Introduction
Åldersrelaterad makuladegeneration (AMD) är en av de främsta orsakerna till blindhet hos individer över 50 år 1-3. AMD kan delas in i två former: atrofisk ("torr") AMD och neovaskulär ("våt") AMD. Den förra utmärkes av geografisk atrofi av det retinala pigmentepitelet (RPE), choriocapillaris och fotoreceptorer, medan den senare kännetecknas av invasionen av onormala fartyg från åderhinnan in i de yttre retinaskikt orsakar läckage, blödning, och fibros, och slutligen vilket leder till blindhet 1,2. Av de två formerna, svarar neovaskulär AMD för majoriteten av synförlust 1. Lyckligtvis har denna form många effektiva farmakologiska alternativ förvaltning, medan dess atrofisk motsvarighet för närvarande har ingen visat medicinska behandlingar 3. Dessutom, eftersom den neovaskulära formen har lätt åter kapitulerade i en djurmodell, har det varit mer allmänt tillgänglig för grundläggande AMD forskning undersöker de underliggande sjukdomsmekanismer i syfte att utveckla nya terapier 4.
Den första djurmodell av experimentell koroidal kärlnybildning (CNV) har utvecklats av Ryan et al. i icke-mänskliga primater 5. Denna modell inducerad bristning av Bruch membran via laserfotokoagulation, vilket orsakade en lokal inflammatorisk reaktion som leder till angiogenes liknande den som ses i neovaskulär AMD. Den histopatologiska progression av angiogenes efter laser induktion befanns härma neovaskulär AMD, som bekräftade modellens giltighet 6. Icke-mänskliga primater erbjuda den mest liknande anatomi till människor, men tyvärr är dyra att underhålla, kan inte vara lätt genetiskt manipuleras, och har en långsam tidsförloppet för sjukdomsprogression 7. I motsats, gnagarmodeller är mycket mer kostnadseffektivt att underhålla, kan vara genetiskt manipulerade med relativ lätthet, och har en mycket snabbare paRSE av sjukdomsprogression (experiment kan utföras på en tidsskala veckor kontra månader). Dessa experiment bör endast utföras i pigmenterade gnagare som det är mycket svårt att visualisera i albinodjur.
Musen laserinducerad CNV modellen utvecklades först av Campochiaro gruppen i slutet av 90-talet 10, har vuxit till att bli den dominerande djurmodell i de flesta av de senaste studierna 11-16. På grund av den komplexa och fortfarande oklara patogenes av CNV, har laser modellen tillämpats i alla aspekter av våt AMD forskning som sträcker sig från att studera de molekylära mekanismer som driver angiogenes att utvärdera nya behandlingsmetoder för framtida humant bruk. Exempelvis Sakurai et al. och Espinosa-Heidmann et al., används laser modell för att undersöka effekten av makrofager på utvecklingen av CNV med användning av transgena möss och farmakologiska utarmningsbehandlingar 15, 16. Giani et al., och Hoerster m.fl.. Begagnade optisk koherens tomografi (OCT) att avbilda laserinducerad CNV i ett försök att karakterisera utvecklingen av CNV och jämföra histopatologiska resultat till resultaten ses på oktober avbildning 12,17. Slutligen har studier med intravitreal injektion av anti-angiogena medel använts som en förutsättning för mänskliga försök och var avgörande för utvecklingen av den första generationen av anti-VEGF-medel som används vid hantering av neovaskulär AMD idag 10,18,19.
Alternativa modeller för experimentell CNV använder kirurgiska metoder för att inducera CNV. Detta förfarande innebär att injicera pro-angiogena ämnen (t.ex. rekombinanta virala vektorer som överuttrycker VEGF, subretinal injicering av RPE-celler och / eller polystyrenpärlor) för att efterlikna den ökade VEGF uttryck ses i neovaskulär AMD, med målet att orsaka angiogenes 8,20. Emellertid ger denna metod en drastiskt lägre förekomst av kärlnybildning; Dessa studier visade att CNV iC57 / BL6-möss förekommer hos 31% av injektioner kontra ~ 70% framgång ses i laserfotokoagulation metoden i samma stam av möss 8,14. Av dessa skäl, och med tanke på fördelarna med att använda gnagare kontra icke-mänskliga primater har musmodell av laserinducerad CNV blivit standarddjurmodell av CNV för de flesta neovaskulär AMD studie experiment 8.
Musen ögat är en världsdelen, känslig vävnad att arbeta med. Manövrering av ögat för att visualisera näthinnan är svårt och kräver mycket övning tills behärskning uppnås. Denna uppgift är komplicerad genom det faktum att den måste läras med den dominanta och icke-dominanta handen. Dessutom, efter de fina rörelser som krävs för att visualisera näthinnan har lärt sig samordningen mellan båda händerna och fotpedalen använder laser är viktiga. I detta papper, försökte vi att destillera de utmaningar som att lära alla de fysiska manipulationer inblandade i laserinducerad CNV procedure i en guide som skulle hjälpa operatörer att uppnå snabba framgångar med denna modell.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djuren behandlas i enlighet med handledningen för skötsel och användning av försöksdjur 2013 Edition, Föreningen för forskning i Vision och oftalmologi (ARVO) Uttalande för användningen av djur i Ophthalmic och Vision Research, och som har godkänts av Institutional Animal Skötsel och användning kommittén för Northwestern University.
Obs: Följande procedur kan göras helt med en operatör; Det är emellertid mycket effektivare genomförts med två operatörer med uppgifterna delas därefter.
1. Förbered Laser och Pre-laser Station
- Placera lasern och spaltlampa där det kan vara lättillgänglig. Slå på laser och ställa till förutbestämda parametrar (t.ex. 75 pm punktstorlek, 100 mW effekt, 100 ms varaktighet).
VARNING: Se till att operatören bär alla tecken djur och lasersäkerhet personlig skyddsutrustning och relevant laser säkerhet visas utanför förfarandet rummet.- Innan du använder någon försöksdjur, hitta idealiska parametrar med hjälp av en kalibrerings, icke-experimentell mus. Laserparametrar kommer att bero på den använda lasern. Ideala parametrar definieras med den lägsta lasereffektinställning som konsekvent orsakar "bubbla" -bildning vid korrekt fokuserad. Se video till exempel av skada med riktig "bubbla" formation.
- Förbered pre-laser station så att anestesi, djur varmare, vävnads våtservetter och alla ögondroppar (tropikamid, Tetrakain och artificiella tårar) är lätt inom räckhåll för operatören.
- Se till att djur varmare förvärms till rätt temperatur (37 ° C) före injektion bedövningsmedel i första musen för att undvika anestesi-inducerad hypotermi.
- Placera musen etapp på varmare så det kan behålla värmen och förbli varm när laserförfarande inleds.
2. Mus Anestesi och Pre-laser Förberedelse
- Före injiceraing anestesi, inspektera ögat makroskopiskt för att säkerställa att den inte har några missbildningar eller avvikelser som minskar hornhinnans klarhet (t.ex. katarakt).
- Väg musen.
- Spela vikt, kön, och djurens ID-nummer.
- Med hjälp av vikt, beräkna lämplig mängd bedövningsmedel som ska användas baserat på riktlinjer som institution (t.ex. 100 mg / kg ketamin hydroklorid, 10 mg / kg xylazin ELLER tribromoethanol 250 mg / kg, för en 20 g mus injicera 0,20 ml xylazin / ketamin cocktail eller 0,25 ml tribromoethanol). Har en tabell över färdig beräknade doser per vikt i steg om 1 g för att minska räknefel.
- Scruff mus och injicera bedövningsmedel intraperitonealt baserat på beräkningar i steg 2.4.
- Placera musen på djur varmare och vänta tills musen är helt sövd genom att kontrollera pedalen reflex via tå nypa (ca 3-5 min).
- Rulla upp en vävnad torka och skydda musens nasala området för att förhindra aspiratjon flytande roll-off. Tillgänglighets mus på sin sida och placera en droppe (ca 30 | j, l) av tetrakain-hydroklorid i varje öga för topisk anestesi. Vänta 2 min för lösning ska börja gälla.
- Upprepa steg 2,7 med en droppe av topisk Tropikamid för pupillvidgning. Alternativt kan du använda fenylefrinhydroklorid (2,5%) för utvidgning.
- Vänta 2 min för lösningar för att träda i kraft; hålla djur på varmare under denna tid.
- Efter lämplig tid har förflutit, snabbt placera musen på musen scenen och placera scenen på hakan resten av spaltlampa.
- Slå på spaltlampan till den lägsta ljus ljusstyrka och kontrollera graden av pupillvidgning. Om eleven inte är tillräckligt dilaterade (ca 2,5-3 mm), åter musen djur varmare och vänta. Alternativt, administrera en droppe Tropikamid. När ögat är tillräckligt utvidgad, fortsätt till laserförfarande.
3. Laser Förfarande
Obs: Se till att andra pFör personer i rummet bära skyddsglasögon när bort från laser skyddad spaltlampa okular
- Justera placeringen av musen på mus-scenen, så att det är ett idealiskt läge för visualisering av synnerven (se 3.1.2).
- Orientera musen på dess hållare så att det ligger horisontellt, vinkelrätt mot spaltlampa balk, med huvudet vid en sida och svans vid den andra. Perfekt mus placering gör synnerven visualisering mycket lättare när täckglas tillämpas.
- Något Vänd på musen så att den befinner sig på ett ~ 170 ° vinkel med huvudet närmare laseroperatör.
- Se till att musen är så nära som möjligt för att spaltlampa, men ändå i ett läge där den är stabil och där operatörens hand kommer att ha tillräckligt med utrymme för fina manipulering.
- Efter musen ett idealiskt läge, placera en droppe av artificiell tårlösning på en 25 mm x 25 mm täckglas.
- Placera en droppe av artificiell tårlösning på musens opposite ögon - detta kommer att garantera öga hydrerad och hjälpa fördröjningskataraktbildning.
- Håll hörn av täck mellan tummen och pekar fingrar; läge så att glaset pressas mellan spetsarna på båda fingrarna.
- Wrap försiktigt de återstående tre fingrarna runt djurets kropp för stöd och hand stabilisering. Position hand så att glastäck kan lätt placeras på musen öga.
- Se till att handleden stabiliseras på ett fast underlag för att minska handtremor.
- När stabilt läge erhålls, tryck försiktigt täckglas (med droppe av artificiell tår fortfarande vidhäftade) på musens ögat.
- Se till att täckglas är positionerad så vinkelrätt som möjligt för laserstrålen, för att förhindra laserstrålen spridning eller reflektion. Täckglas fungerar som en kontaktlins att platta till hornhinnan.
- Titta igenom spaltlampa och med fria händer toggle fokusera until näthinnan kan visualiseras. Näthinnan kommer att ha en ljusgul / röd färg beroende på platsen visualiseras kommer distinkta, röda fartyg vara synliga.
- Långsamt och försiktigt manipulera mus huvud och / eller täck tills visualisera synnerven. Synnerven blir gul färg med flera fartyg som strålar ut från den.
- När operatören har bekräftat visualisering av synnerven, slå på laserfokuseringsstråle.
- När laserstrålen är påslagen, manövrera laserfokuserings strålen till önskat läge (ca 1 skivdiameter från synnerven).
- Fokus laserstrålen på RPE i ögat fundus. Korrekt fokus uppnås genom att ha de skarpaste och tydligaste laserstrålen. Om syftar strålen ser oval eller oskarp, växla spaltlampa fokus eller åter ställning täckglas.
- När sikt strålen är fokuserad på RPE, initiera laser administration med hjälp av laser fot trigger.
- Var noga med att undvika näthinnekärl att förhindra intraokulära hanmorrhage.
- Håll utkik efter uppkomsten av en bubbla omedelbart efter laser administration. Konturen av laser skott bör vara tydliga och inte dimmigt på något sätt.
- Om laserskott inte resulterar i bubbelbildning eller område som påverkas ser dimmigt (grumligt utseende med dåligt definierad cirkulär gränsen mot klart, skarpt avgränsade gränsen till ett ordentligt genomslag), eller om blödning ses efter laser administration, inte inkludera dessa skador för framtida analys.
- Upprepa steg från 3,10 till 3,12 för alla önskade CNV positioner (vanligtvis på 3, 6, 9 och 12 klockan positioner runt synnerven). Om laser induktioner appliceras vid ungefär samma avstånd från synnerven, bör omfokusering inte vara nödvändigt. Men på grund av den starka krökningen hos mus ögat och små variationer som kan finnas i näthinnan, inrikta strålen kan vara nödvändiga mellan laser administrationer i följd.
- Spela in i en anteckningsbok på plats och resultatet av each laserskott administration och resultat (lyckad, grumlig, blödning, osv.) för varje administrerad skott för ögat. Var noga med att placera lasern i standby-läge när den inte används.
- Upprepa 3,1-3,14 för musens andra ögat, om det behövs, genom att använda den andra handen för stabilisering och ett nytt täckglas.
- Efter alla önskade laserskott administreras, stänga av laser och spaltlampa.
- Kasta täck och plats musen på varmare för återhämtning från anestesi. Makroskopiskt inspektera öga för någon skada och placera en droppe av artificiell tårlösning att hålla ögat hydrerad och eventuellt förhindra framtida katarakt utveckling. När musen återhämtar sig från anestesi, tillbaka till buren.
| AVERTIN | AVERTIN | AVERTIN | XYL / KET | XYL / KET | |
| Mus Vikt (g) | Dos (mg / kg) | Bedövningsmedel Dos (ml) | Dos (mg / kg) | Bedövningsmedel Dos (ml) | |
| 15 | 250 | 20 | 0,1875 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,15 |
| 16 | 250 | 20 | 0,2 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,16 |
| 17 | 250 | 20 | 0,2125 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,17 |
| 18 | 250 | 20 | 0,225 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,18 |
| 19 | 250 | 20 | 0,2375 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,19 |
| 20 | 250 | 20 | 0,25 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,2 |
| 21 | 250 | 20 | 0,2625 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,21 |
| 22 | 250 | 20 | 0,275 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,22 |
| 23 | 250 | 20 | 0,2875 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,23 |
| 24 | 250 | 20 | 0,3 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,24 |
| 25 | 250 | 20 | 0,3125 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,25 |
| 26 | 250 | 20 | 0,325 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,26 |
| 27 | 250 | 0,3375 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,27 | |
| 28 | 250 | 20 | 0,35 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,28 |
| 29 | 250 | 20 | 0,3625 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,29 |
| 30 | 250 | 20 | 0,375 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,3 |
Tabell 1: XyIKet dosering Chart.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kvantifiering av CNV-lesioner kan utföras genom analys av platta monterade choroids använder immunofluorescensfärgning att märka CNV fartygen. De två vanligaste använda metoderna för framställning vävnad är FITC-dextran märkning görs via perfusion omedelbart före djuroffer, eller obduktion immunofärgning med en endotelcell markör. Båda dessa metoder har tidigare beskrivits i detalj 13,14,21; Figurer 1 och 2 visar exempel på varje resp. Efter konfokalmikroskopi bild förvärv, antingen område (2-Mått) eller volym (3-Mått) kan beräknas och visualiseras med ImageJ programvara eller Volocity. Förutom kvantifiering kan oktober avbildning användas för att visualisera CNV lesionen in vivo. Ett exempel på en tvärsnittsbild av näthinnan med resulterande CNV visas i figur 3.
lt = "Figur 1" src = "/ filer / ftp_upload / 53502 / 53502fig1.jpg" />
Figur 1:. CNV Perfusion Färgning & Area (2D) räkneexempel (25X) (A) FITC dextran perfusion CNV skada. (B) ImageJ område kvantifiering metod via tröskel. Musstammen. C57BL / 6J Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: CNV immunfärgning och volym (3D) räkneexempel (25X) (A) isolectin GS-IB4 färgade CNV skada.. (B) 3D rekonstruktion av CNV skada en vy framifrån. (C) 3D-rekonstruktion sidovy (B och C ett kakel bredd = 35 | im). Musstam: C57BL / 6J.g2large.jpg "target =" _ blank "> Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3:. Oktober tvärsnitts CNV Visualisering (A) oktober en face utsikt över CNV skada. (B) oktober tvärsnitts B-genomsökning av näthinnan med CNV inringat i gult. Musstammen. C57BL / 6J Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det finns flera faktorer som kan påverka laser leverans och resulterande CNV lesion utveckling efter framgångsrik laser-induktion. Dessa faktorer bör styras om och standardiseras för att få de mest tillförlitliga resultat. Den mest relevanta av dessa faktorer är val mus (genotyp, ålder och kön), bedövningsmedel val, och laser inställningar.
Den specifika musmodell som används kan ha en betydande effekt på kursen för CNV utveckling. Den mest använda genotypen är C57BL / 6-mus. Säljaren som djuren erhålls kan påverka den resulterande CNV storlek. Dålig et al., visat signifikanta skillnader i slut CNV lesionsstorleken i C57BL / 6-möss från Jackson, Charles Rivers, och Taconic laboratorier, med möss från Taconic utvecklings betydligt större CNV än de två andra leverantörer 4. Därför kommer inköp från ett bolag och att använda alla möss från samma leverantör bidrar till att minimera yttre skillnaderi CNV lesionsstorlek. Ålder och kön hos mus har också visat sig vara en viktig faktor att beakta när man utformar experimentet. Honmöss utveckla mer CNV än hanmöss i samma ålder, och äldre möss av båda könen utveckla mer CNV än yngre möss 22,23. Beroende på de experimentella parametrar, bör operatörerna hålla dessa faktorer i åtanke. Till exempel, om operatörerna använder laser-CNV förfarande för att belysa mekanistiska och narkotikautvecklingsändamål, båda könen i olika åldrar bör användas för att definiera mekanismer som är specifika för könen och de som inte är det.
Korrekt anestesi är ett kritiskt steg för detta förfarande, särskilt under inlärningsprocessen. De flesta IACUC godkända regimer kan inducera anestesi under minst 15-30 minuter, vilket är mer än tillräckligt med tid för att leverera 4-5 laserskott till varje öga så snart förfarandet har bemästrat. Men om alltför mycket tid har förflutit, kan anestesi leda till reversibel lins opacitet, rendering ögat optiskt ogenomträngligt för experimentell CNV 24. De två viktigaste protokoll som används för att inducera anestesi är en xylazin / ketamin cocktail eller tribromoethanol (TBE) levereras intraperitonealt. Även om vissa rapporter posit fördelarna med TBE till xylazin / ketamin när det gäller kataraktbildning, både så småningom resultera i utvecklingen av en grumlig lins om operatören inte fungerar snabbt 14. Ett sätt att förlänga tiden innan kataraktutveckling är att upprätthålla hydratiseringen av ögat, såsom nämns i den detaljerade protokoll, genom tillämpning av artificiella tårar 25. Denna metod, oavsett bedövningsmedel ämne som används, bör bidra till att fördröja kataraktbildning och ger föraren mer tid att avsluta proceduren.
Laser inställningar kan vara en viktig faktor i den tillförlitligt induktion av CNV. Kalibrering av lasereffekten och varaktighet är ett viktigt första steg innan de utför proceduren på försöksdjur. Laserskottsom orsakar blödningar eller är ur fokus utan bubbelbildning bör undantas från beräkningen, eftersom det stör utvecklingsprocessen CNV. Om flera fartyg sönder orsakar diffusa blödningar, bör uteslutas hela ögat. Helst ska lägsta effektförbrukning och kortast av laser som konsekvent spricker Bruch membran som orsakar blåsbildning och en skada med tydlig avgränsning användas 4. Protokoll experimenterar med olika effektinställningar har visat att ökad effekt och varaktighet leda till överdriven vävnadsskada och därefter lägre hastigheter av CNV formation 4, 14,17. Vidare, placering av laserskada kan också påverka CNV utveckling. Konsekvenser levererade cirka 1 skivdiameter (DD) från den optiska skivan gav betydligt större område CNV volymer än de som levereras <1 DD eller 2 eller fler DDs bort 23. Beroende på den post-laseranalys, lesion plats kan eller kan inte vara avgörande. Till exempel,om en oktober bild ska erhållas av alla skador, är viktig centralt läge runt synnerven. I motsats, om skador ska analyseras via platt fäste, är skada plats inte lika avgörande. Slutligen, se till att sista skott inte placeras för nära varandra eller annars två lesioner kan "växa" tillsammans.
CNV analysen är en robust metod för att experimentellt studera neovaskulär AMD. Den angiogenes följd av laser induktion liknar på plats och helhetsintryck till angiogenes observerats i humana AMD patienter. Men det är långt ifrån en perfekt modell. Till skillnad från det mänskliga ögat, behöver möss inte har en definierad makula, och akut skada relaterad angiogenes ses i laserinducerad CNV modellen skiljer sig i grunden från det genetiskt influerad, kronisk patologi AMD 7,8,14. Musen retinal miljön är frisk och den resulterande angiogenes sker som en reaktion på skador orsakade av laserpåverkan, snarare än genetisk / environmental faktorer och ålder, som i human AMD. I motsats, är den mänskliga näthinnan miljön i AMD i ett tillstånd av kronisk inflammation, då avvikelser i VEGF-uttryck och andra cytokiner orsakar CNV 3. Det är uppenbart att den neovaskulära utvecklingen i dessa två miljöer markant olika.
Sammanfattningsvis är laserinducerad CNV protokoll en som är från början svårt att utföra men i slutändan givande att bemästra. Den fina fingerfärdighet som krävs för att hålla musen och täck, samt manipulera täck och mus huvudet för att visualisera synnerven är övningar som kräver tålamod och praxis, särskilt eftersom de behöver utföras väl med antingen operatörens händer. Men när tekniken lärt sig det kan vara ett effektivt sätt att genomföra experimentell CNV och kan appliceras på de flesta aspekterna av neovaskulär AMD forskning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 532 nm (green) argon ophthalmic laser | IRIDEX | GLx | any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used |
| slit lamp | Carl Zeiss | 30SL-M | any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser |
| tribromoethanol | Sigma | T48402-25G | used to make anesthetic |
| tert-amyl alcohol | Sigma | 152463-1L | used to make anesthetic |
| amber glass vials + septa | Wheaton | WH-223696 | tribromoethanol storage |
| tissue wipes | VWR | 82003-820 | miscellaneous |
| 1% Tropicamide | Falcon Pharmaceuticals | RXD2974251 | pupillary dilation |
| 0.5% Tetracaine hydrochloride | Alcon | 0065-0741-12 | topical anesthesia |
| artificial tears | Alcon | 58768-788-25 | hydration |
| heat therapy pump (for animal warming) | Kent Scientific | HTP-1500 | used to maintain animal body temp |
| warming pad | Kent Scientific | TPZ-0510EA | maintains animal body temperature |
| 30 G insulin needles | BD | 328418 | IP anesthesia injection |
| scale | American Weigh Scale | AWS-1KG-BLK | mouse weighing |
| cover slip (25 mm x 25 mm) | VWR | 48366089 | flatten cornea to visualize mouse retina |
| xylazine | obtained from institution | obtained from institution | anesthesia |
| ketamine | obtained from institution | obtained from institution | anesthesia |
| Volocity | PerkinElmer | used for volumetric re-construction | |
| ImageJ | National Institutes of Health | used for image analysis |
References
- Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L.
- Congdon, N., et al. Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).
- Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W.
- Poor, S. H., et al. Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation. IOVS. 55, 6525-6534 (2014).
- Ryan, S. J. The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration. Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).
- Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization. IOVS. 31, 899-908 (1990).
- Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. Animal models of age related macular degeneration. Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).
- Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization. Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).
- Zeiss, C. J. REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth. Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).
- Tobe, T., et al. Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model. Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).
- He, L., Marneros, A. G. Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar. Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).
- Hoerster, R., et al. In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).
- Jawad, S., et al. The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model. IOVS. 54, 5959-5970 (2013).
- Lambert, V., et al. Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice. Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).
- Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3578-3585 (2003).
- Espinosa Heidmann, D. G., et al. Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3586-3592 (2003).
- Giani, A., et al. In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography. IOVS. 52, 3880-3887 (2011).
- Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization. IOVS. 41, 3158-3164 (2000).
- Reich, S. J., et al. Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model. Molr Vis. 9, 210-216 (2003).
- Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor. IOVS. 41, 3582-3589 (2000).
- Claybon, A., Bishop, A. J. R. Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium. JoVE. , 2563 (2011).
- Espinosa-Heidmann, D. G., et al. Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 43, 1567-1573 (2002).
- Zhu, Y., et al. Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization. PLoS ONE. 9, e94743 (2014).
- Weinstock, M., Stewart, H. C. Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens. British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).
- Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).
