Name: Ein GFP-komplementäres Dual-Expressionssystem zur Beurteilung des durch Cytoneme vermittelten Zell-Zell-Kontakts in lebenden Drosophila-Flügel-Imaginalscheiben (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-08-22T12:50:00.000+00:00
Duration: 7 min 26 s
Description: Erfahren Sie, wie Zell-Zell-Kontakte durch Cytoneme in lebenden Drosophila-Flügel-Imaginalscheiben mit GFP-Rekonstitution untersucht werden. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung zellulärer Interaktionen in Echtzeit.

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Der nubbin-GAL4-Treiber wird verwendet, um CD4-spGFP1-10 spezifisch in der Flügeltaschenregion des DP zu exprimieren (Abbildung 1A). Der PerM-LexA-Treiber21 wird verwendet, um CD4-spGFP11 spezifisch im PerM zu exprimieren (Abbildung 1A). Diese beiden Expressionssysteme sind unabhängig voneinander und ermöglichen die gleichzeitige und spezifische Expression verschiedener Transgene in DP und PerM (Abbildung 1B,C).
Das grundlegende genetische Schema beinhaltet die Kreuzung von Fliegen, um Larven des Genotyps nub-GAL4/UAS-CD4-spGFP1-10 zu erzeugen; PerM-LexA/LexAop-CD4-spGFP11. Als Negativkontrolle lassen wir das Transgen LexAop-CD4-spGFP11 aus. Andere Transgene (z. B. proteinkodierende, doppelsträngige RNA) können beliebig in der DP-Schicht (unter der Kontrolle von UAS-Sequenzen ) oder in der PerM (unter der Kontrolle des LexA-Operators) exprimiert werden.
Dabei handelt es sich um ein Live-Imaging-Protokoll, das nicht unterbrochen werden kann. Die Materialvorbereitung wird auf ~10 min geschätzt. Dissektionen sollten nicht länger als 20 Minuten am Stück vor der Bildgebung durchgeführt werden. Die Bildgebung dauert ~30 Minuten und sollte nicht länger als ~1 Stunde dauern. Bei mehreren Erkrankungen oder einer hohen Anzahl von Proben muss das Verfahren in mehreren Runden durchgeführt werden, um die besten Ergebnisse zu erzielen.
1. Materialvorbereitung
<ol>
	<li>Reinigen Sie vor dem Sezieren eine Pinzette, eine 9-Well-Glas-Depressions-Spotplatte (oder einen anderen Behälter, der zum Sammeln und Reinigen von Larven geeignet ist) und eine wiederverwendbare Sylgard (Silikon)-beschichtete Petrischale, die zum Sezieren mit 70 % Ethanol verwendet wird.</li>
	<li>Bereiten Sie Objektträger vor, indem Sie eine 70%ige Ethanolwäsche durchführen und dann einen Abstandshalter auf den getrockneten Objektträger kleben. Schneiden Sie einzelne Vertiefungen mit einer Schere aus dem 8-Well-Streifen heraus und schneiden Sie sie in zwei Hälften (Abbildung 2A). Entfernen Sie die Schutzrückseite von einer Seite jeder Hälfte und kleben Sie Abstandshalter in leichtem Abstand auf die Schiene, um in der Mitte einen geschützten Raum zu schaffen, in dem die Scheiben platziert werden (Abbildung 2B). HINWEIS: Unserer Erfahrung nach vereinfacht dies die Probenmontage, da das genaue Volumen des auf den Objektträger übertragenen Mediums weniger kritisch ist. Jedes kleine überschüssige Volumen fließt beim Eindecken einfach durch den Spalt heraus. Da wir nur für eine relativ kurze Zeit (in der Regel ~1 h) abbilden, hatten wir keine Probleme mit der mittleren Trocknung.</li>
	<li>Tauen Sie das Live-Imaging-Medium (unergänztes Schneider's Drosophila Medium, gelagert in gefrorenen 10-ml-Aliquoten) auf und bewahren Sie es in einem Eiskübel griffbereit auf.</li>
	<li>Mischen Sie in einem 2-ml-Mikrozentrifugenröhrchen 1,5 mL Medium mit 20 μl 200 μg/mL Hoechst 33342 (Endkonzentration 2,7 μg/mL). Halten Sie die Tube auf Eis. HINWEIS: Diese spezielle Form des Hoechst-Farbstoffs wird verwendet, da er sehr membrandurchlässig ist. ACHTUNG: Beim Umgang mit Hoechst 33342 sollten Handschuhe verwendet werden. Werkzeuge sollten nach Gebrauch gewaschen werden.</li>
</ol>
2. Dissektion der Flügelscheibe und Vorbereitung des Objektträgers
<ol>
	<li>Nach der genetischen Kreuzung und Aufzucht bei 25 °C nehmen Sie wandernde Larven des dritten Stadiums aus der Röhre und waschen Sie sie in kaltem Lebendbildgebungsmedium in einer 9-Well-Glas-Depressions-Spotplatte. HINWEIS: Cytoneme sind sehr zerbrechlich. In den folgenden Schritten sollte darauf geachtet werden, das Gewebe um die Bandscheiben herum zu manipulieren, wobei versucht werden sollte, einen direkten Kontakt zwischen den Bandscheiben und den Präparierwerkzeugen zu vermeiden. Wir bereiten drei oder vier Larven auf einmal vor, da die Beschädigung einiger weniger Scheiben unvermeidlich ist und sich dies möglicherweise erst in den bildgebenden Schritten bemerkbar macht.</li>
	<li>Unter dem Präpariermikroskop werden die Larven in einen Tropfen Live-Imaging-Medium auf einer silikonbeschichteten Petrischale überführt und mit zwei Präparierzangen mit dem Präparieren begonnen. Halten Sie dazu zunächst den Kopf und den vorderen Körperteil fest, indem Sie die Larven mit einer Pinzette in etwa einem Drittel der Körperlänge (von vorne) einklemmen. Mit der zweiten Pinzette kneifen Sie den Körper direkt hinter der ersten Pinzette zusammen. Ziehen Sie dann den hinteren Teil der Larven weg, um die vordere "Hälfte" zu isolieren.</li>
	<li>Drehen Sie die vordere Hälfte um, indem Sie sie mit einer Pinzette auf beiden Seiten des abgeschnittenen Endes befestigen und den Kopf mit dem anderen Paar durchschieben (wie beim Umdrehen einer Socke auf links), um die inneren Strukturen freizulegen, einschließlich der imaginalen Scheiben, der Luftröhre, der Speicheldrüsen, des Fettkörpers und des Darms.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig die Speicheldrüsen, den Fettkörper und den Darm und achten Sie darauf, die seitlichen Stämme der Luftröhre nicht zu stören, die über den Flügelscheiben liegen und diese schützen sollten.</li>
	<li>Die gereinigten vorderen Hälften mit den angebrachten Flügelscheiben vorsichtig mit einer Pinzette in einen Tropfen sauberes Live-Imaging-Medium mit Hoechst übertragen, das zwischen den Abstandshaltern auf einem vorbereiteten Objektträger platziert wird (Abbildung 2C). Isolieren Sie die Flügelscheiben vom Rest des Gewebes, indem Sie sie vorsichtig stumpf von den feinen Ästen der Luftröhre entfernen, die mit der Scheibe verbunden sind, entweder mit einer Klinge der Präparierzange oder mit einem feinen Wolframdraht, der an einem Präpariernadelhalter befestigt ist. Den Rest des Schlachtkörpers entsorgen.</li>
	<li>Richten Sie die Scheiben mit einer Klinge der Präparierzange oder der Präpariernadel aus Wolframdraht aus. Aufgrund ihrer abgeflachten, tropfenartigen Form fallen die Flügelscheiben entweder mit dem DP oder dem PerM nach oben. Richten Sie für dieses Protokoll alle Discs mit der PerM-Seite nach oben aus.</li>
	<li>Passen Sie das Mediumvolumen so an, dass es die Vertiefung vollständig ausfüllt, bis es leicht über dem Niveau des Abstandshalters liegt, indem Sie das Medium nach Bedarf hinzufügen oder entfernen. Entfernen Sie die Schutzfolie von der Oberseite jeder Abstandshalterhälfte und senken Sie dann vorsichtig ein Deckglas über die Probe. Drücken Sie vorsichtig auf das Deckglas an der Stelle, an der es die Abstandshalter berührt (z. B. mit dem abgerundeten Ende einer Präparierzange), um sicherzustellen, dass das Deckglas am Abstandshalter haftet. HINWEIS: Die mittlere Ebene sollte etwas über der Höhe des Abstandshalters liegen, um Luftblasen nicht einzuschließen, aber nicht so hoch, dass beim Absenken des Deckglases ein erheblicher Durchfluss erzeugt wird.</li>
</ol>
3. Bildgebung
<ol>
	<li>Nehmen Sie Proben bei Raumtemperatur mit einem konfokalen Mikroskop (Argon-Ionen-Laser mit einer Wellenlänge von 488 nm für GFP, UV-Laser mit 350 nm Wellenlänge für Hoechst) ab, das mit einer 40x/1,30 NA-Ölimmersionslinse und einer Mikroskopie-Software ausgestattet ist. Erfassen Sie Bildstapel mit einer Schrittweite von 1 μm, die sich von knapp über dem höchsten PerM-Wert (wo die Hoechst-Fluoreszenz abnimmt) bis zur basalen Seite des DP erstrecken, was in der Regel mehr als 100 Bildern pro Stapel entspricht. Erfassen Sie wiederholte Bildstapel, um Zeitrafferfilme zu erstellen. HINWEIS: Wir bilden eine Folie nicht länger als ~1-2 Stunden ab.</li>
	<li>Für die Einstellungen der Mikroskopsoftware erfassen Sie Bilder mit 8-Bit-Codierung, Zeilenmittelung von 2, Detektorverstärkung im Allgemeinen zwischen 650 und 750 und getrennten Kanalspuren, um Signaldurchscheinen zu reduzieren. Verwenden Sie für alle Bedingungen identische Laser- und Detektoreinstellungen, die durch vorherige Tests für jede Bedingung festgelegt werden. HINWEIS: Bei 40-facher Vergrößerung haben unsere Bilder eine Auflösung von 5,0386 Pixel pro μm (Pixelgröße: 0,1985 x 0,1985 μm2). In unserem Setup umfassten die optimalen konfokalen Mikroskopeinstellungen die höchstmögliche Laserintensität (ohne das Gewebe zu beschädigen), um so viel Signal wie möglich einzufangen und gleichzeitig eine geringe bis gar keine Sättigung zu erzielen. und das geringstmögliche Rauschen, wie es anhand von Negativkontrollen bewertet wird, erreicht durch Reduzierung des Detektor-Offsets und der Erfassungsgeschwindigkeit (falls erforderlich). Wir verwenden in der Regel weniger als 5 % Laserleistung und maximale Scankopfgeschwindigkeit ("9" in den Einstellungen der Zen-Software). Die Erfassung eines einzelnen Bildstapels dauert in der Regel ~1 Minute 45 Sekunden, und Bilder werden alle 2-3 Minuten für Zeitrafferanalysen aufgenommen.</li>
</ol>
4. Bildanalyse
<ol>
	<li>Projekt-Stacks mit der maximalen Projektionsfunktion des Softwarepakets ImageJ (klicken Sie auf Bild | Stapel | Z-Projekt, wählen Sie im Menü Maximale Intensität ).</li>
	<li>Bestimmen Sie in den MIP-Bildern die Flügeltaschenfläche basierend auf dem Muster der Flügelscheibenfaltung (unter Verwendung des Hoechst-Kanals) mithilfe der Polygonauswahl. Verwenden Sie die gleiche Auswahl auf dem GFP-Kanal mit der Funktion "Außen löschen " (klicken Sie auf Bearbeiten | Außen löschen), um jeden äußeren Pixelwert auf 0 zu setzen.</li>
	<li>Verwenden Sie in den MIP-Bildern den Hoechst-Kanal, um die GFP-Bilder zu bereinigen, insbesondere um alle künstlichen Flecken zu entfernen, die in beiden Kanälen auftreten, indem Sie den betreffenden Pixelwert auf 0 setzen (klicken Sie auf Polygonauswahl, dann auf Bearbeiten | Löschen).</li>
	<li>Verwenden Sie in den bereinigten MIP-Bildern die Funktion Histogramm (klicken Sie auf Analysieren | Histogramm | Liste), um die Liste aller Pixelwerte abzurufen und in eine Tabelle in einer Tabelle in einer Tabelle zu kopieren.</li>
	<li>Legen Sie einen Schwellenwert fest, der auf der Analyse des Hintergrundsignals in Negativkontrollen basiert (und dann in anderen Stichproben überprüft wird; siehe Diskussion).</li>
	<li>Berechnen Sie den prozentualen Anteil der GFP-positiven Oberfläche mit der folgenden Formel: %GFP-positive Oberfläche = <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68411/68411eq01.jpg" style="margin: auto;"> × 100</li>
	<li>Normalisieren Sie die Daten am Ende, indem Sie jeden Wert durch den Mittelwert der Referenzbedingung dividieren (die auf 1 festgelegt ist). HINWEIS: Gültiges Pixel = Pixel mit einem Wert ≥ 1, wobei alle gelöschten Pixel, deren Wert auf 0 gesetzt wurde, ignoriert werden. Pixelwerte von 0 treten nicht natürlich auf.</li>
	<li>Um zu bestimmen, wo in den Scheiben das rekonstituierte GFP-Signal lokalisiert ist, verwenden Sie XZ-Schnitte von Bildstapeln, um die apikobasale Achse des Scheibenepithels zu betrachten. Führen Sie die Reslices in Fidschi ohne Interpolation durch und erhöhen Sie die Bildhöhe in der Z-Achse mit der Skalierungsfunktion mit bilinearer Interpolation, um die Sichtbarkeit zu verbessern.</li>
</ol>

<ol><li>Ng, J. K., Tamura, K., Buscher, D., Izpisua-Belmonte, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+cellular+basis+of+pattern+formation+during+vertebrate+limb+development%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Molecular and cellular basis of pattern formation during vertebrate limb development.</a> Curr Top Dev Biol. 41, 37-66 (1999).</li>
<li>Kornberg, T. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytonemes+and+the+dispersion+of+morphogens%5BTitle%5D)+AND+%22Wiley+Interdiscip+Rev+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Cytonemes and the dispersion of morphogens.</a> Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 3 (6), 445-463 (2014).</li>
<li>Daly, C. A., Hall, E. T., Ogden, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+mechanisms+of+cytoneme-based+morphogen+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Regulatory mechanisms of cytoneme-based morphogen transport.</a> Cell Mol Life Sci. 79 (2), 119(2022).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Discovery V12 Präpariermikroskop</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Mikroskop zum Sezieren</td></tr><tr><td>Dumont #55 Pinzette, Biologie Tipps</td><td>Werkzeuge für die Feinwissenschaft</td><td>11255-20</td><td>Pinzette zum Präparieren</td></tr><tr><td>EP-Slik (slik20358)</td><td>BDSC GmbH</td><td>Panneton et al. 2015&nbsp;</td><td>Fliegenstamm zum Ausdrücken von Slik</td></tr><tr><td>FIDSCHI</td><td></td><td>Schindelin J. et al. (2012)&nbsp;</td><td>Bildanalyse-Software</td></tr><tr><td>Hoechst 33342&nbsp;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>H3570&nbsp;</td><td>Live-Bildgebung von nuklearen Flecken&nbsp;</td></tr><tr><td>LexAop-CD4-spGFP11&nbsp; </td><td>BDSC GmbH</td><td>93018</td><td>Fliegen-Stamm</td></tr><tr><td>LSM 700 Konfokalmikroskop&nbsp;</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Konfokales Mikroskop</td></tr><tr><td>nub-GAL4</td><td>Bloomington Drosophila Stock Centre (BDSC)</td><td>86108</td><td>Fliegen-Stamm</td></tr><tr><td>PerM-LexA</td><td></td><td>Rambaud, Joseph et al., 2025</td><td>Fliegen-Stamm</td></tr><tr><td>PYREX 9-Depression Glas-Spotplattesell</td><td>Corning Biowissenschaften</td><td>7220-85</td><td>zum Sammeln und Waschen von Larven</td></tr><tr><td>Schneider-Drosophila Medium</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>21720024</td><td>Live-Imaging-Medium</td></tr><tr><td>SecureSeal Abstandshalter für die Bildgebung, 8 Wells, 0,12 mm dick</td><td>Grace Bio-Labore</td><td>654008</td><td>Abstandhalter</td></tr><tr><td>SYLGARD 184 Silikonelastomer-Kit</td><td>Sylgard</td><td>3097358-1004</td><td>zur Herstellung von Sezierplatten</td></tr><tr><td>UAS-CD4-spGFP1-10&nbsp; </td><td>BDSC GmbH</td><td>93017</td><td>Fliegen-Stamm</td></tr><tr><td>Zen Schwarz</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Software zur Akquisition</td></tr></tbody></table>

ein gfp-komplementäres dual-expressionssystem zur beurteilung des durch cytoneme vermittelten zell-zell-kontakts in lebenden drosophila-flügel-imaginalscheiben

A GFP Complementation-based Dual-expression System for Assessing Cell-Cell Contact Mediated by Cytonemes in Live Drosophila Wing Imaginal Discs

Um die Nützlichkeit des GRASP-Verfahrens für die Messung von Kontakten zwischen DP- und PerM-Zellen zu testen, untersuchten wir Flügelscheiben von vier verschiedenen Genotypen: Wildtyp-Negativkontrollscheiben (Genotyp: w1118), die nur Hintergrundwerte der Autofluoreszenz im GFP-Kanal anzeigen; Scheiben, die das CD4-spGFP1-10 in der DP-Schicht exprimieren, aber das CD4-spGFP11-Transgen nicht vorhanden ist, was das von GFP1-10 allein erzeugte Fluoreszenzniveau zeigt (von dem wir erwartet hatten, dass es...

Ein GFP-komplementäres Dual-Expressionssystem zur Beurteilung des durch Cytoneme vermittelten Zell-Zell-Kontakts in lebenden Drosophila-Flügel-Imaginalscheiben

Embryonic tissue growth and patterning are largely controlled by signals exchanged locally between cell populations within the tissues themselves. ...

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Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Hier beschreiben wir ein Protokoll, um die Migration von Gliazellen in den Entwicklungsländern Drosophila Auge mit Live-mikroskopische Analyse mit GFP markierten Gliazellen gepaart untersuchen.

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Das Kinetochor ist, wo der SAC initiiert sein Signal Überwachung der mitotischen Segregation der Schwesterchromatiden. Es wird eine Methode beschrieben, um die Rekrutierung und den Umsatz von einer der Kinetochorproteine ​​und ihre Abstimmung mit dem Chromosom Bewegung visualisieren,...

Studieren mitotischen Checkpoint durch Veranschaulichung Dynamische Kinetochor Protein Verhalten und Chromosome Motion in Lebens-<em&gt; Drosophila</em&gt; Syncytial Embryonen

Dieses Video zeigt die Immunfluoreszenzfärbung eines transgenen Drosophila-Gehirns für die Einzelzellbildgebung von Gliazellen. Das Gehirn exprimiert membrangesteuerte Proteine, die mit verschiedenen Kombinationen von antigenen Epitopen unter der Kontrolle eines glialspezifischen Rekombinasesystems fusioniert sind. Die isolierten und fixierten Gehirne werden mit primären Antikörpern gefärbt, die spezifisch für die antigenen Epitope sind, gefolgt von Fluorophor-konjugierten Sekundärantikörpern.

Immunfluoreszenzfärbung von Drosophila-Gehirnen für die Einzelzellbildgebung von Gliazellen

Dieses Protokoll Details eine optimierte Methode verwendet, um Live-Cell-Imaging im Rahmen eines intakten Larven Gehirn durchzuführen. Live-Cell-Imaging Ansätze sind von unschätzbarem Wert für die Erforschung der neuronalen Stamm asymmetrische Zellteilungen sowie andere neurogene und Entwicklungsprozesse konsequent aufzudecken Mechanismen, die bisher übersehen wurden.

Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven Neuroblasten

Die adulten Strukturen von Drosophila stammen von sackartigen Strukturen ab, die imaginale Scheiben genannt werden. Die Analyse dieser Scheiben bietet Einblicke in viele Entwicklungsprozesse, einschließlich der Gewebebestimmung, der Etablierung von Kompartimentgrenzen, der Zellproliferation, der Spezifikation des Zellschicksals und der planaren Zellpolarität. Dieses Protokoll wird verwendet, um imaginale Scheiben für die Licht-/Fluoreszenzmikroskopie vorzubereiten.

Präparation und Immunfärbung von Imaginalscheiben aus Drosophila melanogaster

Dieses Protokoll stellt eine effiziente Methode zur Bildgebung des lebenden Neuroepithels des Puppenaugen von Drosophila dar. Diese Methode kompensiert Gewebebewegungen und ungleichmäßige Topologie, verbessert die Visualisierung von Zellgrenzen durch die Verwendung mehrerer GFP-markierter Verbindungsproteine und verwendet ein einfach zu montierendes Bildgebungsgerät.

Live-Bilder aus dem Drosophila Pupal Augen

Zellen zeigen unterschiedliche Morphologien und eine Vielzahl von Interaktionen mit ihren Nachbarn zu etablieren. Dieses Protokoll beschreibt, die Morphologie der Einzelzellen zu offenbaren und Zell-Zell-Interaktion mithilfe der etablierten Gal4/UAS-Expressionssystem zu untersuchen.

Anwendung von mehrfarbigen FlpOut Technik, hochauflösende Einzelzelle Morphologien und Zell-Interaktionen der Glia in Drosophila studieren

Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Verfügung, um Live-Bildgebung der asymmetrischen Teilung von Keimbahnstammzellen (GSCs) in der ovariellen Nische von Drosophila durchzuführen. Wir verwenden eine transgene Linie, die ubiquitär eine grün fluoreszierende Protein (GFP)-Fusion des Spektrosomproteins Par-1 exprimiert.

Erweiterte Live-Bildgebung von weiblichen Drosophila melanogaster Keimbahn-Stammzellnischen

Expansion-Assisted Itercence In Situ Hybridization (EASI-FISH) ist eine robuste Technik, die Expansionsmikroskopie mit Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH) kombiniert, um die Expression mehrerer Gene in dickem Gewebe nachzuweisen. Dieses Protokoll beschreibt die jüngsten Fortschritte in der Methode und ihre Anpassung an die Markierung des intakten Drosophila-Zentralnervensystems.

Multiplex-Detektion der Genexpression im intakten Drosophila-Gehirn mittels expansionsunterstützter iterativer Fluoreszenz-In-situ-Hybridisierung

Dieser Artikel beschreibt ein effizientes Protokoll zur dissektion der imaginären Bandscheiben und zur Färbung von Antikörpern, das mit Reagenzien sparsam ist und den Umgang mit imaginären Bandscheiben in kleinen Mengen erleichtert.

Kleinskalige Dissektion und Antikörperfärbung der Augen-, Antennen- und Flügel-Imaginalscheiben von Drosophila melanogaster

Erfahren Sie, wie Zell-Zell-Kontakte durch Cytoneme in lebenden Drosophila-Flügel-Imaginalscheiben mit GFP-Rekonstitution untersucht werden. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung zellulärer Interaktionen in Echtzeit.

Ein GFP-komplementäres Dual-Expressionssystem zur Beurteilung des durch Cytoneme vermittelten Zell-Zell-Kontakts in lebenden Drosophila-Flügel-Imaginalscheiben (Video) | JoVE Journal

Ein GFP-komplementäres Dual-Expressionssystem zur Beurteilung des durch Cytoneme vermittelten Zell-Zell-Kontakts in lebenden Drosophila-Flügel-Imaginalscheiben

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