die Umwelt Gewebe während einer Infektion auftreten.

Eine Fluoreszenz basierende Methode, bakterielle Genregulation in infizierten Gewebe zu studieren

Lernen Sie, wie Sie Replikationsgabeln in E. coli mit einem fluoreszierenden Repressor-Operator-System reversibel blockieren. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung von DNA-Strukturen und liefert Einblicke in DNA-Reparaturmechanismen.

Induzierung einer Site Specific Replikation Verstopfungen in

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