Name: Charakterisierung und Isolierung der Maus primären Mikroglia durch Dichte-Gradienten-Zentrifugierung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-16T13:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 21 s
Description: Lernen Sie die Isolierung primärer Mikroglia aus Mäusegehirnen mittels Dichte-Gradienten-Zentrifugierung und magnetischer Separation. Diese Methode liefert hochreine Zellen für neurologische Forschung.

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Die folgenden Verfahren wurden von der Tier-Ethik-Kommission an der Monash Universität genehmigt. Gesunde Neugeborene unbehandelten C57Bl6/J P3-6 Mäuse wurden verwendet, um repräsentative Ergebnisse zu generieren.
(1) enzymatische Verdauung
Hinweis: Es ist wichtig zu überlegen, Sterilität bei der Isolierung und Kultivierung von Primärzellen. Während sicherstellen, dass die Umwelt so steril wie möglich ist, können die ersten Dissektion und Ernte der murine Gehirn außerhalb laminal Fluss Kapuze, mit allen weiteren Schritten innerhalb einer Laminar-Flow-Haube abgeschlossen werden.
<ol><li>Verwendung von sterilen Instrumenten, einschläfern der Maus durch zervikale Dislokation, das Tier zu enthaupten und Spülen mit 100 % Ethanol. Mit kleinen sterile Schere, machen Sie kleine Einschnitte entlang der rechten und linken Seite des Kopfes. In diesem Alter schält sich die Haut leicht entfernt. Mit den Tipps der gebogenen Zange, schieben Sie das Gewebe auf der Tribüne, Schädel, einschließlich die Bregma verfügbar zu machen.</li>
	<li>Führen Sie die Spitze der Schere in die Öffnung des Wirbelkanals und ein seitlicher Einschnitt in den Gehörgang. Machen Sie einen Schnitt entlang der sagittale Naht zu Bregma, sanft auf die Spitze der Schere nach oben, damit das Gehirn nicht beschädigt. Spitze der Schere am Bregma einfügen und die rechten und linken Seite des Kopfes entlang der Kranznaht seitliche Einschnitte vornehmen.</li>
	<li>Mit Pinzette, vorsichtig abziehen des Schädels, die das Gehirn aussetzen. Dazu fassen Sie die Kanten des Schädels durch die seitlichen Hautschnitt freigelegt, und ziehen Sie vorsichtig den Schädel zur Seite. Der Schädel sollte leicht abschälen. Schaufel mit gebogenen Pinzette, sanft unter dem Gehirn zu entfernen.</li>
	<li>Legen Sie das Gehirn in einen sterilen Behälter 5 mL, waschen Sie 2-3 Mal mit eiskalten waschen Medien (niedrige Glukose Dulbecco geändert Eagle Medium (DMEM) mit 1 % Penicillin-Streptomycin ergänzt), ca. 5 mL Medien pro Waschgang, um Blut zu entfernen.</li>
	<li>Positionieren Sie in einem laminaren Luftstrom Haube den Inhalt des Behälters 5 mL in eine kleine Petrischale (35 mm), ruht auf dem Eis. Entfernen Sie mit einem sterilen Skalpellklinge oder sterile Schere, das Kleinhirn und der Riechkolben. Machen Sie eine Mittellinie geschnitten, um die beiden Hemisphären getrennt.</li>
	<li>Vorsichtig abziehen der meningealen Schicht mit feinen Zangen, kümmert sich nicht um die Rinde zu beschädigen. Identifizieren Sie die meningealen Schicht als eine sehr dünne Schicht von Zellen mit einem roten Schimmer auf der Oberfläche des Gehirns, mit sichtbaren Blutgefäße. Halten das Gehirn kalt ist wesentlich für die richtige Hirnhaut Entfernung. Wenn die meningealen Schicht bricht, weiter peeling entfernt die zerrissenen Fragmente, bis es vollständig entfernt wird.</li>
	<li>Übertragen Sie die Halbkugeln auf eine neue kleine Petrischale (auf Eis) und einfüllen waschen Medien. Hacken Sie das Gehirn klein mit sterilen Skalpell Messer/Schere. Hinweis: Diese soll ~ 1 mm2 in Größe und sollte darauf geachtet werden, nicht um sie in zu kleine Stücke zu schneiden, da dies Ertrag verringern kann.</li>
	<li>Hinzufügen von 100 µL Papain (17 U/mg bestand) und 150 µL DNase I in den Medien und 30 min bei 37 ° C inkubieren</li>
	<li>Nach Verdauung genannte Gewebe mit einer Pipette P1000. Wenn Gewebe Stücke zu groß, um die Pipette zu geben sind, erwägen Sie ein paar oder sterile Schere die Pipettenspitze zu erweitern. Während dieses Prozesses achten Sie darauf, keine Luftblasen in den Medien einzuführen, da dies Zellviabilität verringern kann.</li>
</ol>(2) Myelin Schmutzentfernung
<ol><li>Unter einem Laminar-Flow-Haube verwenden Sie sterilen Ausrüstung, bereiten Sie eine 50 mL konische Rohr mit 100 µm Zelle Sieb, für jedes Gehirn. Gießen Sie Inhalt der Petrischale mit der Digest-Medium und Gehirn Stück auf ein Sieb. Drücken Sie durch die Teile des Gehirns mithilfe des Kolbens einer sterilen 3 mL Spritze mit reibende Bewegungen bis gibt es keine mehr Gewebe sichtbar. Nach Verdauung sollte das Hirngewebe leicht auseinander fallen.</li>
	<li>Waschen Sie den Filter mit den Medien waschen kontinuierlich durch Nachfüllen der Zelle Sieb im Laufe dieses Prozesses. Dies wird durch jede Zelle gefangen im Sieb waschen. Hinweis: Dies sollte bis gibt es etwa ~ 15 mL in der Tube. Dies ist um sicherzustellen, dass das Sieb durch ausreichend gespült wird und die Höhe der Zellen gesammelt zu maximieren.</li>
	<li>
Zentrifugieren Sie die einzelnen Zellsuspension bei 500 X g für 5 min bei 4 ° C. Während dieser Zeit bereiten Sie das Dichte-Gradienten-Medium wie beschrieben.
	<ol>
<li>Bereiten Sie das Lager isotonische Percoll (SIP), das Dichte Gradienten Medium verwendet wird. Tun Sie dies indem Sie 10 x sterile Hanks ausgeglichene Salzlösung (HBSS) 9:1-Verhältnis von Dichte Gradienten Medium hinzufügen.</li>
		<li>Bereiten Sie Steigungen wie 30 % SIP in DMEM und 70 % SIP in 1 X HBSS. Beispielsweise zur Vorbereitung 10 mL 30 % SIP, SIP 3 mL zu 7 mL DMEM hinzufügen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Aspirieren Sie den Überstand von der konischen Rohren und Aufschwemmen der Zelle Pellet mit 8 mL 30 % SIP in DMEM. Übertragen Sie das volle Volumen auf ein frisches 15 mL konische Rohr.</li>
	<li>Unterlegen Sie die SIP-Lösung 70 %. Dazu füllen Sie ein Transferpipette mit 70 % SIP und vorsichtig durchdrücken der Transferpipette an der Unterseite des konischen Rohres. Sobald die Spitze in der Nähe der Unterseite ist, drücken Sie vorsichtig durch den Inhalt der Transferpipette. Hinweis: Dies langsam tun um nicht die 30/70-Schnittstelle zu stören. Es muss eine klare Trennlinie zwischen die beiden Schichten.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die SIP-Schichten, einschließlich der Zellen bei 650 X g mit Bremse 0 und Beschleunigung 4, 25 min bei Raumtemperatur. Anmerkung: Es ist wichtig, den Spin mit Bremse ab abzuschließen und die Zentrifuge zu langsam zum Stillstand kommen, wie Anwendung der Bremse die Interphase stören und drastisch die Zellentnahme zwischen den SIP-Schichten reduzieren zu ermöglichen.</li>
	<li>Aspirieren Sie Zelltrümmer an der Spitze des Rohres, und entfernen Sie etwa 4 mL Medium von oben. Dies erleichtert das Entfernen der mononukleären Zellen im folgenden Schritt. Setzen Sie die Pipettenspitze in Richtung der Interphase mit Hilfe einer Pipette P1000, vorsichtig. Isolieren Sie die mononukleären Zellen vom 30/70 Dichte Gradienten mittlere Interface. Sammeln Sie ca. 3 mL vom bewölkten Schnittstelle und Transfer zu einem neuen 15 mL konische Rohr. Im Anschluss daran verdünnen Sie die Mischung mit 9 mL HBSS um Entfernung des Mediums Dichte-Gradienten zu unterstützen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die verdünnte Dichte Gradienten mittlere Interphase, mit mononukleären Zellen bei 500 X g für 5 min. Überstands Aspirieren und Aufschwemmen mit 1 mL Wachstumsmedium (DMEM mit 10 % fetalen bovine Serum und 1 % Antibiotika ergänzt). Im Anschluss daran färben Sie die resuspendierte Zellen mit Trypan blau und führen Sie eine Zellzahl mit einem Zählkammern.</li>
</ol>3. magnetische aktivierte Zellsortierung
Hinweis: Diese Schritte sind vom Hersteller Protokoll geändert.
<ol><li>Zentrifugieren Sie die gesammelten mononukleären Zellen bei 300 X g für 10 min bei 4 ° C das Wachstumsmedium zu entfernen, da dies die magnetische Isolierung beeinträchtigt. Verwenden die gleichen Zellzahl gewonnenen Schritt 2,8, Aufschwemmen bei 1 x 108 kernhaltigen Zellen/mL in PBS (ca.++ und Mg++ kostenlos), enthält 2 % FBS und 1 mM EDTA, innerhalb eines Volumenbereichs von 0,1-2,5 mL.</li>
	<li>Fügen Sie das volle Volumen von kernhaltigen Zellen mit PBS-Puffer aus dem vorherigen Schritt zu einem frischen 5 mL (12 x 75 mm) Polystyrol Rundboden-Schlauch. Fügen Sie 50 µL CD11b PE Kennzeichnung Reagenz pro 1 mL der Probe. Inkubation bei Raumtemperatur für 15 min vor Licht geschützt werden.</li>
	<li>Fügen Sie 70 µL cocktail Auswahl (Kombination von monoklonalen Antikörpern gegen CD11b mit PBS-Puffer) pro 1 mL der Probe. Inkubation bei Raumtemperatur für 15 min vor Licht geschützt werden.</li>
	<li>Mischen Sie magnetische Partikeln durch Pipettieren oben und unten mehr als 5 Mal. Fügen Sie 50 µL/mL der Probe. Inkubation bei Raumtemperatur für 10 min vor Licht geschützt werden. Hinweis: Diese Partikel dann bilden einen tetrameres Komplex mit den Antikörpern und bekommen die magnetische Spalte verbunden.</li>
	<li>Wenn das Gesamtvolumen der Zelle Mischung weniger als 2,5 mL, oben bis zu dieser Band mit PBS (++ Ca und Mg++ kostenlos), enthält 2 % FBS und 1 mM EDTA und mischen, indem Sie sanft Pipettieren 2-3 Mal. Legen Sie das Rohr (ohne Deckel) in den Magneten und bei Raumtemperatur für 5 min inkubieren.</li>
	<li>In einer kontinuierlichen Bewegung vollständig umkehren des Magnet mit dem Rohr für 2-3 s, gießt des Überstands. Den Magnet in eine aufrechte Position zurück, und entfernen Sie den Schlauch vom Magneten. Bereiten Sie die restlichen Zellen der Spalte auswaschen. Hinweis: Der Überstand enthält ungekennzeichnete und unerwünschte Zellen, die durch invertieren das Rohr in der Magneten entfernt werden. Die Tube enthält die beigefügte Cd11b+ Zellen.</li>
	<li>Waschen Sie die Zellen durch Wiederholen der Schritte 3.5 und 3.6 zweimal mehr. Wenn die Probe 1 mL übersteigt, empfiehlt sich eine weitere Wiederholung der Schritte 3.5 und 3.6.</li>
	<li>Die Zellen in eine gewünschte Wachstumsmedium aufzuwirbeln. Spülen Sie die Seite des Schiffes sowie Sammlung (zB. eine 15 mL Tube) Zellen von den Seiten des Rohres zu sammeln und Erträge zu maximieren.</li>
</ol>4. Überprüfung der Mikroglia Reinheit
Hinweis: Die primären Mikroglia isoliert von 3 L (n = 5 Tiere insgesamt) wurden per Fluoreszenz aktivierte Zelle sortieren (FACS) ermitteln Reinheit für die repräsentativen Ergebnisse überprüft.
<ol><li>Zellkulturen in einem t-25 Kolben mittelfristig mit 10 %, die FBS in der Nacht bei einer Dichte von 1-2 x 106 Zellen pro Flasche Aussaat, Wachstum.</li>
	<li>Waschen Sie die Zellen in der t-25 Flaschen mit PBS 3 X 5 min alle verbleibenden Wachstumsmedien zu entfernen, die die Trypsinization beeinträchtigen könnte.</li>
	<li>Fügen Sie 2 mL von 0,25 % Trypsin, die Zellen aus den Kolben zu lösen. Sicherstellen Sie, dass die Lautstärke von Trypsin ausreicht, um die gesamte Oberfläche des Kolbens. Im Anschluss an sanfte Verwirbelung des Kolbens Trypsin einheitlich abzudecken, 5 min bei 37 ° c inkubieren</li>
	<li>Den Trypsinization-Prozess durch Zugabe von 2 mL mit 10 % Wachstum-Medien zu stillen FBS in den Kolben.</li>
	<li>Sammeln des Überstands enthält die trypsiniert Zellen und Zentrifuge bei 500 X g für 5 min bei 4 ° C um Zellen zu sammeln.</li>
	<li>Entfernen des Überstands mit dem Wachstumsmedium und Trypsin und das Pellet in 500 μl FACS Puffer aufzuwirbeln. Führen Sie die Zellzahl verwenden Trypan blau.</li>
	<li>Zentrifuge bei 500 X g für 5 min bei 4 ° C. Führen Sie Fc-Rezeptor-Block durch Zugabe von 50 μL FACS Puffer + 1 μl FcR Blocker pro 5 x 106 Zellen. 15 min bei 4 ° c inkubieren Hinweis: Der Fc-Rezeptor-Block ist ein entscheidender Schritt in der Färbeverfahren, unspezifische Bindung von Immunglobulinen auf Fc-Rezeptoren in immun-Zell-Populationen zu verhindern. Diese Blockade hat keinen Einfluss auf die nachgelagerten Bindung anderer Antikörper.</li>
	<li>Durch das Verdünnen mit 500 μL FACS Puffer der blockierenden Prozess beendet. Im Anschluss daran Zentrifugieren Sie das Gemisch mit der Zellen bei 500 X g für 5 min bei 4 ° C.</li>
	<li>Im frischen 500 μL FACS Puffer aufzuwirbeln.</li>
	<li>Legen Sie die Mehrzahl der Zellen (z. B. wenn die Zellen in 500 μL der FACS-Puffer, Einsatz 400 μl resuspending) in ein Probenröhrchen. Verteilen Sie die restlichen Zellen unter die Kontrollröhrchen und top-bis zu 100 μl pro Kontrollröhrchen (z.B. für 6 Kontrollröhrchen Aufmachungen 16.67 μL in jedem Kontrollröhrchen und oben mit 83.33 μL FACS Puffer). Machen Sie die Gruppen (Kontrollröhrchen fettgedruckt) als Unstained, Single gefärbt (CD45, CD11b) einzigen lebenden/Toten Fleck, RGV und Probenröhrchen.</li>
	<li>Pellet-Zellen in allen Rohren durch Zentrifugieren bei 500 X g für 5 min bei 4 ° C.</li>
	<li>Färben Sie die Zellen in der Röhre mit 1 μl Antikörper pro 100 μL FACS Puffer pro 5 x 106 Zellen. 20 min bei 4 ° c inkubieren Hinweis: Verwenden Sie 50 μL Antikörper Cocktail, wenn weniger als 2 x 106 Zellen verwendet werden.</li>
	<li>Waschen Sie die Zellen mit 500 μL FACS Puffer. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 500 X g für 5 min bei 4 ° C.</li>
	<li>Die Zellen in 300 μL FACS Puffer aufzuwirbeln. Hinweis: Verwenden Sie ~ 100 μl, wenn Zelle weniger als 2 x 106 beträgt.</li>
	<li>Mit Flow-Zytometrie-Analyse, Quantifizierung der Zellen, die CD45niedrig und positiv für CD11b Färbung sind. Dieser Prozentsatz entspricht der isolierten primären Mikroglia.</li>
</ol>(5) immunhistochemische Färbung der primären Mikroglia
<ol><li>Die Zellen in einer 96-Well-Platte bei einer Dichte von 1 x 105 Zellen-Platte mit das Wachstumsmedium und inkubieren Sie über Nacht.</li>
	<li>Entfernen Sie den Überstand und waschen Sie 3 Mal mit PBS.</li>
	<li>Befestigen Sie die Zellen mit 4 % Paraformaldehyd in PBS für 15 min. Entfernen der PFA mit einer Pipette P1000, dann waschen Sie sie 3 Mal mit PBS + 0,1 % Triton-X.</li>
	<li>Block für die unspezifische Bindung mit 3 % Rinderserumalbumin für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Mit Kaninchen Iba-1 (1: 100) für 24 h bei 4 ° c inkubieren Im Anschluss daran entfernen Sie die primären Antikörper-Mischung und waschen Sie 3 Mal mit PBS.</li>
	<li>Mit sekundären Anti-Kaninchen-GFP-Konjugat (1: 200) für 1 h bei Raumtemperatur inkubieren. Im Anschluss daran die Sekundärantikörper Mischung entfernen und 3 Mal mit PBS waschen.</li>
	<li>Montieren Sie Folien mit einer fluoreszierenden Montage Medium und Capture Bilder mit einem fluoreszierenden Mikroskop.</li>
</ol>(6) Quantifizierung der Mikroglia Verwendung pHrodo Assay
Hinweis: Die pHrodo-Assay ermöglicht Identifikation der Ebenen der Phagozytose in kultivierten Zellen. Bei der Aufnahme über Endozytose erhöht Internalisierung in saurer Umgebung der Fluoreszenz des Bioparticle Konjugate. Fluoreszenz-Ebenen können dann durch FACS quantifiziert werden. Die folgenden Schritte sind vom Hersteller Protokoll geändert.
<ol><li>Kultur in der Nacht die Zellen in einem t-25 Kolben in das Wachstumsmedium, Aussaat bei einer Dichte von 1-2 x 106 Zellen pro Flasche. Waschen Sie die Zellen in t-25 Flaschen mit PBS 3 Mal für 5 Minuten.</li>
	<li>Lösen Sie die Zellen mit 2 mL 0,25 % Trypsin. 5 min bei 37 ° c inkubieren</li>
	<li>Den Trypsinisation-Prozess durch Zugabe von 2 mL mit 10 % Wachstum-Medien zu stillen FBS in den Kolben.</li>
	<li>Zentrifugieren der Zellsuspension bei 500 X g für 5 min bei 4 ° C, pellet-Zellen.</li>
	<li>Entfernen Sie den Überstand und Aufschwemmen der Pellet, enthält die primären Mikroglia im Kulturmedium 106 Zellen/ml. Hinweis: Alternativ Platte Zellen in einer 96-Well-Platte mindestens einen Tag vor und 1 x 105 lebensfähige Zellen pro Bohrloch anstreben, an dem Tag, der Test durchgeführt werden soll.</li>
	<li>Platte Zellen in 96-Well-Platte 1 x 105 Zellen/weit, 100 μL pro Well. Platte, Steuerelemente und experimentelle Brunnen in dreifacher Ausfertigung, und lassen Sie einen leeren Brunnen pro Positivkontrolle für eine keine-Zellkontrolle Hintergrundabzug.</li>
	<li>Der Brunnen leer für keine-Zelle Hintergrundabzug fügen Sie 100 μL Wachstum Medien hinzu. Hinweis: Wie alle anderen in-vitro- Assay sind entsprechende Kontrollen entscheidend für die Genauigkeit der Messwerte. Neben der keine-Cell Control (Hintergrund lesen), gehören auch die negative-Kontrolle gut (pHrodo Konjugat hinzugefügt, aber auf Eis gelegt).</li>
	<li>Die Platte abdecken und 1 Stunde in einem Inkubator mit 5 % CO2 bei 37 ° c inkubieren</li>
	<li>Bereiten Sie experimentelle Brunnen indem Stimulans und Behandlung vor. Unbehandelte Brunnen Fahrzeug Steuerelemente (nur Wachstumsmedium) hinzufügen. Hinweis: Lipopolysaccharid 1 µg/mL [Stimulans] und menschliche Amnion Epithelzelle (hAEC)-konditionierte Medien [Behandlung] wurden verwendet, um repräsentative Ergebnisse zu generieren.</li>
	<li>Tauen Sie ein Fläschchen mit konjugierten Farbstoff, 2 mL-Aufnahme-Puffer und kurz Wirbel. Transfer der Rohr-Inhalt in ein sauberes Glas-Rohr und beschallen für 5 min, um sicherzustellen, dass die Partikel gleichmäßig verteilt sind.</li>
	<li>Das Kulturmedium aus Mikrotestplatte Brunnen Aspirieren und schnell mit 100 μl Farbstoff Suspension ersetzen. Decken und Inkubation bei 37 ° C für 1 h. Hinweis: Denken Sie daran, die Kontrollröhrchen sowie zu beflecken.</li>
	<li>Mit Flow-Zytometrie-Analyse, Quantifizierung Zellen Färbung positiv für die konjugierte pHrodo Perlen und prozentual (des Elternteils) aktiv phagocytosing Mikroglia präsentieren.</li>
</ol>(7) Quantifizierung der Mikroglia Apoptose nach entzündlichen Beleidigung
<ol><li>Wiederholen Sie die Schritte 1 bis 7 von "Überprüfung der Mikroglia Reinheit" Abschnitt.</li>
	<li>Legen Sie die Mehrzahl der Zellen (z. B. wenn Sie die Zellen in 500 μL der FACS-Puffer, Einsatz 400 μl Nukleinsäuretablette) in ein Probenröhrchen. Verteilen Sie die restlichen Zellen unter die Kontrollröhrchen und oben Sie bis zu 100 μl pro Steuerrohr (z.B. für 6 Kontrollröhrchen Aufmachungen 16.67 μL in jedem Kontrollröhrchen und oben mit 83.33 μL FACS Puffer). Gruppen (Kontrollröhrchen fettgedruckt): ungefärbten, einzelne Flecken (AnnexinV, Propidium Jodid), single lebenden/Toten Fleck, RGV, Probenröhrchen.</li>
	<li>Die Zellen in den Rohren durch Zentrifugieren bei 500 X g für 5 min Pellet.</li>
	<li>Mit 1 μl Antikörper/100 μL FACS Puffer/5 x 106 Zellen für 20 min bei 4 ° c inkubieren Hinweis: Verwenden Sie 50 μL, wenn weniger als 2 x 106 Zellen.</li>
	<li>Waschen Sie die Zellen durch Zugabe von 500 μl FACS Puffer und Zentrifuge bei 500 X g für 5 Minuten.</li>
	<li>Die Zelle Pellet in 300 μL FACS Puffer aufzuwirbeln. Hinweis: ~ 100 μL wenn Zelle beträgt weniger als 2 x 106.</li>
	<li>Zellen in jedem Quadranten zu quantifizieren (Q1: nekrotische, Q2: späten Apoptotic, Q3: tragfähige, Q4: frühen Apoptotic).</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Mikroglia haben die Möglichkeit, pro- und Anti-inflammatory, werden durch Reize der Umgebung verändert. Frühere Studien haben gezeigt, dass die Modulation der Mikroglia-Aktivierung Neuroprotektion verleihen kann. Ihre Fähigkeit zur Gewährung von Schutz für Neuronen und Verletzungen zu reparieren erfordert mehr Forschung, um das aktuelle Verständnis dieser komplexen Zellen zu fördern. Somit ist die Isolierung von hoher Reinheit primären Mikroglia eine wichtige und nützliche Technik. Dies ist eine relativ schnelle Methode ...

Schäden, die während der Perinatalperiode von Entzündungen, hypoxische Ischämie und Blutungen kann ein Array von langfristig Folgeerscheinungen haben. Die komplexen Pathophysiologie der perinatalen Hirnschädigung ist die Theorie, Entzündungen und Ischämie mit daraus resultierenden neuronalen und axonalen Tod1einzubeziehen. Die angeborene Immunantwort spielt eine wichtige Rolle in der Kaskade von Ereignissen führen zu Verletzungen2.
Mikroglia, die ansässigen Immunzellen in das zentrale Nervensystem (ZNS), sind die first Responder auf Verletzungen3. Mikroglia sind Kunststoff Zelltypen mit einer Kapazität von Schutz- oder giftig, abhängig von der Umgebung4sein. Sie engagieren sich in der Produktion von Zytokinen und reaktive Sauerstoff Spezies4,5, Chemotaxis, Phagozytose und Antigenpräsentation. Alternde Mikroglia ständig Umfrage Umwelt und sind durch die Anwesenheit eines fremden oder schädliche Substanz4aktiviert. Aktivierung führt zu einer Pro-inflammatorischen Reaktion, kritische CNS Schutz4. Diese M1 "Pro-inflammatorischen" Phänotyp Mikroglia sind in erster Linie Antigenpräsentation und Tod von Krankheitserregern4beteiligt. Trotz der wichtigen Rolle der Entzündungsreaktion in Neuroprotektion kann unkontrollierte oder längerer Entzündung schädlich und führen zu einer neuronalen Schaden4sein. Jedoch kann bestimmte Reize aus der Umwelt ausgesetzt, Mikroglia eine entzündungshemmende Phänotyp aufweisen. Diese Pro-reparative M2 Mikroglia haben eine entscheidende Rolle bei der Wundheilung und reparieren6, veröffentlicht eine Reihe von Zytokinen und anderen löslichen Mediatoren, dass Downregulate Entzündung, Phagozytose zu erhöhen und fördern Reparatur4, 7. die Rolle der Mikroglia sind vielfältig und umfassen treibende Oligodendrozyt Differenzierung während Re-Myelinisierung8, Neuronen während Sauerstoff und Glukose Erschöpfung in Takt Modelle9 Schutz und Förderung der Neurit Auswuchs in Verletzung des Rückenmarks Modelle10.
Die Studie von diese Gliazellen ist einen wichtigen Aspekt beim Verständnis und bei die Reaktion auf Neuroinflammation zu manipulieren. Das beschriebene Protokoll kann zur weiteren Untersuchung in das therapeutische Potenzial der Mikroglia Modulation in schwere Erkrankungen.
Die Modulation der Mikroglia-Aktivierung auf eine neuroprotektive Rolle ist in einer Reihe von Bedingungen11,12,13beobachtet worden. Verbesserung der aktuellen Verständnis und weiter studieren Modulation der Mikroglia-Aktivierung ist kritisch, die den Einsatz von verschiedenen Modellen, darunter sowohl in Vitro und in Vivo. In-vitro- Studien sind ein wichtiges Instrument durch größere Effizienz, niedrigere Kosten und Fähigkeit zu eine isolierten Zellenbevölkerung zu untersuchen.
Es gibt eine Reihe von Protokollen beschrieben in der Literatur für die Isolierung von Microglia von murinen Gehirne, die Herausforderung, eine high-Yield-Probe mit guter Wirtschaftlichkeit und hoher Reinheit effizient zu produzieren. Häufig verwendete Methoden der Isolierung des primären Mikroglia sind durch magnetische Trennung und längeren schütteln von Gliazellen Mischkulturen. Durch persönliche Erfahrung wurde festgestellt, dass gab es ein hohes Maß an Zelltrümmer die magnetische Spalte behindert. So wurde das folgende Protokoll verwendet, die enthält eine Anfangsdichte gradient Zentrifugationsschritt gefolgt von CD11b magnetische Trennung. Die nachfolgend beschriebene Protokoll wurde optimiert, um eine hochreine Probe in ausreichender Menge zu produzieren. Aufgrund seiner hohen Reinheit und die kurze Zeit vorteilhaft ist — man kann Assays innerhalb von 2 Tagen auszuführen, ohne Kultur für ca. 2-3 Wochen. Dieses Protokoll kann potenziell für die Isolierung von primären murinen Astrozyten angepasst werden.

<table><tbody><tr><td>DMEM, niedriger Glukosegehalt, Pyruvat</td><td>Gibco</td><td>11885084</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotikum-Antimykotikum (100X)</td><td>Gibco</td><td>15240062</td><td></td></tr><tr><td>DNaseI Grad II aus der Rinderbauchspeicheldrüse</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10104159001</td><td></td></tr><tr><td>Papain aus Papaya-Latex, gepufferte wässrige Lösung</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3125-100mg</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum, qualifiziert, hitzeinaktiviert</td><td>Gibco</td><td>16140071</td><td></td></tr><tr><td>Percoll</td><td>GE Healthcare</td><td>17-0891-01</td><td></td></tr><tr><td>Hank's Balanced Salt Solution (1X)</td><td>Gibco</td><td>14175-103</td><td></td></tr><tr><td>Hank's Balanced Salt Solution (10X)</td><td>Gibco</td><td>14185052</td><td></td></tr><tr><td>EasySep Mouse CD11b Positive Selection Kit</td><td>StemCell Technologies</td><td>18770</td><td>EasySep Magnetvariante</td></tr><tr><td>EasySep Magnet</td><td>StemCell Technologies</td><td>18000</td><td></td></tr><tr><td>EasySep Buffer</td><td>StemCell Technologies</td><td>20144</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's Phosphat gepufferte Kochsalzlösung</td><td>Gibco</td><td>14040182</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin (2,5%) (10X)</td><td>Gibco</td><td>15090-046</td><td></td></tr><tr><td>Gereinigte Ratte Anti-Maus CD16/CD32 (Maus BD Fc Block&Handel;)</td><td>BD Biosciences</td><td>553141</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 5 ml PP-Reagenzglas mit rundem Boden und hoher Klarheit, mit Schnappverschluss, steriler</td><td>Corning</td><td>352063</td><td></td></tr><tr><td>175 cm & sup2; Zellkulturflasche mit abgewinkeltem Hals und Vent</td><td>Cap Corning</td><td>431080</td><td></td></tr><tr><td>Lipopolysaccharide aus Escherichia coli O127:B8</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L5024</td><td></td></tr><tr><td>96 Well TC-behandelte Mikrotiterplatten Größe 96 Wells, klar, Polystyrol, runder Boden</td><td>Corning</td><td>CLS3799</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd (Pulver, 95%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit Anti-IBA1</td><td>Wako</td><td>01919741&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ziege Anti-Kaninchen IgG H& L (Alexa Fluor 488)</td><td>Abcam</td><td>ab150077<</td><td></td></tr><tr><td>strong>FACS Antikörper</td><td>Company</td><td>Katalognummer</td><td></td></tr><tr><td>V450,Rat,Anti-Maus,CD45,30-F11,RUO</td><td>BD Biosciences</td><td>560501</td><td></td></tr><tr><td>PerCP-Cy5.5 CD11b&nbsp;</td><td>eBiosciences</td><td>45-0112-82</td><td></td></tr><tr><td>ZombieNIR</td><td>Biolegend</td><td>423105</td><td></td></tr><tr><td>pHrodo Red E. coli BioParticles Konjugat</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>P35361</td><td></td></tr><tr><td>Annexin.V_FITC</td><td>Miltenyi Biotech</td><td>130-093-060</td><td></td></tr><tr><td>Propodium Iodid Lösung</td><td>Miltenyi Biotech</td><td>130-093-233</td><td></td></tr></tbody></table>

charakterisierung und isolierung der maus primären mikroglia durch dichte-gradienten-zentrifugierung

Characterization and Isolation of Mouse Primary Microglia by Density Gradient Centrifugation

Mikroglia, die ansässigen Immunzellen im Gehirn, sind die first Responder, Entzündungen oder Verletzungen in das zentrale Nervensystem. Neuere Forschungen haben Mikroglia, dynamisch, fähig, Pro-inflammatorische und Anti-inflammatory Phänotypen gezeigt. (Pro-inflammatorischen) M1 und M2 (Pro-reparative) Phänotypen spielen eine wichtige Rolle in schwere Erkrankungen wie perinatale Hirnschädigung und Ausstellung unterschiedliche in Reaktion auf bestimmte Reize aus der Umwelt Funktionen. Die Modulation der Mikroglia-Aktivierung wurde festgestellt, Neuroprotektion hindeutet, Mikroglia therapeutisches Potenzial im Hirn-Trauma haben zu verleihen. Jedoch mehr Forschung ist erforderlich, um die Rolle der Mikroglia bei der Krankheit besser zu verstehen, und dieses Protokoll ermöglicht. Das Protokoll beschriebenen verbindet einen Dichte Steigung Zentrifugierung Prozess zur Reduzierung Zelltrümmer, magnetische Trennung, Herstellung von hochreinen Probe von primären Mikroglia-Zellen, die für in-vitro- Experimente, ohne verwendet werden kann die für 2-3 Wochen Kultivierung benötigen. Darüber hinaus ergeben die Charakterisierung Schritte robuste Funktionsdaten über Mikroglia, Studien, unser Verständnis von der Polarisation besser helfen und Grundieren dieser Zellen, die starke Auswirkungen auf dem Gebiet der regenerativen Medizin hat.

Mit den beschriebenen Methoden hier reine Bevölkerungen der Mikroglia können isoliert werden und können zur Charakterisierung mittels in-vitro- und FACS Analyse vorbereitet werden. Zunächst einmal können bis zu 18 Tiere pro Keulung, mit eine erwartete Rendite von ca. 450.000-600.000 Mikroglia-Zellen verwendet werden. Es ist wichtig, die Reinheit der isolierten Zellen zuerst bestätigen, und dazu FACS Analyse durchgeführt wurde, durch Färbung für die beiden Marker CD45 und CD11b Ke...

Ein Protokoll für die Isolierung von primären Mikroglia aus murine Gehirn wird vorgestellt. Diese Technik hilft bei der Förderung des gegenwärtigen Verständnis von neurologischen Erkrankungen. Dichte-Gradienten-Zentrifugierung und magnetische Trennung werden kombiniert, um genügend Ertrag einer hochreinen Probe zu produzieren. Darüber hinaus erläutern wir die Schritte zur Charakterisierung der Mikroglia.

Charakterisierung und Isolierung der Maus primären Mikroglia durch Dichte-Gradienten-Zentrifugierung

Microglia, the resident immune cells in the brain, are the first responders to inflammation or injury in the central nervous system. Recent research has ...

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, eine hochreine Population von Mikroglia aus Nagetieren zu isolieren. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen im Bereich der Neuroinformation zu beantworten, wie z. B. die Identifizierung der immunmodulatorischen Eigenschaften von Stammzellen auf Mikroglia oder die Durchführung von Wirkstoff-Screening-Assays. Der Hauptvorteil dieser Technik ist die Isolierung einer hochreinen Population von Mikroglia, ohne dass eine längere Zeit in Kultur erforderlich ist.Um diesen Vorgang zu beginnen, führen Sie die Spitzen der Schere durch die Öffnung im Wirbelkanal und machen Sie seitliche Schnitte in den Gehörgang. Schieben Sie dann das Gewebe vorsichtig in Richtung Rostrum, um den Schädel freizulegen. Machen Sie als nächstes einen Schnitt entlang der sagittalen Naht in Richtung des Bregmas.Führen Sie dann die Spitze der Schere in das Bregma ein und machen Sie seitliche Schnitte. Schälen Sie anschließend vorsichtig den Schädel ab, um das Gehirn freizulegen. Entfernen Sie es mit einer gebogenen Pinzette und geben Sie es in einen sterilen Fünf-Milliliter-Behälter.Waschen Sie es zwei- bis dreimal mit fünf Millilitern eiskaltem Waschmittel pro Waschgang, um das Blut zu entfernen. Legen Sie den Inhalt des Fünf-Milliliter-Behälters in eine kleine Petrischale, die auf Eis ruht. Entfernen Sie mit einer sterilen Skalpellklinge oder einer sterilen Schere das Kleinhirn und den Riechkolben.Machen Sie dann einen Mittellinienschnitt, um die beiden Hemisphären zu trennen. Identifizieren Sie anschließend die Hirnhautschicht als eine sehr dünne Zellschicht mit einem roten Schimmer auf der Oberfläche des Gehirns mit sichtbaren Blutgefäßen. Ziehen Sie die Hirnhautschicht vorsichtig mit einer feinen Pinzette ab und achten Sie darauf, die Kortikalen nicht zu beschädigen.Wenn die Hirnhautschicht aufbricht, schälen Sie die abgerissenen Fragmente weiter ab, bis sie vollständig entfernt ist. Übertragen Sie dann die Halbkugeln in eine neue kleine Petrischale auf Eis und füllen Sie sie mit Waschmedien. Schneiden Sie das Gehirn mit einer sterilen Skalpellklinge in kleine Stücke.Anschließend werden 100 Mikroliter Papain und 150 Mikroliter DNase1 in das Medium gegeben und 30 Minuten bei 37 Grad Celsius inkubiert. Nach der Verdauung zerreiben Sie das Gewebe mit einer P1000-Pipette. Wenn die Gewebestücke zu groß sind, um in die Pipette eingeführt zu werden, sollten Sie eine sterile Schere verwenden, um die Pipettenspitze zu erweitern.Achten Sie während dieses Prozesses darauf, keine Blasen in das Medium einzuführen, da dies die Lebensfähigkeit der Zellen beeinträchtigen kann. Bereiten Sie in einer Laminar-Flow-Haube ein konisches 50-Milliliter-Rohr mit einem 100-Mikrometer-Zellensieb vor. Gießen Sie das Verdauungsmedium und die Gehirnteile auf das Sieb.Schieben Sie die Gehirnstücke mit dem Kolben einer sterilen Drei-Milliliter-Spritze in einer mahlenden Bewegung durch, bis kein Gewebe mehr sichtbar ist. Waschen Sie den Filter während des gesamten Vorgangs kontinuierlich mit dem Waschmedium. Dadurch werden alle im Sieb eingeschlossenen Zellen durchspült.Danach zentrifugieren Sie die einzellige Suspension bei 500 g fünf Minuten lang bei vier Grad Celsius. Bereiten Sie dann das isotonische Percoll vor, indem Sie das Verhältnis von neun zu eins aus dem Dichtegradientenmedium zu 10x sterilem HBSS hinzufügen. Bereiten Sie Gradienten als 30 % SIP in DMEM und 70 % SIP in one-X HBSS vor.Um beispielsweise 10 Milliliter 30%SIP zuzubereiten, fügen Sie drei Milliliter SIP zu sieben Millilitern DMEM hinzu. Als nächstes aspirieren Sie den Überstand aus dem konischen Rohr und suspendieren das Zellpellet mit acht Millilitern 30 % SIP in DMEM erneut. Übertragen Sie das volle Volumen in ein frisches konisches 15-Milliliter-Röhrchen.Unterlegen Sie anschließend die 70%ige SIP-Lösung, indem Sie eine Transferpipette mit 70%SIP füllen und schieben Sie die Transferpipette vorsichtig durch den Boden des konischen Röhrchens. Sobald sich die Spitze nahe am Boden befindet, schieben Sie den Inhalt vorsichtig durch die Transferpipette. Anschließend zentrifugieren Sie die SIP-Schichten einschließlich der Zellen bei 650 G mit Bremsnull und Beschleunigung vier für 25 Minuten bei Raumtemperatur.Die Schicht aus 70% Percoll muss mit großer Sorgfalt unterlegt werden. Eine Störung dieser Grenzfläche kann das Einfangen der Mikroglia in der Zellschicht stark beeinträchtigen und die Erträge stark reduzieren. Aspirieren Sie dann vier Milliliter des Mediums mit Zelltrümmern von der Oberseite des Röhrchens, um die Entnahme mononukleärer Zellen im folgenden Schritt zu erleichtern.Senken Sie anschließend die Pipettenspitze vorsichtig in Richtung Grenzfläche ab und isolieren Sie die mononukleären Zellen von der 30/70-Dichtegradienten-Mediumgrenzfläche. Sammeln Sie etwa drei Milliliter von der trüben Grenzfläche und geben Sie sie in ein neues konisches 15-Milliliter-Röhrchen. Verdünnen Sie anschließend die Mischung mit neun Millilitern HBSS, um die Entfernung des Dichtegradientenmediums zu erleichtern.Die Grenzfläche mit verdünntem Dichtegradientenmedium, die die mononukleären Zellen enthält, wird fünf Minuten lang bei 500 G zentrifugiert. Aspirieren Sie den Überstand und suspendieren Sie ihn mit einem Milliliter Wachstumsmedium. Anschließend färben Sie die resuspendierten Zellen mit Trypanblau und führen eine Zellzählung mit einem Hämozytometer durch.In diesem Schritt zentrifugieren Sie die gesammelten mononukleären Zellen bei 300 G für 10 Minuten bei vier Grad Celsius, um das Wachstumsmedium zu entfernen, da dies die magnetische Isolierung beeinträchtigt. Unter Verwendung der gleichen Zellzahl, die zuvor erhalten wurde, resuspendieren Sie einmal 10 bis acht kernhaltige Zellen pro Milliliter in PBS, die 2 % FBS und ein millimolares EDTA enthalten, innerhalb eines Volumenbereichs von 0,1 bis 2,5 Millilitern. Geben Sie als Nächstes das gesamte Volumen der kernhaltigen Zellen in PBS in ein frisches Fünf-Milliliter-Polystyrol-Röhrchen mit rundem Boden.Fügen Sie dann 50 Mikroliter CD11b PE-Markierungsreagenz pro Milliliter Probe hinzu. Inkubieren Sie es 15 Minuten lang bei Raumtemperatur lichtgeschützt. Fügen Sie danach 70 Mikroliter Selection Cocktail pro Milliliter Probe hinzu.Inkubieren Sie es 15 Minuten lang bei Raumtemperatur lichtgeschützt. Mischen Sie anschließend die magnetischen Partikel, indem Sie mehr als fünfmal auf und ab pipettieren. Geben Sie 50 Mikroliter pro Milliliter in die Probe und inkubieren Sie sie 10 Minuten lang bei Raumtemperatur lichtgeschützt.Wenn das Gesamtvolumen der Zellmischung weniger als 2,5 Milliliter beträgt, füllen Sie auf dieses Volumen mit PBS auf, das 2 % FBS und ein millimolares EDTA enthält, und mischen Sie durch vorsichtiges zwei- bis dreimaliges Pipettieren. Setzen Sie dann das Röhrchen in den Magneten ein und inkubieren Sie es fünf Minuten lang bei Raumtemperatur. Drehen Sie den Magneten, der das Rohr enthält, in einer kontinuierlichen Bewegung für zwei bis drei Sekunden vollständig um, um den Überstand abzugießen.Bringen Sie den Magneten wieder in eine aufrechte Position und entfernen Sie das Rohr vom Magneten. Waschen Sie anschließend die restlichen Zellen aus der Säule, indem Sie die Vorgänge wiederholen. Suspendieren Sie die Zellen in einem gewünschten Wachstumsmedium.Spülen Sie die Seite des Auffanggefäßes, um Zellen von den Seiten des Röhrchens zu sammeln und die Ausbeute zu maximieren. Wie in dieser Abbildung zu sehen ist, behalten die isolierten primären Mikroglia ihren kugelförmigen Zellkörper und ihre ausgeprägte verzweigte Struktur bei. Hier sind die repräsentativen Faktendiagramme der isolierten Mikroglia.Die kombinierte Färbung von Annexin V und Propidiumiodid ermöglicht die Kategorisierung von apoptotischen, nekrotischen oder lebenden Zellen nach Stimulation mit LPS. hAEC-konditioniertes Medium reduzierte die Apoptose der Mikroglia signifikant im Vergleich zu Kontrollen, was auf eine Form des Schutzes für diesen Zelltyp hindeutet. Einmal gemeistert, kann diese Technik in sechs bis acht Stunden durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.Bei dieser Methode ist es wichtig, beim Schichten des Percolls große Sorgfalt walten zu lassen, da dieser Schritt den größten Einfluss auf die Erträge hat. Nach dieser Technik können andere Verfahren wie der phagozytäre Funktionstest oder die Co-Kultur mit Neuronen verwendet werden, um zusätzliche Fragen zu den immunmodulatorischen Eigenschaften des von Ihnen gewählten Zelltyps an primären Mikroglia zu beantworten. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Weg für Forscher auf diesem Gebiet, um herauszufinden, wie primäre Mikroglia bei perinatalen Hirnverletzungen moduliert werden können.Die Implikationen dieser Technik erstrecken sich auf die Therapie und Diagnose perinataler Hirnverletzungen, da sie die Charakterisierung eines primären Immunzelltyps ermöglicht, von dem bekannt ist, dass er an Neuroinformation beteiligt ist, die zu motorischer und kognitiver Dysfunktion führt. Obwohl diese Methode Einblicke in motorische Störungen wie Zerebralparese geben kann, kann sie auch bei anderen Erkrankungen angewendet werden, bei denen Mikroglia eine Rolle bei der Pathogenese spielen, wie z. B. bei der Alzheimer-Krankheit. Wir hatten die Idee zu dieser Methode, als wir eine Technik zur schnellen Charakterisierung von Mikroglia suchten, die mögliche epigenetische Veränderungen nach längerer Zeit in Kultur umgeht.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man hochreine Populationen von Mikroglia für die nachgelagerte Charakterisierung isoliert.

characterization-isolation-mouse-primary-microglia-density-gradient

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

In diesem Video führen wir die Isolierung von mononukleären Zellen aus dem Gehirn einer Maus mit Hilfe der Dichtegradientenzentrifugation durch. Die isolierte mononukleäre Zellsuspension kann für weitere nachgelagerte Analysen verwendet werden.

Isolierung mononukleärer Zellen aus dem Gehirn von Mäusen: Eine Dichtegradienten-Zentrifugationstechnik zur Isolierung von im Gehirn ansässigen mononukleären Zellen

In diesem Video beschreiben wir ein Protokoll zur Isolierung von CD11b-Zellen, einschließlich Mikroglia, aus Mäuse-Welpengehirnen mittels magnetisch aktivierter Zellsortierung. Das Hirngewebe wird homogenisiert, um Einzelzellsuspensionen zu erhalten, die mit Anti-CD11b-Antikörpern beschichteten Mikrokügelchen inkubiert werden, gefolgt von einer magnetischen Säulentrennung, um die CD11b+-Zellpopulation zu reinigen.

Magnetische Isolierung von Mikroglia aus dem Gehirn von Maus-Welpen

Dieses Video demonstriert ein Protokoll zur Extraktion von Mikrogliazellen aus demyelinisierenden Läsionen in Mäusegehirnen mittels magnetischer Zellsortierung. Das Protokoll umfasst das Präparieren des läsionierten Hirngewebes, das Mikrogliazellen enthält, die Behandlung des Gewebes mit spezifischen Enzymen, um eine Einzelzellsuspension zu erhalten, und die Verwendung von Mikrogliarezeptor-spezifischen magnetischen Kügelchen zur Isolierung der Mikrogliazellen.

Isolierung von Mikroglia aus demyelinisierenden Läsionen des Mausgehirns mittels magnetisch aktivierter Zellsortierung

Ein Schlüssel zur erfolgreichen Untersuchung der Mikroglia-Biologie ist die Erhaltung der Immunfunktion Mikroglia ex vivo bei der Isolierung von ZNS-Gewebe. Trenn Mikroglia über Dreh Schütteln Ergebnisse in hochreiner und immunofunctional Zellkulturen durch Fluoreszenz-Bildgebung, Immunzytochemie, und ELISA folgenden Mikroglia-Aktivierung mit der proinflammatorische Stimuli Lipopolysaccharide (LPS) und Pam 3 4 CSK (Pam) bewertet.

Isolation kortikaler Mikroglia mit bewahrten Immunophänotyp und Funktionalität aus Murine Neugeborene

Hier präsentieren wir ein Protokoll Mikroglia aus postnataler Maus Welpen (Tag 1) für in - vitro - Experimente zu isolieren. Diese improvisierte Isolierungsmethode erzeugt sowohl hohe Ausbeute und Reinheit, einen bedeutenden Vorteil gegenüber alternativen Methoden, die für die Zwecke der Erläuterung Mikroglia biology breites Spektrum Experimente ermöglicht.

Schnelle und Refined CD11b Magnetic Isolierung von primären Mikroglia mit erhöhter Reinheit und Vielseitigkeit

Bemühungen, Mikroglia-Funktion im Detail zu verstehen haben durch das Fehlen von Mikroglia Kultur Modelle behindert worden, die die Eigenschaften der Reifen in Vivo Mikroglia rekapitulieren. Dieses Protokoll beschreibt einen Isolation und Kultur Ansatz entwickelt, um robuste überleben stark verzweigten Reife Ratte Mikroglia Bedingungen definiert-Mittel zu erhalten.

Isolation und Kultur von Nagetier Microglia zur Förderung einer dynamisches verzweigt Morphologie in serumfreien Medium

Wir bieten ein Protokoll zur Isolierung von Mikroglia aus verschiedenen sezierten Regionen einer erwachsenen Maushirnhälfte, gefolgt von halbautomatischer Bibliotheksvorbereitung für die tiefe einzelzellige RNA-Sequenzierung von Transkriptomen in voller Länge. Diese Methode wird dazu beitragen, die funktionelle Heterogenität von Mikroglia bei Gesundheit und Krankheit aufzuklären.

Isolierung von regionsspezifischer Mikroglia von einer Erwachsenenmaus Gehirnhälfte für tiefe einzellige RNA-Sequenzierung

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Isolierung und Reinigung primärer Mikroglia in Tiermodellen demyelinisierender Krankheiten unter Verwendung der säulenförmigen magnetisch aktivierten Zellsortierung.

Isolierung von primären Mausmikroglia durch magnetisch aktivierte Zellsortierung in Tiermodellen der Demyelinisierung

Diese Arbeit beschreibt ein Protokoll zur Quantifizierung globaler Histonmodifikationen mittels intranukleärer Durchflusszytometrie in isolierten Hirnmikroglia. Die Arbeit enthält auch das Mikroglia-Isolationsprotokoll, das für die Datenerhebung verwendet wurde.

Quantifizierung globaler posttranslationaler Histonmodifikationen mittels intranukleärer Durchflusszytometrie in isolierten Mikroglia des Mausgehirns

Wir beschreiben ein Protokoll zur Isolierung von Mikrogliazellen aus dem Hypothalamus der Maus (oder gleichwertigen kleinen Gehirnstrukturen) mittels magnetisch aktivierter Zellsortierung (MACS) in relativ kurzer Zeit. Die MACS-sortierten hypothalamischen Mikroglia können für die ex vivo-Analyse verwendet werden und können für die Durchführung von In-vitro-Assays plattiert werden.

Isolierung von hypothalamischen Mikroglia aus frisch perfundiertem adulten Mausgehirn durch magnetisch aktivierte Zellsortierung  

Lernen Sie die Isolierung primärer Mikroglia aus Mäusegehirnen mittels Dichte-Gradienten-Zentrifugierung und magnetischer Separation. Diese Methode liefert hochreine Zellen für neurologische Forschung.

Charakterisierung und Isolierung der Maus primären Mikroglia durch Dichte-Gradienten-Zentrifugierung

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