Name: Methodologien für das Studium B. subtilis Biofilme als Modell für kleine Molekül-Inhibitoren Biofilm Charakterisieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 17 s
Description: Erfahren Sie Methoden zur Charakterisierung von Biofilmen bei Bacillus subtilis für die Entwicklung kleiner Molekülinhibitoren. Diese Techniken liefern quantitative und qualitative Einblicke in Hemmmechanismen.

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Die elektronenmikroskopische Bildgebung wurde an der Abteilung für Elektronenmikroskopie des Weizmann Institute of Science durchgeführt, teilweise unterstützt vom Irving and Cherna Moskowitz Center for Nano and Bio-Nano Imaging. Diese Forschung wurde auch durch das ISF I-CORE Stipendium 152/1, Herrn und Frau Dan Kane, Frau Lois Rosen, durch ein Yeda-Sela-Forschungsstipendium, durch die Larson Charitable Foundation, durch das Ruth and Herman Albert Scholars Program for New Scientists, durch das Stipendium des Ilse Katz Institute for Materials Sciences and Magnetic Resonance Research, durch das Stipendium des Gesundheitsministeriums für alternative Forschungsmethoden, und durch das französisch-israelische Kooperations- und Maimonide-Israel-Forschungsprogramm. IKG ist Träger des Rowland and Sylvia Career Development Chair.

1. Die Beurteilung der Wirkung von niedermolekularen Inhibitoren auf Pellicle und Biofilm Koloniebildung <ol><li> Bereiten Sie eine 2x Lösung definierter Biofilm-induzierenden MSgg Medium 25 ohne Calciumchlorid und Eisen (III) -chlorid - Hexahydrat. Nach Filtersterilisation, das Calciumchlorid hinzu. Das Medium bereit ist, direkt zu verwenden, oder es kann in der Dunkelheit bei 4 ° C gelagert werden. </li><li> Bereiten Sie die 1x MSgg Verdünnungs am Tag des Experiments. <ol><li> Verdünne die 2x MSgg Medium mit sterilem destilliertem Wasser (Häutchen) oder sterile 3% heißem (80 ° C) Agar (Biofilme) und fügen Eisen (III) -chlorid-Hexahydrat auf eine Endkonzentration von 50 uM (Häutchen) oder 250 &amp; mgr; M bis 1 x ( Biofilme). Fügen Sie Antibiotika oder kleine Molekül-Inhibitoren auf die gewünschte Konzentration und gut mischen. Um beispielsweise eine Endkonzentration von 0,5 mM D-leucin in 30 ml zu erhalten, Häutchen oder Biofilme zu etablieren, fügen 196,6 ul einer 76,3 mM (10 mg / ml) D-Leucin-Stammlösung. NEINTE:. Die endgültige 1x MSgg Zusammensetzung in Tabelle 1 beschrieben , ist im Vergleich zu dem Originalrezept 25 enthielt das Medium 50 ug / ml Threonin und die Eisenkonzentration Biofilm - Kolonien auf festem Medium wachsen MSgg wurde 2,5 - fach erhöht , um die faltigen Koloniemorphologie zu optimieren . </li></ol></li><li> Nach dem Erstarren des Agars, trockne die festen MSgg Platten in einer biologischen Haube für 30-45 min vor der Inokulation. </li><li> Um spezifische Inhibitoren auszuwählen , die mit den Mechanismen der Pellikelbildung (Abbildung 1) interferieren, auszuschließen , dass die verwendeten Konzentrationen beeinflussen planktonischen und statische Wachstum. <ol><li> Bestimmen planktonischen Wachstums (Zunahme der optischen Dichte über die Zeit in Flüssigkultur) in einem einfachen Wachstumskurve, die durch die optische Dichte bei 600 nm, bis die stationäre Wachstumsphase jede Stunde gemessen wird. </li><li> Um zu bestätigen, daß die gemessene Trübung Kultur lebende Zellzahlen darstellt, bestimmen die Anzahl der koloniebildenden Einheiten (CFU)von Zellen in der planktonischen Wachstumsphase aus einer Schüttelkultur nach mehreren Zeitpunkten. </li><li> Um die Wirkung von kleinen Molekül-Inhibitoren auf die statischen Häutchen Wachstum, Ernte Zellen am Ende eines 3-tägigen Inkubation bei 23 ° C von einer 24-Well-Zellkultur zu bewerten und unter den gleichen Bedingungen beimpft wie in den Abschnitten 1.7-1.9 beschrieben und bestimmen die CFU. Für diese Steuerung verwenden , um ein Häutchen-defizienten Stamm, der die Operons für die extrazelluläre Matrixkomponenten (dh B. subtilis Δ epsH, Δ Tasa) fehlt. HINWEIS: Dieser Stamm ist in der Lage unter statischen Bedingungen wachsen, aber im Gegensatz zu einem Pellicle-bildenden Wildtyps ist es einen Mangel an der Fähigkeit, die Flüssigkeit-Luft - Grenzfläche zu schwimmen, wo das Wachstum durch erhöhte Sauerstoffgehalt 26 begünstigt wird. Somit ist diese extrazelluläre Matrix- und Häutchen-defizienten Stamm ist eine empfohlene Referenzstamm Wachstum unter statischen Bedingungen zu beurteilen. HINWEIS: Für die spezifische Exausreichend der nicht-kanonische D-Aminosäure D-Leucin unten beschrieben, eine Wirkung auf planktonischen und statische Wachstum bei Konzentrationen , die mit Pellikelbildung gestört wurde 12,17 ausgeschlossen. Die Methoden planktonischen und statische Wachstum zu bestimmen , sind im Detail 17 beschrieben. </li></ol></li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54612/54612fig1.jpg" /> Abbildung 1. Konzeptübersicht für die Identifizierung eines robusten Versuchsaufbau die spezifische Hemmung der Biofilmbildung zu bewerten. Die Auswahlkriterien für kleine Molekül - Inhibitoren , die spezifische Interferenz mit Biofilmbildung zeigen , ohne ausgeprägte Wirkung auf Planktonwachstum. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54612/54612fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54612/54612fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version zu sehen dieser Figur.</a> <ol start="5"><li> Streak aus B. subtilis von einem -80 ° C Lager (LB culture von 10 9 Zellen / ml in 20% Glycerin eingefroren) einzelne Kolonien auf einem LB-1,5% Agar - Platte mit einer sterilen Spitze oder Applikatorstäbchen zu isolieren. </li><li> Wachsen über Nacht bei 30 ° C. </li><li> Kritischste Schritt: Für eine robuste Pellicle Hemmung durch die nicht-kanonische D-Aminosäuren wie D-Leucin, zu wachsen nahm eine einzelne Kolonie von der LB-1,5% Agar - Platte in 3 ml LB - Brühe bei 37 ° C für 4 h in einem Schüttelinkubator (Schüttelgeschwindigkeit 200 Umdrehungen pro Minute). Ersetzen die LB-Brühe mit Biofilm-induzierenden MSgg Medium vor der Beimpfung durch Zentrifugieren 1,5 ml Starterkultur für 4 min bei 6000 xg, sorgfältig den Überstand zu entfernen und Resuspendieren des Pellets in 1,5 ml MSgg Medium. Der Rest der Kultur kann verworfen werden. Wichtig: Um die Robustheit des Systems zu gewährleisten, die optische Dichte bei 600 nm (OD 600) der gewaschenen Starterkultur sollte zwischen 0,6 und 1 liegen. </li><li> Während des Wachstums der Starterkultur, bereiten eine 12-Well-Zellkultur Multidish Platte mit deg 3 ml MSgg Medium ohne oder mit einem Konzentrationsbereich des kleinen Molekül - Hemmstoff (beispielsweise 0,3, 0,5, 1 mM D-Leucin - 17). Um Randeffekte auszuschließen, verteilen sich die Position der verschiedenen Konzentrationen über die Multidish Platte. Alternativ können Sie auch 24-Well-Zellkulturplatten Multidish 1,5 ml MSgg Medium enthält. </li><li> Beimpfen die Vertiefungen der 12-Well-Zellkultur Multidish-Platte mit 3 ul der gewaschenen Starterkultur (1: 1000 Verdünnung). HINWEIS: Eine niedrigere Verdünnungsverhältnis, das heißt, 1: 500 verwendet werden. Dies verringert die Entwicklungszeit der Häutchen. </li><li> Wachsen die Häutchen bei 23 ° C unter statischen Bedingungen für drei Tage. Nicht die Häutchen in dieser Zeit bewegen, wie es die endgültige Oberflächenmorphologie der Pellicle beeinflussen können. </li><li> Erwerben Sie Bilder mit einem Binokular und homogene Belichtung von Blitz. Alternativ können Sie auch ein Bild von den Häutchen mit einer hochauflösenden Kamera. Um zu vermeiden, durch inconsis verursachte ArtefakteZelt Licht Winkel und Schatten, nehmen Top-down-Bilder mit der Kamera auf einem Stativ befestigt ist und eine weiche und große Lichtquelle bei 45 ° von beiden Seiten nutzen. ANMERKUNG: Eine alternative Methode B. zu studieren subtilis Vielzelligkeit ist der Biofilm - Kolonie - Assay auf festem, Biofilm-induzierenden MSgg Medium. Wie Häutchen, ermöglicht dieser Test die Untersuchung von Raum-Zeit-Prozesse. Sobald der aktive Bereich von niedermolekularen Inhibitoren bestimmt wird, deren Wirkung auf die Koloniebildung Biofilm untersucht werden. </li><li> Zur Biofilm-Kolonien wachsen, punktsymmetrisch 1,5 ul der ungewaschenen Vorkultur (Schritt 1.7) auf der getrockneten MSgg 1,5% Agar-Platte mit Hilfe einer Schablone, - 4 Tropfen pro Petrischale von 8,5 cm Durchmesser. Lassen Sie die Tropfen auf die Platte adsorbieren, bevor sie in Bewegung. HINWEIS: Die Vorlage hilft, eine gleichmäßige Verteilung der Biofilm Kolonien innerhalb des Gebiets zu erhalten, wo die Zellen gezüchtet werden. Um die Vorlage zu bereiten, die Gesamtfläche des Wachstums an der ursprünglichen Skalen ziehen, teilen sie gleich Sekteors und die Mitte markieren. Für eine Runde Petrischale von 8,5 cm Durchmesser, weist diese 14 cm 2 zu einem Biofilm Kolonie. </li><li> Inkubiere die Platten bei 30 ° C für drei Tage. Während dieser Zeit Biofilm Kolonien entwickeln und bilden eine dreidimensionale, faltige Struktur. </li><li> Nehmen Sie Bilder wie in Schritt 1.11. </li></ol> 2. Ethanol-Resistenztest <ol><li> Wachsen Biofilme wie in den Schritten 1,1-1,7 und 1,12-1,14 beschrieben. </li><li> Nach 68 h Wachstum bei 30 ° C, schneiden die Biofilm-Kolonien in zwei gleiche Teile mit Hilfe einer Rasierklinge und der Schablone. </li></ol><img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54612/54612fig2.jpg" /> Abbildung 2. Beispiel experimentelle Design der Beständigkeit von Biofilm Kolonie Zellen zu Sterilisationsmitteln. (A) Vorlage zur Beurteilung für die gleichmäßige Verteilung der Biofilm Kolonien in einer Petrischale verwendet und zum Schneiden. (B)Top-down-Bilder von unbehandelten Wildtyp-Biofilm für 68 Stunden auf einer soliden, definiert Biofilm-induzierenden MSgg Medium bei 30 ° C gezüchtet. Die Erweiterung zeigt, wie ein Biofilm Kolonie kann in zwei gleiche Hälften geschnitten werden. (C) Die zwei gleiche Hälften Biofilm gleich behandelt (Kontrolle, PBS) oder mit entweder PBS oder Sterilisationsmittel und wie beschrieben verarbeitet. Maßstabsbalken:. 1 cm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54612/54612fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54612/54612fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <ol start="3"><li> Heben Sie jede Hälfte des Biofilms Kolonie von der Agarplatte mit einem kleinen Spachtel und es in ein 1,5-ml-Mikroröhrchen mit 500 ul phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) bewegen. Falls erforderlich, kratzen die verbleibenden Zellen von der Platte und übertragen sie auch auf das Reaktionsgefäß. HINWEIS: Die zweite Hälfte des Biofilms Kolonie unterschiedlich behandelt wird, je nachdem, ob es die Steuerung oder den Widerstand gegen Steri zu testenlizing Mittel. </li><li> Für die Steuerung, wie in Schritt 2.3 die zweite Hälfte des Biofilms Kolonie in 500 &amp; mgr; l PBS inkubiert. Zur Beurteilung der Beständigkeit gegen Sterilantien, übertragen die zweite Hälfte des Biofilms Kolonie zu 500 ul 50% (v / v) Ethanol. HINWEIS: Alternative Mittel wie Natriumhypochlorit Sterilisieren verwendet werden. Für alle Sterilisationsmittel verwendet werden, die aktive Konzentration und Inkubationszeit in einem Vorversuch bestimmen. </li><li> Inkubieren der Biofilm-Kolonien für 10 min auf der Tisch bei Raumtemperatur. </li><li> Zentrifugieren Sie die Biofilm Kolonien für 5 min bei 18.000 xg und entfernen Sie den Überstand vorsichtig mit einer Pipette. In 300 ul PBS. </li><li> Beschallen die Zellen leicht (Amplitude 10%, Puls 5 sec) mit der Mikrospitze eines Beschallungsgerät. HINWEIS: Die Beschallungsenergie auf separaten Biofilm Aggregate ausreichend sein. Aber auch harte Beschallung kann die Zellen lysieren. Bestätigen Sie im Voraus durch Lichtmikroskopie, dass die Beschallungsenergieverwendet, um die Zellen nicht lysieren, und dass alle Aggregate gelöst sind. </li><li> Hinzufügen, 700 &amp; mgr; l PBS zu einem Endvolumen von 1 ml. Führen Sie eine serielle Verdünnung (bis 10 -7) in PBS und verteilt 100 ul 3 Verdünnungen auf einem LB-1,5% Agar - Platte unter Verwendung von sterilen Glasperlen. HINWEIS: Die optimalen Verdünnungen plattiert werden sollten in einem Vorversuch bestimmt werden, wie dies hängt von der Menge von Zellen im Biofilm Kolonie von Interesse und die Überlebensrate der Zellen in Reaktion auf das Sterilisationsmittel. </li><li> Inkubieren Sie die Platten über Nacht bei 30 ° C, die CFU zählen und KBE / ml zu bestimmen. Von der letzten KBE / ml jeweils die Hälfte Biofilm Kolonien, berechnen den Prozentsatz der Überlebenden. HINWEIS: Bei durchgeführt und analysiert, wie beschrieben, die beiden Hälften des Steuer Biofilm Kolonie und der unbehandelte im Vergleich zu mit Ethanol behandelten Hälfte der unbehandelten Biofilm Kolonie sollten Unterschiede von unter 10% in Lebendzellanzahl ergeben, die Symmetrie oder den Widerstand der Kolonie Verifizieren , welche nach Süctively. Alternativ können die Ergebnisse insgesamt CFU dargestellt werden. Die Zellzahlen der Kontrolle und unbehandeltem Biofilm Kolonie sollte in der gleichen Größenordnung bleiben. Im Gegensatz dazu sind die Zellzahlen der mit Ethanol behandelten Hälfte eines kleinen Moleküls behandelten Biofilms Kolonie erwartet um mindestens zwei Größenordnungen fallen für eine erhöhte Empfindlichkeit gegenüber dem Sterilisationsmittel zu beanspruchen. </li></ol> 3. Biofilm Colony Probenvorbereitung für die Rasterelektronenmikroskopie <ol><li> Biofilm wachsen Kolonien wie in den Schritten 1,1-1,7 und 1,12 bis 1,14 beschrieben. </li><li> Eine frische Charge von 2% (v / v) Glutaraldehyd, 3% (v / v) Paraformaldehyd-Lösung in 100 mM Natriumcacodylat, 5 mM Calciumchlorid-Puffer, pH 7,3. Bereiten Sie 5 ml Fixiermittel für jede Petrischale von 8,5 cm Durchmesser. ACHTUNG: Glutaraldehyd und Paraformaldehyd sind gefährlich. Behandeln Sie sie mit Sicherheitsausrüstung innerhalb einer chemischen Haube. Entsorgen Sie die Lösungen und die kontaminierten Materialien zur hazardous Abfälle. </li><li> Vorsichtig die Fixiermittel zu den Biofilm Kolonien, ohne direkt auf der Biofilme zu verzichten. HINWEIS: Aufgrund des hydrophoben Charakters des Biofilms Kolonie, langsam die Kolonien aus dem Agar zu lösen und zu schweben beginnen. </li><li> Dichtung sorgfältig die Platten mit einem Streifen Parafilm. Inkubieren auf einem Rotationsschüttler für 2 Stunden bei Raumtemperatur und anschließend die Platten auf 4ºC übertragen über Nacht. </li><li> Am nächsten Tag, entfernen Sie vorsichtig die Flüssigkeit mit einem mit einer Vakuumpumpe verbunden Glaspipette Pasteur. </li><li> Vorsichtig 10 ml 100 mM hinzufügen Natriumcacodylat, 5 mM Calciumchlorid-Puffer des Biofilms und Inkubation für 5 min zu waschen. Entfernen Sie vorsichtig die Flüssigkeit mit dem Pasteur Glaspipette aus der Ecke der Platte durch vorsichtiges Pipettieren Beschädigung des Biofilms und fügen Sie frische Waschlösung zu vermeiden. Wiederholen Sie einmal diesen Schritt. </li><li> Für die Entwässerung der Biofilm Kolonien, gehen Sie mit den folgenden Schritten: 2x 5 min in ddH 2 O; 2x 20 min in 30% Ethanol; 2x 20 min in 50% Ethanol; 2x 20 min in 70% Ethanol; 2x 20 min in 96% Ethanol; 2x 30 min in 100% -igem Ethanol. <ol><li> 15 ml Flüssigkeit für jede Petrischale von 8,5 cm Durchmesser in jedem Schritt und entfernen Sie die Flüssigkeit sorgfältig nach jeder Inkubation. </li></ol></li><li> Verwenden eines von zwei unterschiedlichen Verfahren zum Trocknen der Proben aus Ethanol. <ol><li> Für Lufttrocknung von Ethanol: <ol><li> Schneiden Sie ein Zellulosefilterpapier (Durchmesser von 9 cm) in den Quartalen. Kurz ein Viertel in 100% Ethanol versenken und dann auf sie sorgfältig zu übertragen, eine Floating-Biofilm-Kolonie. Setzen Sie den nassen Filterpapier in einer Petrischale mit einem Filterpapier ausgekleidet. Decken Sie die Petrischale und lassen Sie den Biofilm Kolonien über Nacht trocknen in einer chemischen Haube. </li></ol></li><li> Zum kritischen Punkt (CP) -TROCKENTUNNEL Kohlendioxid (CO 2) als Übergangsflüssigkeit unter Verwendung: <ol><li> Füllen Sie 75% des kritischen Punktes Trockenmaschine Kammer mit 100% Ethanol. Übertragen Sie die Proben in einen Halter, um jede Probe in die eigene chamber. Wenn nötig, schneiden Sie den Biofilm mit einer Schere in kleinere Stücke. Lassen Sie die Unterwasserproben in Ethanol während der gesamten Behandlung. Dann übertragen Sie den Halter in die Kammer und die Kammer fest schließen. </li><li> Kühlen der Kammer auf 7 ° C und Rühren beginnen. Füllen Sie die Kammer vollständig mit flüssigem CO 2. Während einer 7 min Inkubationszeit, lassen die Ethanolmischung mit dem CO 2. Dann entlädt 25% der Lösung. HINWEIS: Die Kammer unter dem Niveau der Probe nicht leer. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 3.8.2.2 viermal. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 3.8.2.2 fünfmal mit einer Inkubationszeit von 5 min nur. Schließlich sollte das Ethanol vollständig durch CO 2 ersetzt werden. </li><li> Während der letzten Runde leer nur 5% der Kammer. Drehen Sie das Rühren und die Kühlung ab. Starten Sie die Kammer auf 42 ° C erhitzt wird. Bei einer Temperatur von 31,1 ° C und einem Druck von 73,9 bar, die Flüssigkeit CO 2 erreicht seinen kritischen Punkt, den Zustand , in dem der gasförmige phase hat die gleiche Dichte wie die Flüssigphase des Lösungsmittels 27. Sobald die Temperatur 42 ° C erreicht, für 10 min inkubieren. Bei 42 ° C besteht das CO 2 in der Kammer als überkritisches Gas. HINWEIS: Ständig den Druck der Kammer überprüfen. Der Druck sollte nicht mehr als 120 bar bei 42 ° C. </li><li> Beginnen Sie langsam das Gas freizusetzen mit kontinuierlichen Erwärmung. Dies hält die Proben in der CO 2 -Gas - Phase und verhindert die Verformung der Probenmorphologie durch die Flüssigkeitsoberflächenspannung. Stellen Sie den Durchflussmesser bis 5 l / h durch eine Feinabstimmung das Dosierventil steuert das Messgerät. Warten, bis der gesamte Druck in der Kammer freigesetzt wird. Jetzt die Kammer geöffnet und die Proben vorsichtig aus der Halterung entfernen. </li></ol></li></ol></li><li> Mantel ein Elektronenmikroskopie Stummel mit Kohlenstoffband. Mit Hilfe einer Pinzette, übertragen sorgfältig die Biofilm Kolonien auf den Stummel. Schließen Sie jede Kolonie mit dem Stummel durch eine dünne Brücke aus dem Auto Hinzufügenbon Band, die zur Ladungsableitung unter dem Elektronenstrahl von entscheidender Bedeutung ist. In diesem Stadium behandeln die Biofilm Kolonien mit Vorsicht, da sie sehr zerbrechlich sind. Speichern der Proben in einem Exsikkator für mindestens 24 h oder bis zur Untersuchung. </li><li> Am Tag der Untersuchung mit dem Rasterelektronenmikroskop, Sputter-Beschichtung der Biofilm-Kolonien für 2 min in einem Winkel von 60º in einer Gold-Palladium-Sputter-Beschichtungsvorrichtung. Wiederholen Sie diesen Schritt zweimal und drehen Sie die Proben von 120 ° dazwischen. Am Ende, Sputter-coat die Proben einmal für 3 min von oben. Die 20 nm dünnen Schicht Gold-Palladium verbessert die Leitfähigkeit und erhöht den Kontrast der Probe für die Bildgebung in der SEM. </li><li> Speichern der Proben in einem Exsikkator 28 die Rehydratisierung der Probe zu vermeiden , bis die Abbildung mit einem Rasterelektronenmikroskop 29,30. </li></ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Bacillus subtilis Formen robust und stark strukturierte Biofilmen sowohl in flüssiger (Häutchen) und auf festem Medium (Kolonien). Daher dient sie als ideale Modellorganismus der Wirkungsweise von spezifischen Inhibitoren Biofilm zu charakterisieren. Auf festen Medien bilden Zellen mehrzelliger Strukturen mit charakteristischen Eigenschaften, die nicht offensichtlich in Häutchen sind, wie Falten von der Mitte zum Rand hin ausstrahlen. So sind Häutchen und Kolonien ergänzende Systeme zu studieren B. subtilis...

Mehrzelligen Bakteriengemeinschaften spielen eine bedeutende Rolle in natürlichen und anthropogenen Umgebungen und kann vorteilhaft oder sehr schädlich sein. Diese mehrzelligen Kolonien werden als Biofilm bekannt ist, wobei die einzelnen Zellen in einer selbst hergestellten extrazellulären polymeren Substanzen (EPS) Matrix eingebettet sind. Die EPS haften stark die Zellen an der Oberfläche sie besiedeln. Sie dienen als Schutzschild gegen mechanische und chemische Kräfte und schaffen einen engen Kontakt zwischen benachbarten Zellen, die Erleichterung zellulären Kommunikation 1. Ein Biofilm kann als differenzierte Gemeinschaft betrachtet werden, in denen Zellen stark regulierten verwenden, Prozesse orchestriert ihre Aktivitäten innerhalb der Gemeinschaft zu koordinieren, sowie über Artgrenzen 2-5. Der Übergang von einer planktonischen, wird freilebenden Modus des Wachstums eines Biofilms Zustand oft mit Entwicklungsprozessen verbunden. Ein gutes Beispiel ist die Gram-positiven Bodenbakteriums Bacillus subtilis, und daher ein undomesticated Stamm dient als robuster Organismus Modell die Entwicklungsstadien, die zu Biofilmbildung zu untersuchen. In diesem Bakterium, sich in auffälliger vielzelligen Strukturen bewegliche Zellen organisieren , die spezielle Aufgaben 4 auszuführen. Eine Gruppe von Zellen, die matrix-Erzeuger sekretieren Exopolysaccharide 6, das Amyloid - Protein tasa 7,8, und die Oberfläche Hydrophobizität Protein BSLA 9,10; von denen alle mit bei der Montage der EPS 11-13. Angesichts der Fülle von Biofilmen in natürlichen und anthropogenen Nischen und die vermeintliche tödlichen Schaden, den sie verursachen können, gibt es eine dringende Notwendigkeit, Wege zu finden, ihre Bildung zu verhindern. Kleine Molekül-Inhibitoren können in der Entdeckung neuer Regulationswege unterstützen, Enzyme und Struktur der Biofilmbildung beteiligten Proteine ​​und damit fördern Einblicke in die komplexen Prozesse der vielzelligen Gemeindeversammlung. Als B. subtilis ist ein gut untersuchtes Modell für BioFilmbildung 14,15, kann es verwendet werden , um die Wirkungen verschiedener Biofilm Inhibitoren zu bewerten. Diese Studie befasst sich vier grundlegende Methoden, die für die Bewertung der Reaktion von Biofilmen zu kleinen Molekül-Inhibitoren sind der Schlüssel. Erstens, um sicherzustellen, dass diese Inhibitoren haben einen Biofilm-spezifischen Ziel, die Trennung der planktonischen Wirkung auf das Wachstum von der Wirkung auf die Bildung von Biofilmen ist kritisch. Die meisten antibakterielle Mittel Zielzellen in ihre planktonischen Wachstumsphase, sondern Moleküle, die die Biofilm Lebensstil Ziel sind selten. Zusätzlich kann , wie Moleküle , die nicht toxisch nicht planktonischen Wachstum beeinflussen, können sie den Selektionsdruck begünstigt antibiotische resistente Mutanten 16 reduzieren. Wenn zum Beispiel Biofilme mit D-Aminosäuren oder bestimmten anderen Zellwand-störenden Molekülen behandelt werden, werden sie entweder gestört oder zerlegt werden , aber diese Inhibitoren leicht nur planktonischen Wachstums 12,17 beeinflussen. Im Gegensatz dazu beeinträchtigen viele Antibiotika dramatisch Planktonwachstum, mit lenig oder keine Wirkung auf die Bildung von Biofilmen 17. Zweitens, eine konsistente und robuste experimentellen Rahmen zur Gründung der Wirkung der kleinen Moleküle zu untersuchen ist von entscheidender Bedeutung. Wir haben beobachtet, dass die aktive Konzentrationsbereich von kleinen Molekül-Inhibitoren war empfindlich auf die Vorkultur Bedingungen und zu den experimentellen Aufbau die Wirkung dieser kleinen Molekül-Inhibitoren zu untersuchen verwendet. Verschiedene Berichte, insbesondere solche B. das Studium subtilis zeigten Variationen in dem Konzentrationsbereich , bei der D-Aminosäuren , die Bildung von Häutchen hemmen - die schwimmenden bakteriellen Biofilmen 12,17-19. Die hier vorgestellten Ergebnisse deuten darauf hin , dass die folgenden Faktoren für Unterschiede in der aktiven Konzentrationsbereich ausmachen: Die Vorkultur Bedingungen (logarithmische 12,17 im Vergleich zu späten stationären Wachstumsphase 20), das Wachstumsmedium in der Vorkultur Zustand verwendet (reich, undefined [Luria Broth, LB] gegen definiert [Natriumglutamatglycerin, MSgg]), das Verhältnis der Inokulation und insbesondere die Entfernung des Vorkulturmediums vor der Inokulation. Die Temperatur des statischen Pellicle Wachstum zeigten eine weniger wichtige Rolle bei der Aktivitätsbereich des kleinen Molekül-Hemmstoff D-Leucin, einer repräsentativen D-Aminosäure in dieser Studie verwendet. Schließlich, nachdem die Biofilme mit spezifischen Biofilm-Inhibitoren behandelt, robust und informative Verfahren erforderlich sind, um die Auswirkungen dieser Inhibitoren auf Biofilm Fitness zu charakterisieren. Hier sind zwei Methoden, unabhängig die Wirkung von niedermolekularen Inhibitoren kennzeichnen, sind im einzelnen beschrieben: (1) Die Wirkung auf die einzelnen Zellen innerhalb eines Biofilms Kolonie und ihre Resistenz gegen antimikrobielle Mittel. Die Zellen in Biofilmen sind in der Regel resistent gegen Antibiotika im Vergleich zu den Bakterien freilebenden 21-23. Während dieses Phänomen multifaktoriell ist, wurde die Fähigkeit der EPS - Antibiotikum Penetration zu reduzieren oft als attraktiver Erklärung 24 betrachtet </sup&gt;. Diese Methode bewertet das Überleben der vorher festgelegten Biofilm-Zellen nach der Exposition gegenüber antibakterielle Substanzen. (2) Die Wirkung auf die Biofilm-Kolonie-Architektur von der großen zur kleinen Maßstab. Biofilm-Kolonien werden durch ihre dreidimensionale Struktur und die Anwesenheit der EPS gekennzeichnet. Verwendung von Rasterelektronenmikroskopie, Veränderungen in der Zellmorphologie, Biofilm Koloniestruktur und die Architektur und die Abundanz der EPS kann aus der großen (mm) sichtbar gemacht werden, um die kleinen Maßstab (um).

<table><tbody><tr><td>Luria Brühe, Lennox</td><td>Difco</td><td>240230</td><td></td></tr><tr><td>Bacto Agar</td><td>Difco</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumphosphat einbasisch&nbsp;</td><td>Sigma, 136,09 g/mol</td><td>P0662-500G</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumphosphat zweibasisch&nbsp;</td><td>Fisher Scientific, 174,18 g/mol</td><td>BP363-1</td><td></td></tr><tr><td>3-(N-morpholino)propansulfonsäure</td><td>Fisher Scientific, 209,27 g/mol</td><td>BP308-500</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid-Hexahydrat&nbsp;</td><td>Merck, 203,30 g/mol</td><td>1.05833.0250</td><td></td></tr><tr><td>Calciumchlorid wasserfrei</td><td>J.T. Baker, 110,98 g/mol</td><td>1311-01</td><td></td></tr><tr><td>Mangan(II)-chlorid-Tetrahydrat</td><td>Sigma, 197,91 g/mol</td><td>31422-250G-R</td><td></td></tr><tr><td>Eisen(III)-chlorid-Hexahydrat&nbsp;</td><td>Sigma, 270,30 g/Monat)</td><td>F2877-500G</td><td></td></tr><tr><td>Zinkchlorid wasserfrei</td><td>Acros Organics, 136,29 g/mol</td><td>424592500</td><td></td></tr><tr><td>Thiaminhydrochlorid</td><td>Sigma, 337,27 g/mol</td><td>T1270-100G</td><td></td></tr><tr><td>L-Tryptophan</td><td>Fisher Scientific, 204,1 g/mol</td><td>BP395-100</td><td></td></tr><tr><td>L-Phenylalanin</td><td>Sigma, 165,19 g/mol</td><td>P5482-100G</td><td></td></tr><tr><td>L-Threonin</td><td>Sigma, 119,12 g/mol</td><td>T8625-100G</td><td></td></tr><tr><td>Glycerin wasserfrei</td><td>Bio-Lab Itd</td><td>712022300</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutaminsäure-Mononatriumsalze hydratisieren&nbsp;</td><td>Sigma, 169,11 g/mol</td><td>G1626-1KG</td><td></td></tr><tr><td>D-Leucin</td><td>Sigma, 169,11 g/mol</td><td>855448-10G</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol wasserfrei</td><td>Gadot</td><td>830000054</td><td></td></tr><tr><td>Rasierklinge</td><td>Eddison</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>zirkuläre Zellulose-Filterpapiere</td><td>Whatman, 90 mm</td><td>1001-090</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyd</td><td>EMS (Electron Micoscopy Science), 25% in Wasser</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd&nbsp;</td><td>EMS, 16 % in Wasser</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>Natriumcacodylat</td><td>Merck, 214,05 g/mol&nbsp;</td><td>8.2067</td><td></td></tr><tr><td>Calciumchlorid-2-hydrat</td><td>Merck, 147,02 g/mol&nbsp;</td><td></td><td></td>1172113</tr><tr><td>Stumm-Alu-Halterung</td><td>EMS, Schlitzkopf</td><td>75230</td><td></td></tr><tr><td>Carbon-Klebeband</td><td>EMS</td><td>77825-12</td><td></td></tr><tr><td>Schüttler 37 > C</td><td>New Brunswick Scientific Innowa42</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td>Eppendorf Tischzentrifuge 5424</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Digitaler Sonifikator, Modell 250, verwendet mit Double Step</td><td>Microtip Branson</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Inkubator 30 > C</td><td>Binder</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Inkubator 23 &deg; C</td><td>Binder</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Filtersystem, 500 ml, Polystyrol</td><td>Cornig Incorporated</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Rotationsschüttler - Orbitron Rotatory II</td><td>Boekel</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>S150 Sputter Coater&nbsp;</td><td>Edwards</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>CPD 030 Kritischpunkttrockner</td><td>BAL-TEC</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Rasterelektronenmikroskop für den Umweltschutz</td><td>XL30 ESEM FEG Philips (FEI)</td><td>NA</td><td></td></tr></tbody></table>

methodologien für das studium<em&gt; b. subtilis</em&gt; biofilme als modell für kleine molekül-inhibitoren biofilm charakterisieren

Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

Diese Arbeit bewertet verschiedene Methoden, um den Einfluss von niedermolekularen Biofilm-Inhibitoren, wie z.B. D-Aminosäuren, auf die Entwicklung und Resilienz von Bacillus subtilis-Biofilmen zu untersuchen. Zunächst werden Methoden vorgestellt, die nach niedermolekularen Inhibitoren mit biofilmspezifischen Zielen selektieren, um die Wirkung der niedermolekularen Inhibitoren auf das Planktonwachstum von ihrer Wirkung auf die Biofilmbildung zu trennen. Als nächstes konzentrieren wir uns darauf, wie sich die Impfbedingungen auf die Empfindlichkeit von mehrzelligen, schwimmenden B. subtilis-Kulturen gegenüber niedermolekularen Inhibitoren auswirken. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass Diskrepanzen in den berichteten Wirkungen solcher Inhibitoren wie D-Aminosäuren auf inkonsistente Vorkulturbedingungen zurückzuführen sind. Darüber hinaus wird ein kürzlich entwickeltes Protokoll zur Bewertung des Beitrags von niedermolekularen Behandlungen zur Biofilmresistenz gegenüber antibakteriellen Substanzen beschrieben. Schließlich werden Techniken der Rasterelektronenmikroskopie (REM) vorgestellt, um die dreidimensionale räumliche Anordnung von Zellen und ihrer umgebenden extrazellulären Matrix in einem B. subtilis-Biofilm zu analysieren. REM ermöglicht einen Einblick in die dreidimensionale Biofilmarchitektur und die Textur der Matrix. Eine Kombination der hier beschriebenen Verfahren kann die Untersuchung der Biofilmentwicklung in Gegenwart und Abwesenheit von Biofilminhibitoren erheblich unterstützen und den Wirkmechanismus dieser Inhibitoren beleuchten.

Das Häutchen - Test ist eine Methode , die stark reguliert und dynamische Prozesse von B. zu studieren subtilis Vielzelligkeit. Außerdem wird der Pellicle-Assay eine Reihe von entweder pre-starter Bedingungen oder kleine Molekülkonzentrationen in einer einzigen Zellkultur Multidish Platte in einem Experiment zum Testen geeignet. Jedoch B. subtilis Pellikelbildung ist empfindlich für die Vorkultur Bedingungen (zB Wachstumsmedium der Vorkultur und der Wachstumsphase), der Inokulation Ve...

Diese Studie präsentiert die Entwicklung reproduzierbarer Methoden zur Untersuchung von Biofilm-Inhibitoren und deren Auswirkungen auf die Bacillus subtilis-Vielzelligkeit.

Methodologien für das Studium<em&gt; B. subtilis</em&gt; Biofilme als Modell für kleine Molekül-Inhibitoren Biofilm Charakterisieren

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and ...

Bakterielle Biofilme sind wichtig für die menschliche Gesundheit, da sie ihre bakteriellen Bewohner vor Umweltbelastungen und antimikrobiellen Wirkstoffen schützen. Ziel dieses Verfahrens war es, ein Modellsystem zu entwickeln, um die Wirkung von kleinen Molekülinhibitoren auf die Biofilmbildung zu untersuchen. Diese Methoden können dazu beitragen, einen Werkzeugsatz zu etablieren, der für den Bereich der Biofilmmforschung unerlässlich ist, um kleine Molekülinhibitoren auszuwählen, die gezielt die Biofilmbildung angreifen.Der Hauptvorteil dieser Methoden liegt darin, dass sie von einem konsistenten, robusten experimentellen Rahmen ausgehen und quantitative sowie qualitative Einblicke in den Wirkmechanismus biofilmbespezifischer Inhibitoren ermöglichen. Obwohl diese Methoden Aufschluss über Biofilme von Bacillus subtilis geben können, sind sie ebenso auf andere biofilmbildende Bakterien anwendbar, wie beispielsweise Pseudomonas aeruginosa oder den Pflanzenpathogenen Xanthomonas citri. Die Rasterelektronenmikroskopie kann entscheidend sein, um die Wirkung kleiner Moleküle auf die Biofilmbildung zu analysieren, da sie die Beobachtung der extrazellulären Matrix erlaubt und eine Auflösung auf Einzelzellniveau bietet.Beginnen Sie zunächst mit der Auswahl einer geeigneten Einzelkolonie und überführen Sie diese in drei Milliliter LB-Brühe. Stellen Sie diese Startkultur vier Stunden lang bei 37 Grad Celsius in einen schüttelnden Inkubator. Nehmen Sie nach der Inkubation 1,5 Milliliter der Startkultur und zentrifugieren Sie diese vier Minuten lang.Entfernen Sie vorsichtig den Überstand und resuspendieren Sie das Pellet anschließend in 1,5 Milliliter MSgg-Medium. Um Pellicles anzuzüchten, bereiten Sie eine 12-Loch-Zellkulturplatte vor, indem Sie drei Milliliter MSgg in jedes Loch geben. Fügen Sie einigen dieser Löcher MSgg mit einem kleinen molekularen Inhibitor in einem Konzentrationsbereich hinzu, wobei die Positionen der verschiedenen Konzentrationen gleichmäßig über die Platte verteilt werden sollten, um Randeffekte zu vermeiden.Messen Sie die optische Dichte der re-suspendierten Startkultur bei 600 Nanometern. Die Kultur sollte zwischen 0,6 und 1 liegen. Dies ist entscheidend für die Robustheit des Systems.Inokulieren Sie jedes Loch der Kulturplatte mit 3 Mikrolitern der erneut suspendierten Startkultur. Inkubieren Sie anschließend die Platte drei Tage lang bei 23 Grad Celsius unter statischen Bedingungen. Danach nehmen Sie die Platte aus dem Inkubator und beobachten die Pellicles.Um Biofilme anzuziehen, verwenden Sie eine Vorlage und setzen symmetrisch vier getrennte Tropfen mit jeweils 1,5 µL ungewaschener Startkultur auf eine 8,5 cm große, getrocknete 1,5 % Agar MSgg-Platte. Lassen Sie die Tropfen in das Medium eindringen, bevor Sie die Platte bewegen. Inkubieren Sie die Platten bei 30 °C für drei Tage.Unter Verwendung eines Binokulars mit homogener Beleuchtung überprüfen, ob sich Biofilmkolonien entwickelt und eine dreidimensionale, faltige Struktur gebildet haben. Zunächst mit einem sauberen Rasierklingenblatt und mithilfe der Schablone die Biofilmkolonien in zwei gleiche Hälften schneiden. Vorsichtig eine Hälfte der Kolonie mit einem sauberen Spatel anheben und in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen überführen, das 500 Mikroliter PBS enthält.Nehmen Sie die zweite Hälfte der Kolonie und überführen Sie sie in ein Mikrozentrifugenröhrchen, das 500 Mikroliter 50 % Ethanol enthält. Diese Probe wird verwendet, um die Resistenz gegenüber Sterilisationsmitteln zu bewerten. Danach nehmen Sie auf ähnliche Weise die erste Hälfte der mit D-Lysin behandelten Kolonie und geben sie in PBS.Danach nehmen Sie die zweite Hälfte dieser Kolonie und überführen sie in Ethanol. Inkubieren Sie alle Röhrchen, die die Biofilmhälften enthalten, 10 Minuten bei Raumtemperatur. Anschließend zentrifugieren Sie sie fünf Minuten bei 18.000 × g.Mit einer Pipette vorsichtig den Überstand entfernen. 300 Mikroliter PBS hinzufügen und die Zellen dann mit einem Mikrotip-Sonicator auf niedriger Stufe beschallen. Weitere 700 Mikroliter PBS hinzufügen, um ein Endvolumen von einem Milliliter zu erreichen.Führen Sie anschließend eine serielle Verdünnung im Verhältnis 10 zur negativen siebten Potenz in PBS durch. Entnehmen Sie 100 Mikroliter einer der Verdünnungen und impfen Sie eine 1,5 % Agar-LB-Platte an. Wiederholen Sie diesen Schritt für zwei weitere Verdünnungen pro Probe.Verteilen Sie das Inokulum mithilfe von Glasperlen und inkubieren Sie die Platten über Nacht bei 30 Grad Celsius. Untersuchen Sie die Platten und zählen Sie die koloniebildenden Einheiten (CFU). Nach der Berechnung der CFU pro Milliliter bestimmen Sie den Prozentsatz der Überlebenden in der PBS- gegenüber der Ethanolbehandlung.Um mit der Probenfixierung zu beginnen, bereiten Sie zunächst ausreichend frische Fixierlösung für die gewünschte Anzahl an Biofilmkolonien vor. Geben Sie vorsichtig fünf Milliliter Fixierlösung in jede Petrischale und vermeiden Sie es, direkt auf die Kolonien zu pipettieren. Die Kolonien beginnen sich vom Agar zu lösen und zu schwimmen.Versiegeln Sie die Platten vorsichtig mit Parafilm und inkubieren Sie sie zwei Stunden lang bei Raumtemperatur auf einem rotierenden Schüttler. Stellen Sie die Platten über Nacht bei vier Grad Celsius zum Lagern. Entfernen Sie die Fixierflüssigkeit vorsichtig mit einer Pasteurpipette, die an ein Vakuum angeschlossen ist.Geben Sie 10 Milliliter eines Puffers aus 100 Nanomolar Natriumcacydylat und fünf Millimolar Calciumchlorid hinzu, um den Biofilm zu waschen, und inkubieren Sie fünf Minuten lang. Lösen Sie vorsichtig die Mitte der Biofilmkolonie mit einer Pasteurpipette vom Agar-Plättchen ab. Um die Kolonien an der Luft trocknen zu lassen, schneiden Sie Zellulosefilterpapier in Viertel und tauchen dann einen Abschnitt in 100 % Ethanol. Überführen Sie vorsichtig eine schwimmende Biofilmkolonie auf das Papier. Legen Sie das Papier in eine mit trockenem Filterpapier ausgelegte Petrischale. Decken Sie die Schale anschließend ab und lassen Sie sie über Nacht in einer Abzugshaube trocknen.Um die Morphologie der Biofilmkolonie zu erhalten, ist es wichtig, den schwimmenden Biofilm vollständig mit dem Zellulosepapier zu unterlegen. Einmal auf dem Papier, kann der Biofilm nicht mehr nachjustiert werden. Beschichten Sie eine Elektronenmikroskopie-Probenhalterung mit Kohleband und übertragen Sie die Biofilmkolonien dann vorsichtig mithilfe einer Pinzette auf die Halterung. Nachdem jede Kolonie durch Anbringen einer dünnen Verbindung aus Kohleband mit dem Stummel verbunden wurde, bewahren Sie die Stummel 24 Stunden lang oder bis zur Verwendung in einem Exsikkator auf. Dieser Schritt erfordert eine ruhige und präzise Hand, da die Biofilme in diesem Stadium sehr empfindlich und leicht brüchig sind. Die Herausforderung besteht darin, einen beträchtlichen Teil des Biofilms ohne Risse zu montieren.Am Tag der Untersuchung werden die Kolonien in einen Gold-Palladium-Sputter-Beschichter gegeben. Die Proben werden zwei Minuten lang in einem Winkel von 60 Grad beschichtet. Dieser Schritt wird zweimal wiederholt, wobei die Proben dazwischen um 120 Grad gedreht werden.Schließlich die Proben einmal von oben für drei Minuten beschichten. Die Proben sind nun bereit für die Bildgebung am REM. Diese Bilder zeigen die Pellicelbildung von B. subtilis, das in biofilmbildendem MSgg-Medium kultiviert wurde.Bei Zugabe des kleinen Molekinhibitors D-Lysin wird die Pellickeentwicklung vermindert. Und mit steigender Konzentration des Inhibitors zeigt die Pellickebildung eine entsprechende Abnahme. Dieses Diagramm zeigt die Wirkung der Exposition gegenüber Ethanol auf das Überleben von Zellen innerhalb von Biofilmbesiedlungen, die mit einem D-Lysin-Inhibitor behandelt wurden oder unbehandelt blieben.Kolonien, die mit D-Lysin behandelt und 10 Minuten lang 50 %igem Ethanol ausgesetzt wurden, zeigten im Vergleich zu den unbehandelten Anteilen eine dramatische Verringerung der Überlebensfähigkeit. Aufnahmen aus der Draufsicht mit dem Binokularmikroskop zeigen, dass Kolonien, die in Gegenwart von D-Lysin gewachsen sind, insgesamt kleiner waren und weniger ausgeprägte Falten bildeten als die unbehandelten. Aufnahmen im Rasterelektronenmikroskop von kritisch entwässerten Biofilmen zeigen noch deutlicher die veränderte Biofilmbildung.Die Matrix der extrazellulären polymeren Substanzen, oder EPS, erschien in unbehandelten Proben eher wie ein Spinnennetz, wobei behandelte Proben eine geringere Ordnung aufwiesen. Schließlich zeigt die Untersuchung auf der Auflösung einzelner Bakterienzellen, dass behandelte Zellen im Aussehen verlängert sind, weniger mit EPS bedeckt und nicht so eng mit ihren Nachbarzellen verbunden wie unbehandelte Zellen. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, sich daran zu erinnern, dass die Einrichtung eines konsistenten Rahmens zur Untersuchung von Biofilminhibitoren für reproduzierbare Ergebnisse unerlässlich ist.Wenn die Methode einmal beherrscht ist, kann eine Screening-Untersuchung kleiner Moleküle auf Biofilminhibition in weniger als einer Woche durchgeführt werden, sofern sie ordnungsgemäß durchgeführt wird. Anschließend können weitere Methoden, wie beispielsweise die Untersuchung der Genexpression in einzelnen Biofilmzellen, angewendet werden, um zusätzliche Erkenntnisse über das Zielmolekül des kleinen Inhibitors zu gewinnen. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die gesamte Wirkung spezifischer Biofilm-Inhibitoren auf die Biofilmentwicklung und Antibiotikaresistenz analysiert.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Quelle: Tay, S. B., et al. Antivirulente Störung pathogener Biofilme mit Engineered Quorum-Quenching Lactonasen.  J. Vis. Exp. (2016)Das Video demonstriert eine Methode zur Quantifizierung der Biofilmbiomasse in einem pathogenen Bakterium, indem unbehandelte Kontrollen mit Proben verglichen werden, die mit einem Quorum-Abschreckungsenzym behandelt wurden. Das Enzym stört die bakterielle Signalübertragung während der frühen Inkubation und verringert so die Zelladhäsion. Nach dem Waschen und...

Quantifizierung enzyminduzierter Biofilmsuppression bei pathogenen Bakterien

Quelle: Tay, S. B., et.al. Antivirulente Störung pathogener Biofilme mit Engineered Quorum-Quenching Lactonasen.  J. Vis. Exp. (2016)Dieses Video demonstriert den Prozess der Hemmung der Biofilmbildung, indem ein Enzym eingeführt wird, das die Signalübertragung der bakteriellen Zellen stört. Das Enzym verhindert, dass die Bakterien extrazelluläre polymere Substanzen produzieren, wodurch die Biofilmentwicklung auf einer Glasboden-Mikroschüssel reduziert wird. Abschließend wird die...

Mikroskopische Bewertung der enzymvermittelten Hemmung der Biofilmbildung

Quelle: Bucher, T. et al. Methodologien zur Untersuchung von B. subtilis-Biofilmen als Modell zur Charakterisierung kleiner Molekül-Biofilminhibitoren. J. Vis. Exp. (2016)Dieses Video demonstriert einen Pellicle-Formationsassay mit Bacillus subtilis zur Bewertung von Kleinmolekülinhibitoren, die die Matrixsynthese und die Entwicklung von Biofilmen stören, und bietet ein Modell zur Screening von Verbindungen, die selektiv oberflächenassoziiertes Wachstum hemmen, ohne frei schwebende Zellen zu...

Bewertung der Inhibitoreffekte auf die Pellicle-Bildung bei Bacillus subtilis

Quelle: Bucher, T. et al. Methodologien zur Untersuchung von B. subtilis-Biofilmen als Modell zur Charakterisierung kleiner Molekül-Biofilminhibitoren. J. Vis. Exp. (2016).Dieses Video zeigt, wie die Integrität der Biofilmmatrix die bakterielle Resistenz gegen Ethanol beeinflusst, indem es koloniebildende Einheiten in unbehandelten und inhibitorgestörten Biofilmen vergleicht. Reduzierte CFUs in inhibitorbehandelten Proben zeigen, dass die extrazelluläre Matrix unerlässlich ist, um...

Ethanolresistenztest zur Bewertung der Integrität der Biofilmmatrix

Quelle: Bucher, T., et al., Methodologien zur Untersuchung von B. subtilis-Biofilmen als Modell zur Charakterisierung kleiner Molekül-Biofilminhibitoren. J. Vis. Exp.(2016)Dieses Video demonstriert die Vorbereitung ausgewachsener bakterieller Biofilmkolonien für hochauflösende Bildgebung. Es behandelt Fixierung, Dehydration, Montage und Metallbeschichtungsschritte, um die Biofilmmorphologie zu erhalten und zu visualisieren.

Vorbereitung bakterieller Biofilmkolonien für morphologische Analyse

Quorum-Quenching-Enzyme sind antivirulente und antibakterielle Optionen, die die Pathogenese abschwächen können, ohne das Risiko einer Resistenz einzugehen, indem sie die Expression von Virulenzfaktoren und Genen verhindern, die mit Antibiotikaresistenz und Biofilmbildung verbunden sind. In dieser Studie berichten wir über eine Methode, die die Wirksamkeit von Quorum-Quenching-Enzymen bei der Störung des bakteriellen Biofilms demonstriert.

Anti-virulenten Störung der Pathogene Biofilme mit Engineered Quorum lösch Lactonasen

Die meisten bakteriellen Infektionen erzeugen einen Biofilm. Biofilm-assoziierte Bakterien sind aufgrund ihrer Umgebung oft phänotypisch resistent gegen Medikamente. Neuartige antibakterielle Moleküle, die Bakterien in Biofilmen abtöten, haben daher hohe Priorität. Wir etablieren einen Assay, um schnell nach antimikrobiellen Verbindungen zu suchen, die bei der Beseitigung von Biofilmen wirksam sind.

Targeting Biofilm Assoziierte<em&gt; Staphylococcus aureus</em&gt; Verwendung von Resazurin Based Drug-Anfälligkeit Assay

Biofilminfektionen zeigen eine hohe Toleranz gegenüber Chemotherapien. Kein einzelner Assay erfasst die Komplexität von Biofilmen. Stattdessen werden komplementäre Assays benötigt. Wir präsentieren eine Screening-Plattform (entwickelt für S. aureus), die Assays für Viabilität, Biomasse und Biofilmmatrix kombiniert. Es ermöglicht die Entdeckung von Anti-Biofilm-Medikamenten, einschließlich der Bewertung langfristiger chemotherapeutischer Wirkungen.

Eine Plattform von Assays Anti-Biofilm auf die Erforschung der natürlichen Substanzbibliotheken Geeignet

Natürliche Produkte sind vielversprechende Ausgangspunkte für die Entwicklung neuer Medikamente und therapeutischer Mittel. Aufgrund der hohen chemischen Vielfalt ist es jedoch eine anspruchsvolle und zeitaufwändige Aufgabe, neue therapeutische Verbindungen aus Pflanzen zu finden. Wir beschreiben einen vereinfachten Ansatz zur Identifizierung von antimikrobiellen und antibiofilmen Molekülen aus Pflanzenextrakten und -fraktionen.

Systematischer Ansatz zur Identifizierung neuartiger antimikrobieller und Antibiofilmmoleküle aus Pflanzenextrakten und -fraktionen zur Vorbeugung von Zahnkaries

Dieses Protokoll stellt die Methodik zur Durchführung von Biofilmwachstums- und Biomassemessungen unter Verwendung von selbstmontierten Tiefbrunnen-PCR-Plattengeräten für ein statisches Biofilm-Screening mit 96-Well-Deckel mit hohem Durchsatz vor.

Erzeugung größerer bakterieller Biofilm-Biomasse mit PCR-Plate Deep Well Microplate Devices

Dieses Protokoll beschreibt einen Ansatz, der statische und dynamische Methoden kombiniert, um die Wirksamkeit organischer Peroxysäuren zur Beseitigung von Biofilmen in der Milchindustrie zu bewerten. Dieser Ansatz kann auch verwendet werden, um die Wirksamkeit neuer biologischer oder chemischer Formulierungen zur Bekämpfung von Biofilmen zu testen.

Bewertung der Wirksamkeit organischer Peroxysäuren zur Elimination von Milchbiofilmen unter Verwendung eines Ansatzes, der statische und dynamische Methoden kombiniert

Erfahren Sie Methoden zur Charakterisierung von Biofilmen bei Bacillus subtilis für die Entwicklung kleiner Molekülinhibitoren. Diese Techniken liefern quantitative und qualitative Einblicke in Hemmmechanismen.

Methodologien für das Studium

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