Name: Vorbereitung und Beobachtung von Dick biologischen Proben durch Scanning Transmission Electron Tomography (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: Lernen Sie die Probenvorbereitung für die Scanning Transmission Electron Tomographie dicker biologischer Proben. Diese Methode ermöglicht dreidimensionale Rekonstruktionen mit Tiefenschärfe-Wiederherstellung für die Strukturbiologie.

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Diese Arbeit wurde durch zwei ANR-Zuschüsse (ANR-11-BSV8-016 und ANR-10-IDEX-0001-02) finanziert. Wir danken auch dem PICT-IBiSA für den Zugang zu chemischen Bildgebungsgeräten.

Achtung: Konsultieren Sie die Sicherheitsdatenblätter (MSDS) der verschiedenen Reagenzien vor der Verwendung. Einige der Chemikalien bei der Probenvorbereitung verwendet werden, sind giftig, krebserregend, erbgutverändernd und / oder fortpflanzungsgefährdende. Persönliche Schutzausrüstung (Handschuhe, Kittel, in voller Länge Hosen und geschlossene Schuhe) und arbeiten unter einem Abzug, während die Probe Handhabung. Sectioning der Probe mit einem Ultramikrotom beinhaltet die Verwendung von scharfen Instrumenten, und sorgfältige Verwendung dieser Werkzeuge ist obligatorisch. In den Schritten unten beschrieben, nehmen die Autoren, dass die Probe eine Zellkulturprobe ist. Das Protokoll müssen nach dem Probentyp geändert werden, vor allem die Zentrifugationsschritte. 1. Herstellung von Puffern und Mischungen <ol><li> Bereiten phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) -Lösung (137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na 2 HPO 4 und 1,76 mM KH 2 PO 4). </li><li> Herstellung von Lösungen, die 30%, 50% und 70% etHANOL in PBS für die Dehydratisierung Probe. Führen Austrocknung Probe durch die schrittweise Inkubation der Probe Ethanolkonzentrationen zu erhöhen. </li><li> Bereiten Epoxyharz durch Mischen von Bisphenol-A- (Epichlorhydrin) (20 ml), Dodecenylbernsteinsäureanhydrid (9 ml), Methyl-5-norbornen-2,3-dicarbonsäure (11 ml) und 2,4,6-tris ( dimethylaminomethyl) phenol (0,7 ml); andere Mischungsverhältnisse können in Abhängigkeit von der gewünschten Härte des Harzes verwendet werden. </li><li> Herstellung von Lösungen, die 30%, 50% und 70% Epoxyharz in Ethanol zur Probeneinbettung. Führen Harzeinbettung durch schrittweise Inkubation der Probe mit Harzkonzentrationen erhöhen. HINWEIS: Die Volumina der hergestellten Lösungen sind abhängig von der Art der Probe, die untersucht wird. Weitere Lösungen sind für Gewebe benötigt als für Zellkulturen. </li></ol> 2. Fixierung und Färbung der Probe <ol><li> Zentrifugieren der Zellkultur für 5 min bei 5000 x g. Führen alle folgenden Zentrifugationen die gleichen Bedingungen.</li><li> Überstand verwerfen und befestigen Sie das Zellpellet durch sie in PBS resuspendiert (1 ml) mit 4% Paraformaldehyd und 2% Glutaraldehyd. Inkubieren bei Raumtemperatur für 30 min (1A). Alternativ dazu fixieren die Zellen bei 4 ° C über Nacht am Wochenende oder über. </li><li> Nach dem Zentrifugieren der Überstand entfernt und waschen Sie das Pellet 3 mal mit PBS (1 ml), um die Fixierungsmittel vollständig zu entfernen. </li><li> Post-fix die Probe mit 1% OsO 4 in PBS (1 ml) für 30 Minuten bei Raumtemperatur. </li><li> Nach dem Zentrifugieren der Überstand entfernt und waschen Sie das Pellet 3 mal mit PBS (1 ml) wurde die OsO 4 vollständig zu entfernen. Deaktivieren Sie die OsO 4 in Öl und entsorgen. </li><li> Fügen Sie 2% Uranylacetat in PBS (1 ml) als Kontrastmittel und Inkubieren der Probe für 30 min bei Raumtemperatur (1B). </li><li> Nach dem Zentrifugieren der Überstand entfernt und waschen Sie das Pellet 3 mal mit PBS (1 ml) des ungebundenen uranyl ac zu entfernenetate; Uranylacetat enthält radioaktive Elemente und sollte in einem Behälter für radioaktive Abfälle gewidmet entsorgt werden. HINWEIS: Die Inkubationszeiten können entsprechend der Größe der Probe verändert werden. Beispielsweise Fixierung und Färbung von dickeren Proben, wie Gewebeproben, erfordern längere Inkubationszeiten. Längere Inkubationszeiten können auch für die Dehydratation und den Einbettungsschritte besser sein. Uranylacetat kann durch eine &quot;uranyl lose&quot; Lösung ersetzt werden, die Gadolinium Salze enthält. </li></ol> 3. Probe Dehydration <ol><li> Die Probe 30 min bei 4 ° C in PBS (1 ml) mit 30% Ethanol (1C) nach dem Zentrifugieren der Überstand verworfen und inkubieren. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 3.1 Lösungen mit allmählich zunehmenden Ethanolkonzentrationen (50%, 70% und bis zu 100%) verwendet wird. Während dieser Entwässerungsschritten beizubehalten die Probe bei 4 ° C für Konservierungszwecke Probe. </li><li> Nach der Zentrifugation verwerfen die SupernatAmeise und das Pellet in reinem Ethanol (1 ml) suspendieren; über Nacht bei 4 ° C inkubiert. </li></ol> 4. Harz Embedding <ol><li> Nach dem Zentrifugieren der Überstand verworfen und das Pellet in Ethanol mit 30% Epoxidharz (1 ml) für 30 min bei RT (Figur 1D). </li><li> Wiederholen Sie Schritt 4.1 Lösungen mit allmählich zunehmender Epoxidharz-Konzentrationen (50%, 70% und bis zu 100%) verwendet wird. </li><li> Nach der Zentrifugation den Überstand verwerfen und das Pellet in reinem Epoxidharz (1 ml); über Nacht bei RT inkubiert. Die Anwesenheit von Härte DMP-30 könnte die Polymerisation des Harzes auszulösen; Wenn dies geschieht, bereiten zwei Chargen von Epoxidharz, eines mit und eines ohne DMP-30. </li><li> Nach der Zentrifugation das Pellet in 200 &amp; mgr; l reinem Epoxidharz in einer Kunststoffkapsel (den Härter enthält); die Probe sollte auf der Unterseite der Kunststoffkapsel sein. </li></ol> 5. Harzpolymerisation <ol><li> ichncubate die Kunststoffkapsel, die Probe in einem Inkubator eingestellt bei 60 ° C für 48 h enthält; andere Arten von Harz kann mit verschiedenen Einstellungen polymerisieren. </li><li> Entfernen Sie die Kapsel aus dem Inkubator und stellen Sie sicher, dass das Harz polymerisiert werden; das Harz sollte hart sein, wenn gegen eine harte Oberfläche gedrückt wird. </li><li> Hinzufügen reinen Epoxidharz (mit der Härter) auf der Oberseite des polymerisierten Harzes mit der Probe; diese zusätzliche Schicht aus Harz wird es leichter, die Probe zu schneiden. Inkubieren der Kapsel bei 60 ° C für 48 h. </li></ol> 6. Proben Sectioning <ol><li> Montieren Sie die Probe Kopf nach unten in einen Probenhalter, so dass die Probe nach oben und fixieren sie auf dem Trimmblock des Ultramikrotom. Dicht verriegeln Sie den Hebel, um den Trimmblock mit dem Ultramikrotom zu sichern. </li><li> Mit einer Rasierklinge oder einem ähnlichen scharfen Schneidinstrument, schneiden Sie die Kunststoffkapsel heraus, dass es aus dem polymerisierten Harz zu trennen. Schneiden Sie das Harz, so dass die Probe enthalten ist,ed in Harz in etwa die Form einer Pyramide. Es besteht keine Notwendigkeit, die gesamte Kunststoffkapsel zu entfernen; nur entfernen Sie den Teil des polymerisierten Probe abdeckt. </li><li> Nehmen Sie die Kapsel und den Probenhalter aus der Trimmblock und installieren sie auf dem beweglichen Arm des Ultramikrotom. </li><li> Installieren Sie ein Schneidmesser auf dem Messerblock und schneiden genau die Gesichter der Pyramide. Die Verwendung von Fernglas wird empfohlen, eine perfekte Form der Pyramide zu geben; desto besser ist die Pyramide, desto besser sind die Abschnitte werden. </li><li> Nehmen Sie die Beschneidmesser und ersetzen sie durch eine Histologie Messer ab, die verwendet werden können, Abschnitte zu schneiden, die dicker als 0,5 um. </li><li> die Küvette der Histologie Messer mit der richtigen Menge an Wasser, bringen die Schneide des Messers auf der Oberfläche der Probe und verwenden Sie das Fernglas Nach dem Befüllen der Kapsel Steigungswinkel einzustellen, so dass das Messer in die Pyramide in Scheiben schneiden senkrecht wird. </li><li> Stellen Sie die Schnittgeschwindigkeit entsprechend der gewünschtenSchnittdicke zu erholen homogene Abschnitte. </li><li> Lassen Sie den Abschnitt Schwimmer über das Wasser und fischen sie mit einer Schleife. </li><li> Bewegen, um die Schleife zu einer Elektronenmikroskopie Kupfergitter, das oben auf Filterpapier gelegt ist. HINWEIS: Das Raster behandelt wurden, sollte vorher seine Hydrophilie zu erhöhen. Dies kann mit einem gitter Beschichtung Stift durchgeführt werden. </li><li> Durch die Wasseraufnahme durch das Filterpapier, lassen Sie den Abschnitt an das Netz bleiben. Lassen Sie es trocken für ein paar Minuten, bevor es in das Elektronenmikroskop eingeführt wird. </li></ol> 7. Entwurf des Durchbrenn Tilt-Serie <ol><li> Sammeln Sie durch fokalen Bilder bei konstanten Fokus-Intervallen. HINWEIS: Die Durchbrenn tilt-Serie bestehen aus einem Satz von Durchgangsbrenn Bildern, die bei jedem Neigungswinkel der Neigungs Reihe gesammelt werden. Die ganze Konzentration Amplitude sollte ausreichen, um die gesamte Probendicke zu decken. </li><li> Bestimmen Sie den Wert des Fokusintervalls. Wenn das Intervall gleich dem depth-Bereich, die gesamte Probe im Fokus sammeln; Diese Einstellung stellt den höchsten Sampling möglich. Wenn das Intervall größer ist als die Tiefe des Feldes ist, werden einige Teile der Probe nicht im Fokus erhalten werden, was bedeutet, dass einige Teile der Probe nicht in Fokus gesammelt werden. </li><li> Berechne die Tiefe-Feld eines Elektronenstrahls von der Wellenlänge des Elektrons und der Konvergenzhalbwinkel des Elektronenstrahls. Während die Wellenlänge der Elektronen direkt mit der Beschleunigungsspannung verknüpft ist, verwenden , um die Konvergenzhalbwinkel durch das Elektronenmikroskop Hersteller oder experimentell aus dem Beugungsmuster 16 einer bekannten Probe bestimmen. Da Elektronen bei einer Wellenlänge λ treffen die Probe mit einem Konvergenzhalbwinkel von α in einem Elektronenmikroskop beschleunigt, verwenden Sie die folgende Gleichung, um die Schärfentiefe-Bereich (DOF) zu bestimmen: <img alt="Gleichung" src="/files/ftp_upload/55215/55215eq1.jpg" /></li><li> Entwurfdie Brenn Serie , so dass der ganze Fokus Amplitude der Probe bei ihrer maximalen scheinbaren Dicke (dh am höchsten Neigung) abdecken. HINWEIS: Eine 0,75 um dicke Probe bei einer 70 ° Neigung eine scheinbare Dicke von 2,19 &amp; mgr; m haben, so sollte der Fokus Amplitude größer als 2,19 &amp; mgr; m. Für dieses Beispiel, wenn der Fokus Intervall oben bestimmt ist gleich 50 nm, wird es 44 Bilder (2,19 &amp; mgr; m / 50 nm) erfordern die Probe bei seiner maximalen scheinbaren Dicke zu bedecken. Die ganze Fokusamplitude durch die Anzahl der Brennschritte multipliziert mit dem Wert des Fokusintervall gleich. Bei der höchsten Neigung (θ), wird die Probe scheinbare Dicke wie die folgenden definiert: <img alt="Gleichung" src="/files/ftp_upload/55215/55215eq2.jpg" /></li></ol> 8. Beispiel Imaging HINWEIS: Es geht über den Rahmen dieses Protokolls zu beschreiben, wie ein Elektronenmikroskop in STEM-Modus einzurichten; die meisten dieser Informationen kann ich findenn das Referenzhandbuch mit Hilfe des Elektronenmikroskops Hersteller zur Verfügung gestellt. Allerdings ist folgendes zu beachten: i) die Punktgröße entsprechend gewählt werden sollte auf die gewünschte Vergrößerung; ii) die Ronchigram müssen gut ausgerichtet ist; und iii) in BF-Modus muss die Kameralänge eingestellt werden ungestreute Elektronen zu wählen, während eine gute Beleuchtung des Detektors aufrechterhalten wird. Resin Abschnitte auf Elektronenmikroskopie Kupfergitter aufgebracht sollten vor der Bildaufnahme beleuchtet werden Schrumpfen zu verhindern. Harzschrumpfung und Aufladungseffekte könnten bei der Bildaufnahme verwechselt werden. Die Verwendung einer Objektivlinse Öffnung könnte die Probenstabilität zu verbessern, wenn Aufladungseffekte auftreten. Jedoch in dem speziellen Fall der STEM-Setups, die Objektivöffnung ist nicht kompatibel mit HAADF Bildgebungsmodus, und sehr kleine Öffnungen Ziel nicht mit BF Bildgebungsmodus kompatibel. <ol><li> Mit geringer Vergrößerung (etwa 20.000-in STEM), blättern Sie durch die Probe und suchen Sie die Region von Interesse. </li><li> Passen ter euzentrischen Höhe (Z-Achse), so dass der Bereich von Interesse nicht abtreibt, während die Probe dreht. </li><li> Stellen Sie sicher, dass das Objekt von Interesse in der gesamten Neigungsbereich sichtbar bleiben. </li><li> Wegen der erheblichen Anzahl von Bildern während eines Durchbrenn Tilt-Serie erworben haben, verwenden eine automatische Erfassungssoftware. Verwenden Sie entweder eine kommerzielle Lösung oder eine Software individuelle Datenerfassung entwerfen, falls gewünscht. Stellen Sie sicher, dass das Software-Programm in der Lage ist, die drei folgenden Schritte durchzuführen: <ol><li> Verfolgen und konzentrieren sich wie in einem Standard-Tilt-Serie Sammelsystem. </li><li> Sicherzustellen, dass die Durchbrenn Bilder mit der Z-Position der Probe überlappen. </li><li> eine Reihe von Durchbrenn Bilder bei jedem Neigungswinkel automatisch erwerben. </li></ol></li><li> Geben das Software - Programm die wichtigsten Parameter des Durchbrenn tilt-Serie (dh Brenn Intervallen Brennschritt minimalen Neigungswinkel, maximale Neigungswinkel, Neigungsschritt und Abtastgeschwindigkeit). </li><li> Anfangdie Bildsammlung Prozess und warten, bis das Software-Programm zu beenden. </li></ol> 9. Bildverarbeitung HINWEIS: In diesem Protokoll, das durch Brenn Tilt-Serie Verarbeitung wird mit ImageJ ausgeführt Plugins 17. Ergänzende Daten 1 zeigt ein ImageJ Makro für den Ausrichtungsschritt (TURBOREG) und In-Fokus-Informationen (Extended Depth of Field) für einen Durchbrenn Tilt-Serie entwickelt, um mit drei Fokuswerte für die Zusammenführung. <ol><li> Ausrichten der Bilder auf dem gleichen Neigungswinkel gesammelt (dh die Durchbrenn images). Da Bilder nicht das gleiche im Fokus befindlichen Informationen haben, nicht auf sie doch nicht die gleichen Funktionen für die Ausrichtung; führen Ausrichtung von benachbarten Bildern zwei durch zwei Ausrichtung (dh eine pyramidale Hierarchie folgend, mit den engsten Fokuswerte zuerst) mit TURBOREG 18, ein ImageJ Plugin. </li><li> überprüfen konsequent die Ausrichtung der Durchbrenn Bilder bei jedem Neigungswinkel.Stapeln Sie die ausgerichteten Durchbrenn Bilder Sichtkontrolle zu verbessern. ANMERKUNG: Nur die Zone, die im Fokus sollte bewegen, während durch den Stapel blättern. Eine genaue Ausrichtung ist die wichtigste Sache, da der folgende Schritt der Wiederherstellung der Informationen besteht, die im Fokus von verschiedenen Bildern. </li><li> Zusammenführen der Informationen , die im Fokus über Extended Depth of Field 19, ein ImageJ Plugin ist; Dies wird schließlich ein einzelnes Bild aus dem Stapel von Bildern erzeugen. Mehrere Einstellungen können während der depth-of-field Erholung, aber verwenden die höchsten Einstellungen, um die Bildinformation zu erhalten verwendet werden. HINWEIS: Der Neigungs-Serie jetzt aus einem einzigen Bild pro Neigungswinkel zusammengesetzt ist, wobei jedes Bild in der Fokusinformation enthält, aus dem Durchgangsbrenn Bilder gewonnen. </li><li> Verarbeiten Sie die Daten. HINWEIS: Standard-Tools für die Ausrichtung und Rekonstruktion kann verwendet werden, da die Daten nun zu einem Standard-Tilt-Serie reduziert wurde. In diesem Protokoll ist TomoJ used für Datenabgleich und Datenrekonstruktion 20, 21. Weitere Informationen darüber , wie TomoJ verwenden können 22 in der ursprünglichen Veröffentlichung. </li><li> Führen Sie eine Feinausrichtung der Tilt-Serie. HINWEIS: Eine gute Strategie ist Gold Perlen als Fiducial-Marker zu verwenden, um genau zu Verschiebungen zwischen den Bildern zu verfolgen. Lokale Minima können auch verwendet werden, wenn Goldkügelchen kann nicht zu der Probe gegeben werden. </li><li> Durchführen einer 3D-Rekonstruktion der ausgerichteten Daten; mehrere Algorithmen zur Verfügung stehen für die Rekonstruktionen im realen Raum oder Fourier-Raum durchführen, die jeweils mit Vor- und Nachteile. </li><li> Wenn die endgültige Ausrichtung der Tilt-Serie ist schlecht, einige Verbesserungen zu machen, indem sie die ersten Schritte zu optimieren. Halten die Ausrichtungsschritte, wenn die endgültige 3D-Rekonstruktion verschwommen erscheint oder deformiert; desto besser ist der Kontrast und die Details des 3D-Rekonstruktion in der Praxis, je größer die Anzahl der gesammelten Fokalebenen. HINWEIS: SeVeral Software-Programme können die Durchbrenn tilt-Serie zu verarbeiten verwendet werden. Allerdings sind die in diesem Protokoll verwendeten Werkzeuge wurden gewählt, weil in unserer Erfahrung, führten sie das Beste. TURBOREG 18 durchgeführt besser in Bezug auf die Ausrichtung der Bilder , wenn ein Gradient von Fokus vorhanden war. Weitere Informationen finden Sie auf der eigens eingerichteten Website 23 zu finden. Die Extended Depth of Field Plugin 19 entwickelte sich sehr gut in Bezug auf die In-Fokus - Informationen aus verschiedenen Bildern erholt, während andere Werkzeuge im sichtbaren Pixel Änderungen zur Folge. Weitere Informationen, insbesondere in Bezug auf Skript schreiben, finden Sie auf dieser speziellen Website 24 zu finden. </li></ol>

<ol><li>De Rosier, D. J., Klug, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reconstruction+of+three+dimensional+structures+from+electron+micrographs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Reconstruction of three dimensional structures from electron micrographs.</a> Nature. 217 (5124), 130-134 (1968).</li>
<li>Gan, L., Jensen, G. J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2491709/">Electron tomography of cells.</a> Q Rev Biophys. 45 (1), 27-56 (2012).</li>
<li>Lucic, V., Rigort, A., Baumeister, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo-electron+tomography%3A+the+challenge+of+doing+structural+biology+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Cryo-electron tomography: the challenge of doing structural biology in situ.</a> J Cell Biol. 202 (3), 407-419 (2013).</li>
<li>Al-Amoudi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo-electron+microscopy+of+vitreous+sections%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Cryo-electron microscopy of vitreous sections.</a> EMBO J. 23 (18), 3583-3588 (2004).</li>
<li>Koguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+STEM+for+observing+nanostructures%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electron+Microsc+%28Tokyo%29%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional STEM for observing nanostructures.</a> J Electron Microsc (Tokyo). 50 (3), 235-241 (2001).</li>
<li>Midgley, P. A., Weyland, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+electron+microscopy+in+the+physical+sciences%3A+the+development+of+Z-contrast+and+EFTEM+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">3D electron microscopy in the physical sciences: the development of Z-contrast and EFTEM tomography.</a> Ultramicroscopy. 96 (3-4), 413-431 (2003).</li>
<li>Sousa, A. A., Azari, A. A., Zhang, G., Leapman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual-axis+electron+tomography+of+biological+specimens%3A+Extending+the+limits+of+specimen+thickness+with+bright-field+STEM+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Struct+Biol%22%5BJournal%5D)">Dual-axis electron tomography of biological specimens: Extending the limits of specimen thickness with bright-field STEM imaging.</a> J Struct Biol. 174 (1), 107-114 (2011).</li>
<li>Sousa, A. A., Leapman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+application+of+STEM+for+the+biological+sciences%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Development and application of STEM for the biological sciences.</a> Ultramicroscopy. , 38-49 (2012).</li>
<li>Ercius, P., Muller, D. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/239633484_Incoherent_Bright_Field_STEM_for_Imaging_and_Tomography_of_Ultra-Thick_TEM_Cross-sections">Incoherent bright field STEM for imaging and tomography of ultra-thick TEM cross-sections.</a> Microsc Microanal. 15, (2009).</li>
<li>Hyun, J. K., Ercius, P., Muller, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beam+spreading+and+spatial+resolution+in+thick+organic+specimens%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Beam spreading and spatial resolution in thick organic specimens.</a> Ultramicroscopy. 109 (1), 1-7 (2008).</li>
<li>Aoyama, K., Takagi, T., Hirase, A., Miyazawa, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((STEM+tomography+for+thick+biological+specimens%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">STEM tomography for thick biological specimens.</a> Ultramicroscopy. 109 (1), 70-80 (2008).</li>
<li>Biskupek, J., Leschner, J., Walther, P., Kaiser, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+STEM+tomography+acquisition--a+comparison+of+convergent+beam+and+parallel+beam+STEM+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Optimization of STEM tomography acquisition--a comparison of convergent beam and parallel beam STEM tomography.</a> Ultramicroscopy. 110 (9), 1231-1237 (2010).</li>
<li>Hovden, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breaking+the+Crowther+limit%3A+combining+depth-sectioning+and+tilt+tomography+for+high-resolution%2C+wide-field+3D+reconstructions%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Breaking the Crowther limit: combining depth-sectioning and tilt tomography for high-resolution, wide-field 3D reconstructions.</a> Ultramicroscopy. 140, 26-31 (2014).</li>
<li>Dahmen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+scanning+transmission+electron+microscopy+tilt-+and+focal+series%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc+Microanal%22%5BJournal%5D)">Combined scanning transmission electron microscopy tilt- and focal series.</a> Microsc Microanal. 20 (2), 548-560 (2014).</li>
<li>Trepout, S., Messaoudi, C., Perrot, S., Bastin, P., Marco, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scanning+transmission+electron+microscopy+through-focal+tilt-series+on+biological+specimens%5BTitle%5D)+AND+%22Micron%22%5BJournal%5D)">Scanning transmission electron microscopy through-focal tilt-series on biological specimens.</a> Micron. 77, 9-15 (2015).</li>
<li>Weyland, M., Muller, D. A. <a target="_blank" href="http://muller.research.engineering.cornell.edu/sites/WEELS/summer06/FEI%20nanoSolutions%20Muller.pdf">Tuning the convergence angle for optimum STEM performance.</a> FEI Nanosolutions. 1 (24), (2005).</li>
<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li>
<li>Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pyramid+approach+to+subpixel+registration+based+on+intensity%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Image+Process%22%5BJournal%5D)">A pyramid approach to subpixel registration based on intensity.</a> IEEE Trans Image Process. 7 (1), 27-41 (1998).</li>
<li>Forster, B., Van De Ville, D., Berent, J., Sage, D., Unser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complex+wavelets+for+extended+depth-of-field%3A+a+new+method+for+the+fusion+of+multichannel+microscopy+images%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc+Res+Tech%22%5BJournal%5D)">Complex wavelets for extended depth-of-field: a new method for the fusion of multichannel microscopy images.</a> Microsc Res Tech. 65 (1-2), 33-42 (2004).</li>
<li>Messaoudii, C., Boudier, T., Sanchez Sorzano,, O, C., Marco, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TomoJ%3A+tomography+software+for+three-dimensional+reconstruction+in+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">TomoJ: tomography software for three-dimensional reconstruction in transmission electron microscopy.</a> BMC Bioinformatics. 8, 288(2007).</li>
<li>Sorzano, C. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marker-free+image+registration+of+electron+tomography+tilt-series%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">Marker-free image registration of electron tomography tilt-series.</a> BMC Bioinformatics. 10, 124(2009).</li>
<li>Messaoudi, C. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://cmib.curie.fr/fr/download/softwares/TomoJ">http://cmib.curie.fr/fr/download/softwares/TomoJ</a> (2016).</li>
<li>Thevenaz, P. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/turboreg ">http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/turboreg </a> (2016).</li>
<li>Forster, B. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://bigwww.epfl.ch/demo/edf/">http://bigwww.epfl.ch/demo/edf/</a> (2016).</li>
<li>Kohl, L., Bastin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+flagellum+of+trypanosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Rev+Cytol%22%5BJournal%5D)">The flagellum of trypanosomes.</a> Int Rev Cytol. 244, 227-285 (2005).</li>
<li>Luft, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvements+in+epoxy+resin+embedding+methods%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biophys+Biochem+Cytol%22%5BJournal%5D)">Improvements in epoxy resin embedding methods.</a> J Biophys Biochem Cytol. 9, 409-414 (1961).</li>
<li>Mielanczyk, L., Matysiak, N., Michalski, M., Buldak, R., Wojnicz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closer+to+the+native+state.+Critical+evaluation+of+cryo-techniques+for+Transmission+Electron+Microscopy%3A+preparation+of+biological+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Folia+Histochem+Cytobiol%22%5BJournal%5D)">Closer to the native state. Critical evaluation of cryo-techniques for Transmission Electron Microscopy: preparation of biological samples.</a> Folia Histochem Cytobiol. 52 (1), 1-17 (2014).</li>
<li>Hovden, R., Xin, H. L., Muller, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended+depth+of+field+for+high-resolution+scanning+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc+Microanal%22%5BJournal%5D)">Extended depth of field for high-resolution scanning transmission electron microscopy.</a> Microsc Microanal. 17 (1), 75-80 (2011).</li>
<li>Dahmen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Ettention+software+package%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">The Ettention software package.</a> Ultramicroscopy. 161, 110-118 (2016).</li>
<li>Murata, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-cell+imaging+of+the+budding+yeast+Saccharomyces+cerevisiae+by+high-voltage+scanning+transmission+electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Whole-cell imaging of the budding yeast Saccharomyces cerevisiae by high-voltage scanning transmission electron tomography.</a> Ultramicroscopy. 146, 39-45 (2014).</li>
<li>Kizilyaprak, C., Daraspe, J., Humbel, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focused+ion+beam+scanning+electron+microscopy+in+biology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Microsc%22%5BJournal%5D)">Focused ion beam scanning electron microscopy in biology.</a> J Microsc. 254 (3), 109-114 (2014).</li>
<li>Kubota, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+developments+in+electron+microscopy+for+serial+image+acquisition+of+neuronal+profiles%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+%28Oxf%29%22%5BJournal%5D)">New developments in electron microscopy for serial image acquisition of neuronal profiles.</a> Microscopy (Oxf). 64 (1), 27-36 (2015).</li>
<li>Levin, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanomaterial+datasets+to+advance+tomography+in+scanning+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Data%22%5BJournal%5D)">Nanomaterial datasets to advance tomography in scanning transmission electron microscopy.</a> Sci Data. 3, 160041(2016).</li>
</ol>

Wir haben keinen Interessenkonflikt offenzulegen.

In diesem Artikel stellen wir eine konventionelle Probenvorbereitungsprotokoll zusammen mit einem Schritt-für-Schritt-Anleitung für die 3D-Analyse auf dicken biologischen Proben durchführen STEM durchBrennTomographie. Harz Einbettung von biologischen Proben ist seit Jahrzehnten 26 und alternative Protokolle verwendet, die auf unterschiedliche Arten von Proben geeignet sind , können in der gesamten 27 - Literatur gefunden werden. Im Gegensatz dazu Bildgebung dicken Proben i...

Seit den frühen 1970er Jahren, Ansätze Tomographie in der Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) wurden weitgehend für die strukturelle Charakterisierung von biologischen Proben 1, 2, 3 verwendet. Die Anziehungskraft des Transmissionselektronentomographie war, dass es verwendet werden könnte, ein breites Spektrum von biologischen Strukturen im Nanometerbereich zu studieren, von der Architektur der Zellen und die Ultrastruktur von Organellen zu der Struktur von makromolekularen Komplexen und Proteinen. Dennoch könnte Transmissions-Elektronen-Tomographie nicht zu studieren, sehr dicke Proben verwendet werden (mehr als 0,5 &amp; mgr; m). Tatsächlich produzieren dicke Proben zu viele gestreute Elektronen zu erzeugen niedrigen Signal-zu-Rausch-Verhältnis (SNR) Bilder. Darüber hinaus beinhaltet die Tomographie Sammlung von Bildern von gekippten Proben, mit der scheinbaren Dicke der Probe mit der Neigungswinkel erhöht wird. Obwohl kann die unelastische Streuung gefiltert werdenEnergiefilter geführt, wobei die kritische Menge an Elektronen für hohe SNR Bilder benötigt wird, kaum in TEM erreicht. Daher haben dicke biologische Proben nur untersucht worden sectioning 4 verwendet wird . Einige Proben können nicht geschnitten werden: einige verschlechtern könnten, wenn sie geschnitten werden, und andere müssen in ihrer Gesamtheit untersucht, um zu ihrer Komplexität zu verstehen. Ein alternativer Ansatz ist die Verwendung TEM in Abtastmodus 5, 6, 7, 8. In Rastertransmissions-Elektronenmikroskopie (STEM), die optische Weglänge der Elektronen unterscheidet sich von dem in konventionellen TEM. Elektronen durch die Probe ohne Streuung hindurchtritt, mit einem Hellfeld- (BF) Detektor 9, während die gestreute elastisch in einem bestimmten Winkel von der optischen Achse mit einem Dunkelfeld (DF) -Detektor gesammelt auf der optischen Achse gesammelt werden kann.Der andere Vorteil der STEM ist, daß der fokussierte Elektronenstrahl an der Oberfläche der Probe abgetastet wird, wodurch die Pixel-für-Pixel-Sammlung der Bilder. Auch wenn der Elektronenstrahl während verbreitert 10 durch die Probe vorbei, diese besondere Sammelsystem ist weniger anfällig für unelastisch gestreute Elektronen als herkömmliche TEM. Darüber hinaus gibt es keine Linse post-Probe in STEM, wodurch die chromatischen Aberrationen zu vermeiden, die in TEM auftreten können. Die Kameralänge kann eingestellt werden, so daß der Detektor hauptsächlich BF ungestreute Elektronen detektiert. Mit dem DF-Detektor dicken Proben zu studieren ist nicht wegen der Mehrfachstreuung empfohlen, die ungenaue Bilder erzeugt. Stattdessen kann der BF - Detektor 11 verwendet werden. Während STEM hohe SNR Bilder erzeugen kann, hat es eine relativ geringe Schärfentiefe-Bereich aufgrund des relativ hohen Strahlkonvergenz im Vergleich zu TEM, die Menge der eingehenden Informationen abnimmt, die von dicken wiederhergestellt werden könnenProben. Im Falle von fehlerkorrigierten STEM Mikroskope, wo der Konvergenzwinkel so hoch wie 30 mrad sein kann, kann die Tiefe des Feldes niedrig genug sein, so dass die Informationen, die in Fokus von einer Brennebene stammt von nur wenigen Nanometern . Einstellen des Elektronenstrahls im Parallelbetrieb bis erhöht die Schärfentiefe-Bereich des Elektronenstrahls zu Lasten der Auflösung 12. Allerdings ist diese Einstellung nicht immer möglich. Wann immer es notwendig ist, einen konvergenten Elektronenstrahl zu verwenden, muss man Techniken verwenden, die die Tiefe der Bereich des Elektronenstrahls erhöhen, wenn dicke Proben zu studieren. Jüngste Studien haben die Übernahme von mehreren Bildern an verschiedenen Fokusebenen in der gesamten Probe angegeben in-focus die maximale Menge an Informationen wiederherzustellen 13, 14. Die beiden Studien beschreiben verschiedene Möglichkeiten, um die Informationen aus den verschiedenen Fokusebenen zu behandeln. Hovden et al.im Fourierraum kombiniert , um die Bilder , die bei verschiedenen Brennebenen gesammelt wurden, und die endgültige Rekonstruktion wurde direkt aus dem 3D inverse Fourier - Transformation 13 erhalten. Im Gegensatz dazu Dahmen et al. eine konvergente Strahlrekonstruktionsmaschine entwickelt , um das 3D - Volumen aus den verschiedenen Brennebenen 14 im realen Raum zu rekonstruieren. Unser Labor entwickelt auch ein Verfahren zur Abbildung dicken biologischen Proben. Unsere Strategie war anders als die beiden oben beschriebenen Verfahren, dass wir die Informationen zusammengefasst , die in den verschiedenen Brennebenen fokussiert ist und rekonstruiert die endgültige 3D - Volumen im realen Raum einen parallelen Strahl Projektor 15 verwendet wird . Unser Ziel war es, ein Verfahren zu entwickeln, die leicht in jeder Elektronenmikroskopie Labor durchgeführt werden kann. Zu diesem Zweck war es unser Ziel, die Brenn Bilder in einer begrenzten Zeit, vergleichbar mit dem Zeitrahmen von herkömmlichen Tomographie Experimenten zu sammeln. Darüber hinaus ist unsere vorgeschlagene Verfahren could für die Verwendung mit verschiedenen Arten von Ausrichtung und Rekonstruktionssoftware angepasst werden. Im Rahmen unserer Veröffentlichung ab dem Jahr 2015 15, wollten wir die Erholung der depth-of-field zu visualisieren und zu charakterisieren, so haben wir eine große Konvergenz Halbwinkel von 25 mrad. Hier präsentieren wir eine Schritt- für -Schritt - Protokoll zur Durchführung einer Durchbrenn Bildgebung in STEM nach der Methode entwickelt in unserem Labor im Jahr 2015 15, und wir präsentieren , wie die Daten von 2015 verarbeitet wurde. Diese Methode erholt sich im Fokus befindlichen Informationen aus mehreren Fokusebenen über einen dicken (750 nm) biologischen Probe und ermöglicht qualitativ hochwertige 3D-Rekonstruktionen. Gegebenenfalls sind die Unterschiede in dieser Methodik im Vergleich zu den Methoden, die von anderen Gruppen verwendet werden ebenfalls vorgestellt.

<table><tbody><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4417</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>2860</td><td></td></tr><tr><td>Epoxidharz</td><td>EMS</td><td>14120</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td>Fügen Sie Paraformaldehydpulver zu PBS hinzu, das bei ca. 60 μC erhitzt wird. Erhöhen Sie den pH-Wert durch Zugabe von 1 N NaOH, bis kein PFA-Pulver mehr sichtbar ist.</td></tr><tr><td>Glutaraldehyd</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5882&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Osmiumtetroxyd</td><td>EMS</td><td>19150</td><td></td></tr><tr><td>Uranylacetat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>73943</td><td></td></tr><tr><td>Gelatinekapsel</td><td>EMS</td><td>70110</td><td></td></tr><tr><td>Trimm- und Histomesser</td><td>LFG-Verteilung</td><td>Kieselalgendiamantmesser</td><td></td></tr><tr><td>Elektronenmikroskopie Kupfergitter</td><td>LFG-Verteilung</td><td>G200-Cu</td><td></td></tr><tr><td>Gitterbeschichtungsstift</td><td>LFG Distribution</td><td>70624</td><td></td></tr><tr><td>Probenhalter</td><td>JEOL</td><td>EM-21311 HTR</td><td></td></tr><tr><td>Elektronenmikroskop</td><td>JEOL</td><td>JEM-2200FS</td><td></td></tr></tbody></table>

vorbereitung und beobachtung von dick biologischen proben durch scanning transmission electron tomography

Preparation and Observation of Thick Biological Samples by Scanning Transmission Electron Tomography

Dieser Bericht beschreibt ein Protokoll zur Vorbereitung dicker biologischer Proben für die weitere Beobachtung mit einem Rastertransmissionselektronenmikroskop. Es beschreibt auch ein bildgebendes Verfahren zur Untersuchung der 3D-Struktur dicker biologischer Proben mittels Rastertransmissionselektronentomographie. Das Probenvorbereitungsprotokoll basiert auf herkömmlichen Methoden, bei denen die Probe mit chemischen Mitteln fixiert, mit einem starken atomaren Salzkontrastmittel behandelt, in einer Reihe von Ethanolbädern dehydriert und in Harz eingebettet wird. Anschließend werden die spezifischen Bildgebungsbedingungen für die Betrachtung dicker Proben mittels Rastertransmissionselektronenmikroskopie beschrieben. Teile der Probe werden mit einer Durchfokussierungsmethode beobachtet, bei der mehrere Bilder in verschiedenen Fokusebenen gesammelt werden. Dies ermöglicht die Wiederherstellung von fokussierten Informationen in verschiedenen Höhen in der gesamten Probe. Dieses spezielle Entnahmemuster wird bei jedem Neigungswinkel während der Tomographie-Datenerfassung durchgeführt. Anschließend wird ein einzelnes Bild erzeugt, in dem die scharfen Informationen aus den verschiedenen Fokusebenen zusammengeführt werden. Anschließend wird ein klassisches Tilt-Reihen-Dataset generiert. Der Vorteil des Verfahrens besteht darin, dass das Ausrichten und Rekonstruieren der Schwenkreihe mit Standardwerkzeugen durchgeführt werden kann. Die Sammlung von durchfokussierten Bildern ermöglicht die Rekonstruktion eines 3D-Volumens, das alle strukturellen Details der fokussierten Probe enthält.

In unserer Studie wurden die Elektronen 200 kV in der Feldemissionskanone Transmissionselektronenmikroskop beschleunigt. Die Bilder wurden in MINT-BF-Modus unter Verwendung eines 20-us Verweilzeit gesammelt. In Bezug auf die Gestaltung der Durchbrenn Tilt-Serie, fanden wir, dass der Fokus Abstand von 150 nm für die ultrastrukturelle Untersuchung einer 750 nm dicken biologischen Probe-obwohl die Tiefe der Bereich des Elektronenstrahls nur befriedigende Ergebnisse gab, war 3 nm-da wir eine...

Dieser Bericht beschreibt ein Probenvorbereitungsprotokoll und spezifische Bildgebungsbedingungen für die Durchführung der Rastertransmissionselektronentomographie von dicken biologischen Proben.

Vorbereitung und Beobachtung von Dick biologischen Proben durch Scanning Transmission Electron Tomography

This report describes a protocol for preparing thick biological specimens for further observation using a scanning transmission electron microscope. It ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, eine dreidimensionale Rekonstruktion mit Tiefenschärfe einer dicken biologischen Probe mittels konvergenter Strahl-Rastertransmissionselektronentomographie zu erhalten. Diese Methode kann zentrale Fragen der Strukturbiologie zur Elektronentomographie dicker biologischer Proben beantworten. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass Bilder im konvergenten Bitmodus aufgenommen werden können und die Datenverarbeitung mit den meisten Tomographie-Programmen durchgeführt werden kann.Um mit der Vorbereitung der Zellkulturprobe zu beginnen, zentrifugieren Sie die Probe fünf Minuten lang bei 5000 x g. Verwenden Sie diese Zentrifugationsparameter während der gesamten Probenvorbereitung. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in einem Milliliter PBS, angereichert mit 4 % Paraformaldehyd und 2 % Gluteraldehyd.Inkubieren Sie die Suspension 30 Minuten lang bei Raumtemperatur. Zentrifugieren Sie die Mischung, verwerfen Sie den Überstand und waschen Sie das Pellet dreimal mit einer Milliliterportion PBS. Unter den gleichen Inkubationsbedingungen und dem gleichen Waschverfahren inkubieren Sie das Pellet in einem Milliliter PBS, angereichert mit 1%Osmiumtetroxid, und in einem Milliliter PBS, angereichert mit 2%Uranylacetat.Anschließend kühlen Sie die Probe auf vier Grad Celsius ab. Dehydrieren Sie das Pellet durch aufeinanderfolgende Inkubationen in zunehmend konzentrierten Ethanollösungen. Aufrechterhaltung der Probentemperatur von vier Grad Celsius während der Inkubation, Zentrifugation und Reinigung.Suspendieren Sie das dehydrierte Pellet in einem Milliliter reinem Ethanol und inkubieren Sie es über Nacht bei 4 Grad Celsius. Lassen Sie die Probe dann auf Raumtemperatur erwärmen und zentrifugieren Sie die Probe. Inkubieren Sie das Pellet in zunehmend konzentrierten Epoxidharzlösungen bei Raumtemperatur.Nach der letzten Wäsche resuspendieren Sie das Pellet in einem Milliliter reinem Epoxidharz und inkubieren Sie es über Nacht bei Raumtemperatur. Zentrifugieren Sie die Probe, entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Pellet dann in 200 Mikrolitern Epoxidharz und Härter. Übertragen Sie die Suspension in die Kapsel.Inkubieren Sie die Kunststoffkapsel 48 Stunden lang bei 60 Grad Celsius, um das Harz zu polymerisieren. Nehmen Sie die Kapsel aus dem Inkubator und überprüfen Sie die Polymerisation des Harzes. Geben Sie eine Schicht Epoxidharz und Härter über die eingebettete Probe und inkubieren Sie die Kapsel erneut unter den gleichen Bedingungen.Montieren Sie die in Harz eingebettete Probe kopfüber in einem Probenhalter. Fixieren Sie die Probe sicher auf dem Trimmblock eines Ultramikrotoms. Schneiden Sie die Kunststoffkapsel von der Probe im Harz ab.Formen Sie das freiliegende Harz zu einer Pyramide. Übertragen Sie dann die Kapsel und den Probenhalter auf den beweglichen Arm des Ultramikrotoms. Setzen Sie ein Trimmmesser ein und verfeinern Sie unter Anleitung eines Mikroskops die Pyramidenform.Ersetzen Sie das Trimmmesser durch ein Histologiemesser. Stellen Sie unter dem Mikroskop den Neigungswinkel der Kapsel so ein, dass die Pyramide senkrecht zur Messerkante steht. Stellen Sie die Schnittgeschwindigkeit ein und schneiden Sie die Probe.Nachdem Sie die Probe geschnitten haben, übertragen Sie den ausgewählten Abschnitt auf ein behandeltes Kupfergitter über Filterpapier. Lassen Sie die Probe trocknen und laden Sie sie dann in das Elektronenmikroskop. Um die durchgehende Neigungsreihe zu entwerfen, berechnen Sie zunächst die Schärfentiefe des Elektronenstrahls und die maximale scheinbare Dicke der Probe.Wählen Sie auf der Grundlage dieser Werte ein Fokusintervall aus und bestimmen Sie die Anzahl der Fokusschritte, die erforderlich sind, um die gesamte Probe bei maximaler scheinbarer Dicke abzubilden. Lokalisieren Sie dann bei geringer Vergrößerung den interessierenden Bereich innerhalb der Probe. Passen Sie die euzentrische Höhe so an, dass sich der ROI beim Drehen des Samples nicht zu verschieben scheint.Stellen Sie sicher, dass der ROI über den gesamten Neigungsbereich sichtbar bleibt. Geben Sie die Parameter für die durchgehende Brennneigungsreihe für die automatische Bilderfassung ein und erfassen Sie die Bilder. Importieren Sie die Bildserien in ein Bildverarbeitungsprogramm und richten Sie die im gleichen Neigungswinkel gesammelten Bilder in einer pyramidalen Hierarchie aus.Finden Sie die Ausrichtung bei jedem Neigungswinkel, indem Sie die ausgerichteten Bilder stapeln. Durchsuchen Sie den Stapel, um sicherzustellen, dass nur der fokussierte Bereich von Bild zu Bild verschoben wird, und richten Sie die Bilder nach Bedarf neu aus. Sobald die Ausrichtung in der gesamten Probe überprüft wurde, führen Sie die Fokusinformationen bei den hohen Einstellungen zusammen, um die Serie mit einem einzigen Bild pro Neigungswinkel zu erhalten.Führen Sie die Suchausrichtung der Neigungsreihe basierend auf lokalen Minima oder Passermarkenmarkierungen durch. Führen Sie eine 3D-Rekonstruktion durch und untersuchen Sie das resultierende Bild. Wenn die Rekonstruktion verschwommen oder verformt erscheint, richten Sie die ursprüngliche Bildserie neu aus.Eine Probe von T. brucei wurde mit dieser Methode abgebildet und analysiert. Bei einem Neigungswinkel von null Grad sind mehrere Details der Flagellentasche sichtbar.Bei dem höheren Neigungswinkel von 70 Grad ist nur ein Teil jedes Bildes, das in der durchgehenden Brennweite aufgenommen wurde, scharf. Diese Position verschiebt sich im Laufe der Serie. Durch das Zusammenführen der fokussierten Abschnitte wird ein einzelnes Bild mit einer größeren Fokuszone erzeugt.Dieser Effekt ist noch ausgeprägter, wenn die hochfrequenten Bereiche der durchgehenden Schwenkreihe hervorgehoben werden. Die hochfrequente Information erstreckt sich über den größten Teil des kombinierten Bildes, was darauf hindeutet, dass die durchgehende Brennweiten-Neigungsreihe gut verarbeitet wurde. Einmal gemeistert, kann der Bildverarbeitungsteil in etwa drei bis vier Stunden erledigt werden, abhängig von den gewählten Ausrichtungs- und Rekonstruktionsparametern.Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, sich daran zu erinnern, dass die Qualität der endgültigen Rekonstruktion stark von der Qualität der vorherigen Ausrichtungstests abhängt. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie die Sammlung und die Bildverarbeitung einer Serie mit durchgehender Fokusneigung durchführen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Wir präsentieren ein Protokoll, wie Hochdurchsatz-Kryo-Elektronentomographie zu nutzen, um hochauflösende in situ Strukturen der molekularen Maschinen zu bestimmen. Das Protokoll unterstützt große Datenmengen zu verarbeiten sind, vermeidet gemeinsame Engpässe reduziert Ressourcenstillstandszeit, so dass der Benutzer auf wichtige biologische Fragen zu konzentrieren.

Verwendung Tomoauto: Ein Protokoll für die Hochdurchsatz-Automated Kryo-Elektronentomographie

Diese Studie bietet zuverlässige und einfache Verfahren zur Erlangung von ultradünnen Schnittserien eines Mikroorganismus ohne teure Ausrüstung im Transmissions-Elektronenmikroskopie.

Eine Methode für den Erhalt der ultradünnen Serienschnitte von Mikroorganismen im Transmissions-Elektronenmikroskopie

Hier stellen wir detaillierte Verarbeitungsprotokolle für die Abbildung empfindlicher Gewebeproben mittels Rasterelektronenmikroskopie (SEM) vor. Drei verschiedene Verarbeitungsmethoden, nämlich Hexamethyl disilazana (HMDS) chemische Trocknung, einfache Lufttrocknung und kritische Punkttrocknung werden für die Herstellung von starren Eierschalen, Embryonen in frühen Entwicklungsstadien und Pilzkulturen beschrieben.

Verarbeitung von Embryo-, Eierschalen- und Pilzkultur für die Rasterelektronenmikroskopie

Wir beschreiben die Vorbereitung von Bändern serieller Schnitte und deren Sammlung auf großen Transferträgern für den Einsatz als Array-Tomographie-Proben sowie automatisierte Bildgebungsverfahren in einem Rasterelektronenmikroskop. Das Protokoll ermöglicht das Screening, den Abruf und die gezielte Bildgebung lokaler, seltener Ereignisse und die Erfassung großer Datenmengen.

Array-Tomographie-Workflow zur gezielten Erfassung von Volumeninformationen mittels Rasterelektronenmikroskopie

Fokussiertes Ionenstrahlfräsen zur Herstellung von glasartigen On-Grid-Lamellen aus tiefgefrorenen biologischen Proben für die Kryo-Elektronentomographie.

Präparation von Lamellen aus glasartigen biologischen Proben mit einem Zweistrahl-Rasterelektronenmikroskop für die Kryo-Elektronentomographie

Die steigende Nachfrage nach großflächiger Datenerfassung in der kryogenen Elektronentomographie erfordert Bilderfassungsroutinen mit hohem Durchsatz. Hier wird ein Protokoll beschrieben, das die jüngsten Entwicklungen fortschrittlicher Akquisitionsstrategien implementiert, die darauf abzielen, die Zeiteffizienz und den Durchsatz der tomographischen Datenerfassung zu maximieren.

Strategien zur Optimierung der Datenerfassung in der Kryoelektronentomographie

Das vorliegende Protokoll beschreibt die hochauflösende Kryo-Elektronentomographie-Ferndatenerfassung mit Tomo5 und die anschließende Datenverarbeitung und Subtomogramm-Mittelung mittels emClarity. Apoferritin wird als Beispiel verwendet, um detaillierte Schritt-für-Schritt-Prozesse zu veranschaulichen, um eine Kryo-ET-Struktur bei 2,86 Å Auflösung zu erreichen.

Kryo-Elektronen-Tomographie Ferndatenerfassung und Subtomogramm-Mittelwertbildung

Die Kryo-STEM-Tomographie bietet eine Möglichkeit, Organellen intakter Zellen ohne Einbettung, Schnitt oder andere invasive Präparate sichtbar zu machen. Die erzielte 3D-Auflösung liegt derzeit im Bereich von wenigen Nanometern, mit einem Sichtfeld von mehreren Mikrometern und einer zugänglichen Dicke in der Größenordnung von 1 μm.

Visualisierung von Organellen in situ mittels Kryo-STEM-Tomographie

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Rastertransmissionselektronenmikroskopie-Tomographie in der Virologie: 3D-Bildgebung von unter hohem Druck eingefrorenen, gefriersubstituierten Proben

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Visualisierung der ATP-Synthase-Dimere in den Mitochondrien durch Elektronen Cryo-Tomographie

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Vorbereitung und Beobachtung von Dick biologischen Proben durch Scanning Transmission Electron Tomography

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