Abstract
Desde a sua introdução no final do século 19, a perfusão isolada coração aparelho Langendorff, eo subsequente desenvolvimento do modelo de coração, têm sido ferramentas inestimáveis para estudar a função cardiovascular e doença 1-15. Embora a preparação do coração Langendorff pode ser usado para qualquer coração de mamíferos, a maioria dos estudos envolvendo o aparelho usar modelos animais pequenos (por exemplo, rato, rato, coelho) e devido ao aumento da complexidade dos sistemas de mamíferos maiores 1,3,11. Uma das maiores dificuldades é garantir uma pressão de perfusão coronária constante sobre uma gama de diferentes tamanhos de coração - um componente chave de qualquer experiência com a utilização deste dispositivo 1,11. Ao substituir o clássico coluna pós-carga hidrostática com uma bomba centrífuga, o aparelho coração trabalhando Langendorff descrito abaixo permite fácil ajuste e regulação apertada de pressões de perfusão, ou seja, o mesmo set-up pode ser usado para várias espécies ou tamanhos do coração. Além disso, essa configuração também pode alternar facilmente entre a pressão constante ou fluxo constante durante a reperfusão, dependendo das preferências do usuário. A natureza aberta dessa configuração, apesar de fazer a regulação da temperatura mais difícil do que outros projetos, permite a fácil coleta de dados de pressão e volume de efluentes e ventriculares.
Introduction
Muito do nosso entendimento da biologia básica e fisiologia cardíaca veio de experimentos que utilizaram o, coração Langendorff retrógrada-perfusão isolada e os sistemas isolados coração de trabalho. Estes sistemas experimentais ainda são amplamente utilizados hoje para estender o nosso conhecimento cardiovascular de tópicos importantes, incluindo a lesão de isquemia-reperfusão 2, 4 pré-condicionamento, a célula base de terapia para miocárdio danificado 5,7, os efeitos cardíacos de drogas 6,9 e preservação do enxerto cardíaco técnicas 8,15-18.
Embora ambos os sistemas de coração isolado pode ser usado para todas as espécies de mamíferos, eles são utilizados principalmente em pequenos mamíferos, tais como cobaia, rato, ou coelho 3,12,13. Modelos animais maiores, como porcos e humanos, fornecer dados mais clinicamente relevantes, mas são menos frequentemente utilizado devido ao custo mais elevado, maior variabilidade biológica, maiores volumes de soluções para perfusão de sangue, e cevadaer equipamentos 1,12-15. Além disso, a coleta de dados é mais difícil, especialmente para os corações isolados de trabalho 1,3,12-15. Como resultado dessas complexidades, modelos de coração isolado clinicamente relevantes são raramente usados, prejudicando severamente o progresso da investigação de translação cardiovascular.
Numa tentativa para resolver estas dificuldades, a preparação do coração isolado de trabalho foi modificado para criar um sistema que pode ser facilmente adaptado para corações de diferentes espécies, incluindo humanos, tanto sob pressão constante ou condições de Langendorff o fluxo constante. A câmara de pós-carga conformidade foi substituído com uma bomba centrífuga para simplificar o processo de ajuste da pressão de perfusão no modo de Langendorff e pós-carga no modo de funcionamento. Em vez de um fechado, revestido reservatório para conter o coração, este sistema utiliza uma câmara aberta para fazer a coleta de dados mais fácil, permitindo o uso da abordagem transapical para condutância cateterismo. Moreover, este projeto aberto permite o acesso para a avaliação ecocardiográfica do coração, ampliando ainda mais os parâmetros fisiológicos que podem ser medidos durante estes experimentos. Estas melhorias, esperamos incentivar outras pessoas a utilizar este sistema para a grande investigação translacional animal.
Protocol
1. Construção do Aparelho Langendorff (veja a Figura 1)
- Usando 3/8 tubagem ", ligar o reservatório do coração para o reservatório de sangue.
- Certifique-se que esta tubulação passa por uma bomba de roletes. NOTA: Isto pode exigir o uso de dois 3/8 "a 1/4" conectores de tubos para criar uma peça de 1/4 "tubulação para passar pela bomba de roletes.
- Conecte o reservatório de sangue para aquecedor / oxigenador com 3/8 tubulação ".
- Use 3/8 tubos "para ligar o aquecedor / oxigenador para um conector-Y.
- Conecte um braço do Y-conector da bomba centrífuga, em seguida, ligue a bomba centrífuga para um segundo conector Y (todos com 3/8 "tubulação).
- Anexar uma peça de 3/8 "da tubagem de fixação de uma válvula hemostática para o braço virada para cima, o que vai servir como uma armadilha de bolhas e através da inserção do transdutor de pressão.
- Fixe um pedaço de 3/8 tubos "para o braço para baixo. Esta parte irá anexar ao aor tic cânula (isto é, a linha de pressão diastólica).
- Conecte o outro braço do Y-conector para a entrada da câmara de pré-carga com 3/8 tubulação ". Assegurar esta tubulação passa por uma segunda bomba de roletes.
- Conecte o excesso de 3/8 tubos "para a saída desta câmara. Esta parte irá anexar ao átrio esquerdo (ou seja, a linha de pré-carga).
- Ligar o tanque de oxigénio e um aparelho de aquecimento do aquecedor / oxigenador.
- Prender a linha que vai desde o conector Y para a câmara de pré-carga, que esta linha não será utilizado até que o coração é colocado no modo de funcionamento.
2. Pressão-Volume Cateter Preparação
- Em um banho de água a 37 C °, aquecer uma garrafa de solução salina.
- Embeber o transdutor de pressão PV e do cateter de condutância na solução salina quente durante pelo menos 30 min.
- Ligue os sistemas de aquisição de dados, permitindo que ambos aquecer por pelo menos 30 min.
- Ligue o tanque de oxigênio, aparelhos de aquecimento, bomba de roletes que liga os dois reservatórios e bomba centrífuga. O aparelho de aquecimento deve ser definido como a temperatura do corpo do animal (~ 36 ° C).
- Lavar o sangue de acordo com as instruções do fabricante. Velocidades mais lentas de lavagem são recomendados para a remoção mais completa de produtos residuais do sangue (por exemplo, electrólitos em excesso, o material celular lisado).
- Quando o sangue é lavado, verificar o nível de hematócrito antes da hemodiluição.
- Reconstituir os glóbulos vermelhos foram lavados com uma solução salina normal para a concentração desejada do hematócrito (recomendado: 20-25%) e adicionar ao equipamento de Langendorff.
- Ajuste as velocidades das duas bombas para iniciar o fluxo de sangue através do sistema (excluindo a câmara de pré-carga).
- Verificar o pH e eletrólitos da mistura de sangue e ajuste até fisiológico para as espécies utilizadas. NOTA: Para evitar deletério emfluxo de cálcio após a reperfusão, os níveis de cálcio no aparelho de Langendorff deve, inicialmente, ser mantido baixo (0,3-0,5 mmol / L).
- Se há uma diminuição do hematócrito, com aumento concomitante de potássio, lactato desidrogenase e vá de hemoglobina no plasma livre para descartar a hemólise.
- No caso de hemólise ocorre, garantir que todas as conexões estão firmes e não há áreas de sheering óbvio.
- Prenda o cateter Millar no slot pressão secundária do sistema PowerLab.
- Calibra-se o transdutor de pressão de acordo com as instruções do fabricante.
4. Preparando o coração para fixação do Aparelho Langendorff
NOTA: Um coração devidamente preso deve ser usado para todas as grandes experiências em animais envolvendo um sistema de coração isolado. Falta de parada cardioplégica pode danificar o coração de tal forma que ele não vai produzir um trabalho mensurável. Celsior, ou de baixo potássio Univerversidade de Wisconsin é recomendado solução (UW), como não são apenas estas soluções semelhantes aos utilizados clinicamente, mas o baixo nível de potássio da solução ajuda a evitar hipercalemia enquanto no circuito. Volume de solução cardioplégica vai depender do tamanho do coração, com 1 litro suficiente para corações suínos.
- Remover rapidamente o coração do recipiente de armazenamento, derramar qualquer solução de armazenamento nos ventrículos, secar e pesar.
- Para ajudar a manter a temperatura do miocárdio fria até que o coração está pronto para o Langendorff o coração regressar ao recipiente de armazenamento e orientá-lo de modo a que fique virado para cima da aorta.
- Insira um 3/8 "cânula na aorta e prenda com um zip-tie.
5. Colocação do coração ao Langendorff
- Diminuir a bomba centrífuga a um gotejamento lento.
- Gotejamento do sangue para a aorta até que ela está cheia de sangue e completamente sem ar.
- Anexar cuidadosamente o c aórticaannula ao tubo aórtico no Langendorff. Anote o tempo de fixação.
- Insira o transdutor de pressão calibrada pela válvula hemostática [DS1] para a aorta nativa.
- Comece medições de pressão e ajustar a velocidade da bomba centrífuga até que a pressão de reperfusão desejado seja alcançado. NOTA: A pressão pode mudar alterações de resistência como coronárias. Portanto, monitorar a pressão aórtica de perto, especialmente durante a reperfusão inicial.
- Aumentar a temperatura na unidade de aquecimento de temperatura intramio é medido a 37 ° C. NOTA: Não haverá um atraso entre os ajustes feitos para unidade de aquecimento e as mudanças nas temperaturas intramiocárdicas. Por isso, as mudanças de temperatura deve ser feito de forma incremental.
- Obter uma linha de base (T = 0) amostra do reservatório de sangue venoso para medir pH, eletrólitos e outras medidas bioquímicas.
- Insira sonda de temperatura em septo e monitorar a temperatura do miocárdio. Diminuir a temperatura da unidade de aquecimentose a temperatura do miocárdio subir acima de 39 ° C.
- Tome amostras de sangue a cada 15 minutos, ajustando os parâmetros fisiológicos, como desejado para o experimento.
- Adicionar cerca de 1 mmol de cálcio para a solução de sangue a cada 5 minutos, assegurando que o cálcio iónico é> 0,8 mmol / L, antes da iniciação de modo a trabalhar.
6. Colocar o coração no Modo de Trabalho
- Inserir uma cânula de tamanho apropriado para o átrio / veia pulmonar esquerda. Isso pode ser feito com qualquer um sutura em bolsa ou zip-tie, conforme apropriado.
- Feche todos os furos no átrio esquerdo que podem vazar, como outras origens da veia pulmonar com sutura ou grampos, conforme necessário.
- Ajustar a altura da câmara de pré-carga de tal modo que a altura da coluna de pressão dá a pré-carga desejada. NOTA: Supondo que a densidade da mistura de sangue / cristalóide é igual à densidade da água, 1 mmHg = 1.36 cm de distância da válvula aórtica para a parte superior dao nível de sangue no reservatório de pré-carga (p.ex., 15 mm Hg = 20,4 centímetros).
- Soltar o tubo vai para a câmara de pré-carga e começar lentamente a bomba de roletes de pré-carga, permitindo que a câmara de pré-carga e pré-carga da tubulação para encher completamente de sangue.
- Uma vez que o tubo de pré-carga é completamente sem ar, lentamente encher o átrio esquerdo e cânula com sangue.
- Sem permitir que o ar entre no sistema, ligar o tubo de pré-carga para a cânula da auricula esquerda.
7. Obtenção Ventricular pressão-volume (PV) Gravações
- Siga as instruções do fabricante para a pressão e Rho calibração tina para os sistemas de aquisição de dados.
- Coloque uma sutura em bolsa com uma sutura de polipropileno 3-0 no ventrículo esquerdo (VE) ápice.
- Usando uma agulha 16 G, fazer uma incisão dentro do cordão da bolsa.
- Insira a condutância cateter PV na incisão apical. NOTA: a colocação do cateter Ideal vai depacabam por ter todos os eletrodos de detecção dentro do LV e dois eletrodos de excitação fora do LV. Certifique-se de que um animal de tamanho adequado e cateter foram selecionados (ver Discussão).
- Pressione o botão "Iniciar" no canto superior direito para começar a gravação de dados e determinar quantos segmentos de volume estão ativos.
- Se todos os segmentos não estão ativos, ajuste a posição do cateter até que todos os segmentos estão ativos. NOTA: torção leve do cateter pode ser necessário para otimizar morfologia laço
- Se não for possível obter sinais em todos os segmentos, ajustar a localização dos eletrodos de excitação e eletrodos de sensoriamento por instruções do fabricante.
- Uma vez que a configuração desejada seja obtida, siga as instruções do fabricante para o volume e de calibração alfa.
- Utilizando um cateter devidamente calibrado, se obter, pelo menos, 30 segundos de dados de pressão e volume da linha de base. NOTA: Estes laços pressão-volume irá fornecer volume de dependênciadent medidas da função cardíaca (por exemplo, o débito cardíaco, volume sistólico).
- Uma vez laços suficientes são obtidos, continuar para o próximo passo, sem parar a gravação de dados, de modo a obter dados de pressão e volume de oclusão.
- Ocluir o tubo de pré-carga lentamente com uma braçadeira tubulação. NOTA: Os loops pressão-volume deve começar a tornar-se menor e deslocar para baixo e para a esquerda. Isso é chamado de "descer".
- Obter 10-15 seg da caminhada para baixo, em seguida, solte a braçadeira de tubulação para permitir a pré-carga para reinserir o átrio esquerdo. NOTA: Estes laços pressão-volume irá fornecer volume de medições independentes da função cardíaca (por exemplo, pré-carga de trabalho sistólico recrutável, sistólica relação pressão-volume final).
- Pare de dados de gravação, pressionando o botão "Stop" no canto superior direito da tela.
- Espere pelo menos 5 minutos antes de repetir ooclusão.
- Repita os passos 7.7 e 7.8 para obter medições repetidas.
Representative Results
A Figura 1 é um desenho esquemático do circuito, incluindo a colocação do cateter sugerido. Os elementos importantes deste aparelho incluem o seguinte: a utilização de uma bomba centrífuga para controlar a pós; colocação de um cateter de pressão (linha azul escura) na raiz da aorta para monitorar a pressão de perfusão; ea colocação da pressão-volume (PV) cateter (linha azul clara) transapical. Embora as conexões na figura parecem ser as conexões retas, conectores "Y" são recomendadas, especialmente para a linha de pré-carga.
A Figura 2 mostra os dados obtidos a partir do transdutor de pressão que está colocado na raiz aórtica de um porcino, durante a reperfusão do coração no circuito, o que é consistente entre 40-42 mmHg durante mais de 20 min. As alterações na resistência coronária pode provocar flutuações na pressão de perfusão (Figura 3). Essas variações podem ser menores e gradual, corrigi-los eus ao longo do tempo (Figura 3a). No entanto, em alguns casos, estas variações podem ser abrupta e exigem um ajuste do fluxo através da bomba centrífuga para manter a pressão desejada reperfusão (Figura 3b). Como as mudanças podem ocorrer, é necessário o monitoramento da pressão da raiz da aorta durante a reperfusão.
Através da utilização da incisão transapical, os dados de pressão e volume podem ser facilmente obtidos no sistema de coração isolado. Nesta experiência, um coração de porcino, que tinham sido armazenadas em frio (4 ° C) solução de conservação de 2 horas foi usado. Após a introdução inicial do cateter PV, as laçadas foram de baixa qualidade (figura 4a), com múltiplas áreas de cruzamento e não há componentes do ciclo cardíaco discerníveis. No entanto, com o mínimo de manipulação do cateter no interior do ventrículo, a morfologia circuito melhorado dramaticamente (Figura 4b), o que permite que as medições sejam obtidos.
ve_content "> Apesar optimização da posição do cateter, as laçadas adquiridos no circuito de ex vivo (Figura 5, linha superior) pode ter uma morfologia diferente das laçadas em vivo (Figura 5, linha inferior). Estas alterações morfológicas laço são provavelmente devido a diferente orientação do coração no circuito em comparação com um animal em decúbito dorsal, bem como a falta dos anexos anatómicas encontradas dentro de um animal vivo (como pericárdio). Além disso, o uso de fios de estimulação para ajudar a regular o ritmo cardíaco ( local de ligação recomendada: septo interventricular) introduz uma corrente elétrica externa, levando aos picos observados na parte inferior direita do ex vivo laços No entanto, desde que estes laços ainda apresentam os componentes do ciclo cardíaco, podem ainda produzir dados interpretáveis.. A Tabela 1 apresenta os vários parâmetros funcionais obtidos com estes laços pressão-volume usando o cateter PV. A estática de armazenagem a frio provavelmente causado algum dano intrínseco ao coração, o que ajuda a explicar algumas das alterações nos valores obtidos no circuito, em comparação com as medições in vivo. Algumas das variações dentro das variáveis dependentes de carga também é devido aos prováveis diferenças na pré-carga entre o circuito eo animal vivo.
Figura 1. Diagrama do aparelho.
Figura 2. Medições de pressão da raiz da aorta Representante durante a reperfusão.
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Figura 3. Exemplos de alterações a pressão da raiz da aorta, que pode ocorrer durante a reperfusão. Estas mudanças podem ser gradual e de auto-correção (A), ou abrupta e exigir mudanças nas configurações da bomba centrífuga (B).
Figura 4. Laços de pressão-volume obtidos após a inserção inicial do cateter transapical (A) e depois da manipulação do cateter menor (B). Nota a melhoria da morfologia circular, pelo que a passagem do laço é eliminado e os elementos do ciclo cardíaco são reconhecíveis . Os picos na porção inferior direita de ambos os conjuntos de alças estão, devido à utilização de uma lebre, o que introduz um sinal eléctrico extrínseca.
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Figura 5. Medições de pressão de volume representativo tomado no circuito vivo ex (top de linha), com medições in vivo (linha inferior) para comparação. Novamente, picos de marcapasso pode ser visto no canto inferior direito de ambos os conjuntos de ex vivo loops.
Tabela 1 Parâmetros funcionais obtidos para um coração de porcino in vivo (coluna da esquerda) e no aparelho de funcionamento do coração após 2 horas de armazenamento a frio (coluna da direita) de CO:.. Débito cardíaco; E um: elastância arterial; EDPVR: End diastólica relação pressão-volume; EDV: volume diastólico final; ESPVR: End sistólica relação pressão-volume; PRSW: trabalho sistólico pré-recrutável; PVA:zona de pressão-volume; SV: volume sistólico; SW: trabalho derrame.
Discussion
O isolado de Langerdorff perfusão do coração aparelhos e modelo de coração levaram a algumas das descobertas mais fundamentais da fisiologia cardíaca, patologia e farmacologia. Versatilidade deste modelo permite a sua utilização com uma grande variedade de espécies, sob uma variedade de condições normais e patológicas 1-18. No entanto, o modelo de coração isolado não é comumente usado para grandes mamíferos, especialmente os corações humanos, em parte devido ao aumento da complexidade do projeto, tanto aparelhos e coleta de dados. Portanto, o protocolo aqui apresentado demonstra uma tentativa de melhorar essas complexidades, que resulta em um meio relativamente reprodutíveis de estudar corações suínos isoladas.
Um componente crucial da nossa configuração é a substituição da câmara de complacência arterial / pós-carga com uma bomba centrífuga. Esta troca permite maior controle da pressão de perfusão coronária e pós-carga em Langendorff e modos de trabalho, coração respectivamente, permite que este set-up para ser facilmente adaptado aos corações de diferentes tamanhos e espécies. Por exemplo, neste projeto, corações suínos são reperfundido a 40-45 mmHg, enquanto que os corações humanos são reperfundido em 60-65 mmHg. Esta mudança de pressão é alcançado simplesmente ajustando as configurações da bomba centrífuga; nenhum componente do sistema tem de ser ajustado fisicamente. Além disso, a colocação de um transdutor de pressão dentro da raiz aórtica para monitorar as pressões de raiz permite fácil transição entre o fluxo e pressão constante durante o modo de Langendorff. Embora esta mudança remove a câmara de amortecimento clássico, a bomba centrífuga, permitindo que o fluxo bidireccional ocorre com base no gradiente de pressão, pode servir como uma câmara de amortecimento. Com o volume de ejeção sístole e ejetado, fluxo retrógrado através da bomba serve para diminuir a pressão pós-carga, replicando a elasticidade da aorta.
O design aberto deste aparelho também é importante. Tendo o coração pendurado em um um abertorea, em vez de uma câmara ou funil semi-fechado, permite a instrumentação mais fácil para as medições de pressão e volume. O design aberto permite o uso de uma incisão transapical para a colocação do cateter LV, evitando a abordagem transvalvar. A abordagem transvalvar é tecnicamente mais difícil, e geralmente requer fluoroscopia para a colocação correta. Além disso, esta abordagem também pode induzir a insuficiência valvular. Utilizando a abordagem transapical, que de forma segura e facilmente colocar o cateter no interior do ventrículo esquerdo, enquanto eliminando os custos e inconvenientes de fluoroscopia extra. O design aberto também oferece fácil acesso para a ecocardiografia e coleta de efluentes, ampliando ainda mais os parâmetros funcionais e bioquímicas que podem ser avaliados, enquanto no sistema.
O design aberto, facilitando a coleta de dados, faz a regulação da temperatura do miocárdio mais difícil. A manutenção da temperatura fisiológica é um dos problemas conhecidos com um Langendorffou trabalhando sistema coração 1,3,11,13. O sistema de Langendorff tipicamente contém uma câmara térmica que ajuda a manter uma temperatura adequada, mas esta câmara também torna a inserção de um cateter de pressão-volume ventricular mais difícil. Para resolver a regulamentação do projeto aberto temperatura inferior, um trocador de oxigenador / calor foi colocado após o reservatório. O espaço mínimo entre o permutador de calor e a cânula aórtica reduz a perda de calor, e a sonda de temperatura do miocárdio assegura normotermia. A utilização de tubos com camisa de aquecimento ou de fontes externas, também podem ser usadas para ajudar a controlar a temperatura.
Outro elemento único deste protocolo é lavar o sangue autólogo do porco em estudo e reconstituindo-lo com soro fisiológico. Embora, a utilização quer de perfusato de sangue completo ou glóbulos vermelhos do sangue aumentada com tampões cristalóides não é raro, se manifesta com problemas. O primeiro geralmente requer um animal doador, o que acrescenta substcustos antial para o experimento, enquanto o último pode ter problemas de imunogenicidade, uma vez que geralmente é derivado 1,11-13 sangue bovino. Ao lavar o sangue do próprio porco original, o protocolo requer apenas um único animal e as questões de imunogenicidade são ablated. Além disso, o processo de lavagem remove a maior parte dos electrólitos, o que significa que pode ser facilmente manipulado por os parâmetros experimentais. Finalmente, utilizando-se uma unidade de conservação do sangue elimina a maioria das proteínas no sangue, o que é uma vantagem e desvantagem deste processo. A vantagem é que toda a coagulação e proteínas infecciosas / imunológicos são removidos, diminuindo a probabilidade de formação de coágulos ou contaminação. A desvantagem é que esta mistura tem uma baixa pressão oncótica, o que pode conduzir a um edema do miocárdio e, possivelmente, perda da função cardíaca ao longo do tempo. Esta questão pode ser abordada, contudo, por meio da adição de albumina ou de outra colóide.
Garantir que um tamanho adequado de umaimal e cateter ter sido seleccionada é tão importante como a utilização do aparelho de coração de funcionamento. Idealmente, o cateter irá ser colocado com todos os eléctrodos de detecção dentro do espaço ventricular, com dois eléctrodos de excitação (ou seja, os eléctrodos mais proximal) fora do espaço ventricular. Se cavidade ventricular do animal é muito pequena, ou o espaçamento entre os eléctrodos é muito grande, então todos os segmentos não vai encaixar dentro do espaço de LV. Embora a localização dos eléctrodos de excitação pode ser ajustada, de uma pequena cavidade LV também pode fazer com que o cateter dobre ou curva, tornando difícil a recolha de dados. Portanto, para análise funcional de corações de animais grandes, um tamanho de animais de pelo menos 60 kg é recomendada. Com um animal deste tamanho, espaçamento de eléctrodo de 7 milímetros geralmente permite a completa inserção do cateter.
Em conclusão, este manuscrito descreve um sistema isolado trabalhando coração que simplifica a regulação da pressão de perfusão, col dadoslição, e design em geral, ao mesmo tempo que o controle apenas um pouco mais difícil de temperatura. Essas modificações no coração isolado venha permitir a sua maior utilização com grandes corações de mamíferos, incluindo seres humanos, promovendo a nossa compreensão da patologia cardíaca e permitindo que as opções de tratamento mais clinicamente relevantes a serem descobertos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PowerLab 16/35 with LabChart Pro | ADInstruments | PL3516/P | |
| MPVS Ultra Pressure-Volume Unit | ADInstruments | 880-0168 | |
| Ventri-Cath Catheter (5F, 12E, 7 mm, DField, Straight, 122 cm) | Millar | VENTRI-CATH-507s | |
| Pressure Catheter (3.5F, Single, Straight, 100 cm, Ny, Non Repairable) | Millar | SPR-524 | |
| PV Extension Cable (10 ft) | ADInstruments | CEC-10PV | |
| Catheter Interface Cable (10 ft) | ADInstruments | PEC-10D | |
| Rho Calibration Cuvette | ADInstruments | 910-1060 | |
| MPVS Ultra BNC Cable Pack | ADInstruments | 880-0172 | |
| Autotransfusion system | Sorin | 7320000 | |
| Bowl Set with Low Volume (135 ml) Centrifuge Bowl | Sorin | 7135100 | |
| Oxygenator/Heat Exchanger | Terumo | 3CXSX18RX | |
| Perivascular flow probe | Transonic Systems | PAU Series | Size of flow probe will depend on animal size; for 60 kg pig, recommend 20 or 24 mm probe |
| Perivascular flowmeter module | Transonic Systems | TS420 | |
| Myocardial temerpature sensor | Smiths Medical | MTS-40015 | |
| 16 G 1" Regular needle | BD Inc. | 305197 | |
| 4-0 polypropylene suture (double-arm) | Ethicon | 8526H | For purse-string stitches |
| 2-0 polypropylene suture (single-arm) | Ethicon | 8833H | |
| Cable ties | ULINE | S-1021 | |
| Cable tie gun | ULINE | H-241 | |
| Clear, Flexible PVC Tubing | VWR International | 89068 | Inner diameter depends on cannulas, pumps and other equipment used; most commonly use 1/4", 3/8" tubing |
| Straight Tubing Connectors | VWR International | 46600 | |
| Y-Shaped Tubing Connectors | Thermo Scientific | 6152 | |
| Jacketed Bubble Trap | Radnoti | 14040 | For preload chamber |
| Centrifugal pump | Maquet | 70105 | The centrifugal pump and roller pumps were obtained used from perfusion department after clinical use. |
| Roller pumps | Maquet | HL-20 | |
| Hemostasis Valve | Merit Medical | MAP150 | |
| Blood gas analyzer | Instrumentation Laboratory | 570001000 |
References
- Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szelag, A., Schulz, R. Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 55, 113-126 (2007).
- Cheung, P. Y., et al. Matrix metalloproteinase-2 contributes to ischemia-reperfusion injury in the heart. Circulation. 101, 1833-1839 (2000).
- Ytrehus, K.
- Ferdinandy, P., Schulz, R. Nitric oxide, superoxide, and peroxynitrite in myocardial ischaemia-reperfusion injury and preconditioning. British Journal of Pharmacology. 138, 532-543 (2003).
- Ohno, N., et al. Transplantation of cryopreserved muscle cells in dilated cardiomyopathy: effects on left ventricular geometry and function. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 126, 1537-1548 (2003).
- Hamlin, R. L., et al. Sensitivity and specificity of isolated perfused guinea pig heart to test for drug-induced lengthening of QTc. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 49, 15-23 (2004).
- Lee, M. S., Lill, M., Makkar, R. R. Stem cell transplantation in myocardial infarction. Reviews in Cardiovascular Medicine. 5, 82-98 (2004).
- Ryugo, M., et al. Myocardial protective effect of human recombinant hepatocyte growth factor for prolonged heart graft preservation in rats. Transplantation. 78, 1153-1158 (2004).
- Valentin, J. P., Hoffmann, P., De Clerck, F., Hammond, T. G., Hondeghem, L. Review of the predictive value of the Langendorff heart model (Screenit system) in assessing the proarrhythmic potential of drugs. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 49, 171-181 (2004).
- Southworth, R., Blackburn, S. C., Davey, K. A., Sharland, G. K., Garlick, P. B. The low oxygen-carrying capacity of Krebs buffer causes a doubling in ventricular wall thickness in the isolated heart. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 83, 174-182 (2005).
- Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50, 940-950 (2011).
- Hearse, D. J., Sutherland, F. J. Experimental models for the study of cardiovascular function and disease. Pharmacological Research: the Official Journal of the Italian Pharmacological Society. 41, 597-603 (2000).
- Sutherland, F. J., Hearse, D. J. The isolated blood and perfusion fluid perfused heart. Pharmacological Research: the Official Journal of the Italian Pharmacological Society. 41, 613-627 (2000).
- Hill, A. J., et al. In vitro studies of human hearts. Ann Thorac Surg. 79, 168-177 (2005).
- Colah, S., et al. Ex vivo perfusion of the swine heart as a method for pre-transplant assessment. Perfusion. 27, 408-413 (2012).
- Ozeki, T., et al. Heart preservation using continuous ex vivo perfusion improves viability and functional recovery. Circ J. 71, 153-159 (2007).
- Garbade, J., et al. Functional, metabolic, and morphological aspects of continuous, normothermic heart preservation: effects of different preparation and perfusion techniques. Tissue engineering. Part C, Methods. 15, 275-283 (2009).
- Poston, R. S., et al. Optimizing donor heart outcome after prolonged storage with endothelial function analysis and continuous perfusion. Ann Thorac Surg. 78, 1362-1370 (2004).
