Summary
Her præsenterer vi en protokol til intra-hjerteinjektion af humane prostatacancerceller for at generere en musemodel med knoglemetastaselæsioner.
Abstract
Som den mest almindelige mandlige malignitet ligger prostatakræft (PC) på andenpladsen i dødelighed, primært på grund af en 65% -75% knoglemetastaserate. Derfor er det vigtigt at forstå processen og relaterede mekanismer for prostatakræft knoglemetastase til udvikling af nye behandlinger. Til dette er en dyremodel af knoglemetastase et vigtigt værktøj. Her rapporterer vi detaljerede procedurer for at generere en knoglemetastase musemodel via intra-hjerteinjektion af prostatacancerceller. Et bioluminescensbilleddannelsessystem kan afgøre, om prostatacancerceller er blevet injiceret nøjagtigt i hjertet og overvåge kræftcellemetastaser, da det har store fordele ved overvågning af metastatisk læsionsudvikling. Denne model replikerer den naturlige udvikling af disseminerede kræftceller til dannelse af mikrometastaser i knoglen og efterligner den patologiske proces af prostatacancerknoglemetastaser. Det giver et effektivt værktøj til yderligere udforskning af de molekylære mekanismer og in vivo terapeutiske virkninger af denne sygdom.
Introduction
Prostatakræft er den hyppigste kræftform hos mænd i 112 lande og rangerer anden for dødelighed i landemed højere menneskelige udviklingsindeks 1,2. De fleste dødsfald hos prostatacancerpatienter skyldes metastaser, og ca. 65%-75% af tilfældene vil udvikle knoglemetastase 3,4. Derfor er forebyggelse og behandling af prostatacancerknoglemetastaser presserende nødvendige for at forbedre det kliniske resultat af prostatacancerpatienter. Dyremodellen for knoglemetastase er et uundværligt redskab til at udforske flertrinsprocessen og molekylære mekanismer, der er involveret i hvert trin i prostatacancerknoglemetastaser, og dermed identificere terapeutiske mål og udvikle nye behandlinger5.
De mest almindelige metoder til at generere eksperimentelle dyremodeller af prostatacancer knoglemetastase omfatter ortotopisk, intra-diafyse (såsom intra-tibial) og intra-hjerteinjektion af prostatacancerceller. Knoglemetastasemodellen med ortopisk injektion genereres ved direkte injektion af prostatacancerceller i prostata på en mus 6,7. Denne eksperimentelle dyremodel har meget lignende kliniske egenskaber som prostatacancer knoglemetastase. Imidlertid sker metastasen hovedsageligt i den aksillære lymfeknude og lungen snarere end i knoglen 8,9. Den intra-tibiale injektionsmodel for prostatacancer injicerer direkte prostatacancerceller i skinnebenet med en høj tumordannelseshastighed i knoglen (skinnebenet)10,11; Imidlertid er knoglebarken og knoglemarvshulen let beskadiget. Derudover kan tibialinjektionsmetoden ikke stimulere den patologiske proces af prostatacancerknoglemetastase, hvor kræftcellerne koloniserer knoglen gennem cirkulation. For at undersøge cirkulationen, vaskulær ekstravasation og fjern metastase med en højere knoglemetastasehastighed for kræftceller er der udviklet en intra-kardial injektionsteknik ved direkte at injicere prostatacancerceller i venstre ventrikelaf musen 8,12,13. Dette gør det til en værdifuld dyremodel til knoglemetastaseforskning8. Den intrakardiale injektionsmetode viser en knoglemetastasehastighed på ca. 75%9,14, meget højere end den ortopiske injektionsmetode. Derfor er intra-hjerteinjektionen en ideel metode til at generere en dyremodel med prostatacancerknoglemetastase.
Dette arbejde har til formål at beskrive processen med at etablere en musemodel af prostatacancerknoglemetastaser, så læserne kan visualisere modeletableringen. Det nuværende arbejde giver detaljerede processer, forholdsregler og illustrative billeder til at generere en knoglemetastase xenograftmodel via intra-hjerteinjektion af humane prostatacancerceller i athymiske mus. Denne metode giver et effektivt værktøj til yderligere udforskning af de molekylære mekanismer og in vivo terapeutiske virkninger af prostatacancer knoglemetastaser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Seks til otte uger gamle han-BALB/c-athymiske mus (n = 10) blev anbragt i individuelt ventilerede musebure (5 mus/bur) i et specifikt patogenfrit (SPF) dyrerum under betingelserne for 12 timers lys/mørk cyklus med fri adgang til SPF-foder og sterilt vand. Mus blev adaptivt fodret i en uge før forsøgene. Alle dyreforsøg blev godkendt af dyrevelfærdsudvalget ved Shanghai University of Traditional Chinese Medicine.
1. Celle forberedelse
- På dagen for injektion af prostatacancerceller vaskes 80% -90% sammenflydende luciferase mærket PC-3-celler (PC-3-luciferase) dyrket i en 10 cm cellekulturskål med steril PBS (pH 7,4) to gange. Trypsinize i 3 min med 1,5 ml 0,25% trypsin, og saml cellerne i et 15 ml centrifugerør efter slukning af trypsin med 6 ml F-12 medium indeholdende 10% serum.
BEMÆRK: PC-3-luciferase-cellelinjen er afledt af PC-3-cellelinjen efter transfektering med pLV-luciferase vektor15. - Brug en automatisk celletæller og beregn cellekoncentrationen ved at overføre 20 μL af cellesuspensionen til celletællepladen (se materialetabel).
- Centrifuger cellerne ved 800 x g ved stuetemperatur (RT) i 5 min.
- Brug en pipette til at kassere supernatanten og resuspendere cellepelletten i F-12-medium (se materialetabel) til en endelig celletæthed på 1 x 107 celler/ml.
- Hold cellerne på is hele tiden indtil injektion.
- Bring cellerne til operationsrummet og afslut celleinjektionen inden for 2 timer.
BEMÆRK: Forbered yderligere cellesuspensioner (normalt fordoblet volumen efter behov) for at sikre nøjagtige injektionsdoser (for eksempel for at undgå de døde rum inde i sprøjterne).
2. Kirurgi til intra-hjerteinjektion af de humane prostatacancerceller
BEMÆRK: Det kirurgiske apparat, der anvendes til intrakardial injektion, er en 1 ml sprøjte (figur 1). Giv termisk støtte gennem hele proceduren indtil dyrets genopretning fra anæstesi.
- Hold musen i SPF-dyrerummet. Udfør alle procedurer med steriliserede apparater i et aseptisk skab.
- Bedøv musen med 2% isofluran med 98% ilt under en 2 l / min iltstrømningshastighed.
BEMÆRK: Smør en lille mængde oftalmisk salve på musens øjne for at undgå tørhed under anæstesi. Udfør hele operationen i et godt ventileret område. Sørg for, at musen er dybt bedøvet ved at klemme musens tæer før celleinjektion. Hvis svar (f.eks. Et ryk eller ryk) forbliver, skal du vente på yderligere tid på, at anæstesien træder i kraft. - Placer musen i en suponeposition og immobiliser begge øvre lemmer vinkelret strakt væk fra midterlinjen (figur 2A).
- Immobiliser musen fra maven ned med kirurgisk tape. Undgå at trykke hårdt og forskyde de indre organer (figur 2B).
BEMÆRK: Det er vigtigt at opretholde den topografiske anatomi (dvs. fastgørelse med tape), da intrakardial injektion er blind (dvs. det nøjagtige injektionssted på hjertet er usynligt for det blotte øje). - Desinficer thoraxens hud med en 70% ethanolpind.
- Identificer musens xiphoid-proces i depressionen i den laveste ende af midterbenet ved at palpere ned midt på den forreste brystvæg. Identificer musens jugularhak i den centrale fordybning ved den øverste kant af manubriumet ved at palpere op fra midten af den forreste brystvæg.
- Mærk det mest underordnede punkt i xiphoidprocessen og jugularhakket med en markørpen (figur 2A). Lav et tredje mærke midt i disse to vartegn og lidt til højre (dyrets venstre) lige over hjertet i det tredje interkostale rum.
BEMÆRK: Injektionsstedet er 1-2 mm til venstre for midterlinjen, og injektionspunktet er mellem musens tredje og fjerde ribben (figur 2A). - Læg 200 μL af cellesuspensionen i en 1 ml sprøjte.
BEMÆRK: Opbevar en luftboble i sprøjten, som vist i figur 2C, for at sikre, at blodet pulserer. Cellesuspensionen skal blandes grundigt inden ilægning. - Stik en 26 G kanyle lodret gennem injektionsstedet (figur 2D).
- Hold den hånd, der holder sprøjten stabil på bordet, eller brug den anden hånd til at holde den stabil. Sørg for, at sprøjtens lange akse er vinkelret på injektionsstedet, og stik sprøjten ca. 2 mm subkutant ind.
- Lysrød blodpulsering er synlig i nålenavet og/eller cellesuspensionen, når nålespidsen indsættes korrekt i venstre ventrikel. Hvis blodpulsationen er usynlig, er nålespidsen ikke i hjertet. Træk nålen tilbage og udskift den (hvis blodproppen inde i nålen stopper blodpulseringen). Indsæt nålen igen.
- Injicer cellerne. Injicer cellesuspensionen (100 μl) meget langsomt over 40-60 sek., og hold den hånd, der holder sprøjten, stabil hele tiden.
BEMÆRK: Hold godt øje med cellesuspensionen i sprøjten, og sprøjt ikke luftboblen inde i sprøjten ind i hjertet. - Tryk på injektionsstedet med en tør vatpind i 15 s for at sikre hæmostase, når nålen trækkes tilbage.
- Sæt musen tilbage til det rene bur og overvåg dyret, indtil det helt genopretter sig fra anæstesi.
- Tag billeder af musen med et in vivo bioluminescenssystem inden for 24 timer efter injektion for at sikre, at kræftcellerne er kommet ind i det systemiske kredsløb.
BEMÆRK: Korrekt injicerede kræftceller kommer ind i arteriekredsløbet via venstre hjertekammer, hvilket ses ved bioluminescenssignalet, der er synligt over hele kroppen (se for eksempel figur 3A). - Udfør in vivo bioluminescensbilleddannelse.
- Tænd for instrumentet og computeren. Åbn softwaren, når strømindikatoren på instrumentet og computeren lyser, og åbn derefter vinduet Billedoptagelse .
- Identificer det in vivo-billedsystem , der er sluttet til computeren, i enhedsruden. Placer musen, der skal afbildes, i billedkammeret i liggende stilling. Luk derefter døren til billeddannelseskammeret.
- Indstil parametrene i indstillingsruden i vinduet Billedoptagelse.
- Indstil parametrene med Lens > Zoom > 1x, Lens > Focus > 108 og Lens > Iris > F 2.8 for at gøre billederne klare.
- Indstil optagekanalen i Filter &> Filter & Light > Luminescens, Filter & Light > Light > OFF og Filter &> Light Intensity > Middle.
- Indstil den type billede, der skal tages: Billedbehandling > Type > enkeltbillede, billed- > eksponeringstid > 500 ms, billedbehandling > HDR-tilstand > Low GainMode. Klik på knappen Hent for at hente billedet.
- Visualiser den metastatiske kræftvækst med in vivo bioluminescens.
BEMÆRK: På hvert tidspunkt af visualiseringen injiceres intraperitonealt 200 μL luciferinsubstratet i en 20 g mus (150 mg / kg) og vent 15 minutter før anæstesi (2% isofluran blandet med 98% ilt i et induktionskammer). Placer musen på bioluminescensbilleddannelsessystemplatformen. Bevar anæstesi gennem en næsemaske med 2% isofluran.
3. Patologisk undersøgelse
- Fire uger efter celleinjektionen ofres musen ved CO2 -indånding og derefter cervikal dislokation.
- Immobiliser musen i liggende stilling. Lav et lodret snit (ca. 6 cm) fra maven til brystkassen med kirurgisk saks for at udsætte og groft undersøge alle organerne i maven og thorax for kræftlæsioner og / eller patologiske ændringer.
BEMÆRK: For en intra-kardiel kræftcelleinjektionsundersøgelse tyder kræftlæsioner i mediastinum ved siden af hjertet forkert injicerede kræftceller (celler, der ikke injiceres i venstre hjerteventrikel); Derfor er disse mus ikke inkluderet i den endelige dataindsamling. - Punktafgifter de metastatiske tumorer med en saks. Mål tumorens lange diametre (a) og korte diametre (b) ved hjælp af kalibre til beregning af tumorvolumen (V) ved hjælp af formlen V = 1/2 × a × b2, og vej tumoren ved hjælp af en elektronisk skala.
- Fastgør tumorvævene i 10% formalinopløsning efterfulgt af indlejring i paraffin. Alternativt snap-fryse tumorerne i flydende nitrogen.
- Punktafgifter knoglerne (bagben, ryghvirvler og / eller ribben) med metastatiske læsioner. Fastgør prøven af hver mus i et 50 ml rør indeholdende 20 ml 10% formalinopløsning i 24 timer efter fjernelse af hud og muskler, efterfulgt af afkalkning i 14 dage i 10% EDTA-opløsning med hyppig bufferskift (hver 3. dag).
- Prøven anbringes i paraffin, og prøverne udskæres til rutinemæssig histologisk undersøgelse16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Bioluminescensbilleddannelse giver enorme fordele ved overvågning af den metastatiske læsionsudvikling for en intra-kardial injektionsmodel. Kort efter kræftcelleinjektionen (inden for 24 timer) blev bioluminescensbilleddannelse brugt til at visualisere kræftcellerne, der kom ind i den generelle cirkulation (figur 3A). Tydelig bioluminescens signalering over hele kroppen vil blive set, når kræftcellerne injiceres korrekt i arteriel cirkulation. Data fra mus, der kun viser bioluminescenssignaler på injektionsstedet (hjertet), bør udelukkes fra den endelige dataindsamling. Metastatiske læsioner i bagbenene blev observeret (figur 3B-D) 2 uger efter celleinjektionen. Som tiden gik, blev de metastatiske læsioner større og optrådte på andre steder, herunder brystbenet, ribbenene og underkæben.
Røntgenbillederne viste knogleødelæggelse, der repræsenterer de metastatiske læsioner i knoglen (figur 4A). Knogleødelæggelse blev også påvist ved mikro-CT-scanning. Micro-CT-scanning blev udført i 3D-tilstand ved hjælp af en mikro-CT (μCT80) forbundet med 3Dcalc, keglerekonstruktion og en modelvisualiseringssoftwareapplikation. En rekonstruktion af bitmapdataene blev opnået for at opbygge 3D-modellen. Et repræsentativt mikro-CT-billede af knogleødelæggelsen i det proksimale skinneben er vist i figur 4B. De metastatiske læsioner blev yderligere bekræftet i paraffinindlejret væv ved H&E-farvning (figur 4C).
Figur 1: Kirurgisk apparatur. En 1 ml sprøjte. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Intrakardial injektion af prostatacancerceller . (A) Panelet illustrerer jugular notch, xiphoid-processen, brystkassen (nedre margen) og midterlinjen. Injektionsstedet er lige langt fra xiphoidprocessen og jugularhakket. (B) Kirurgisk tape anvendes vandret over maven for at forhindre musebevægelser under injektionen. C) En sprøjte fyldt med cellesuspensionen og tilstedeværelsen af en luftboble. Luftboblen hjælper med at visualisere blodpulsationen. (D) Kanylen føres lodret gennem injektionsstedet. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Bekræftelse af intrakardial injektionsmodel med et in vivo bioluminescensbilleddannelsessystem. (A) In vivo bioluminescensbilleddannelse af en mandlig athymisk mus 24 timer efter injektion af luciferase mærket PC-3-celler (1 × 106 celler) i venstre hjerteventrikel. Korrekt injicerede kræftceller i det systemiske kredsløb ses af bioluminescenssignalet frigivet fra hele kroppen. (B-D) Bioluminescensbilleder af en repræsentativ mus, der viser progressiv metastaseudvikling. (B) Et billede, der viser prostatacancerceller 2 uger efter injektion. (C) Et billede, der viser prostatacancerceller 3 uger efter injektion. (D) Et billede, der viser prostatacancerceller 4 uger efter injektion. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Forskellige metoder til påvisning af prostatacancercelleinducerede knoglemetastaser. A) et repræsentativt røntgenbillede Den røde pil viser knogleødelæggelse i det proksimale skinneben. (B) Et repræsentativt mikro-CT-billede af skinnebenet. (C) H&E-billede, der viser knoglemetastaser af prostatacancerceller. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Intra-hjerteinjektion af humane prostatacancerceller for at generere knoglemetastase er en ideel musemodel til at udforske funktionerne og mekanismerne i prostatacancerknoglemetastase og evaluere den terapeutiske effekt. Undersøgelser har vist, at knogleskader sandsynligvis forekommer i den proksimale skinneben og den distale lårben17, hvilket kan skyldes deres høje vaskularisering og metaboliske aktivitet.
Da knoglemetastase er en hyppigt observeret metastatisk læsion hos brystkræftpatienter, er knoglemetastasemodellen produceret ved intrakardial injektion af brystkræftceller også almindeligt anvendt i undersøgelser af brystkræft18,19. Derfor kan det nuværende arbejde hjælpe med at udvikle en intrakardial injektionsproduceret knoglemetastasemodel med bryst- og prostatacancerceller.
For konsekvent tumordannelse er der nogle vigtige overvejelser. Celler skal injiceres så hurtigt som muligt efter frigørelse fra kulturen. Mus bør randomiseres i eksperimentelle grupper efter injektion af kræftceller. Injektionsvolumen skal være konsistent, og den samme person skal injicere kræftceller til alle mus ved hjælp af den samme teknik.
Hele proceduren indeholder flere kritiske trin. Hvis injektionsstedet er korrekt placeret, skal der observeres pulserende blod under injektionen. Tab af stabilitet i den hånd, der holder sprøjten, og ændring i kanylepositionen, mens sprøjtens stempel rykkes frem, er potentielle problemer. En sprøjte med et farvet nav indeni gør blodpulsationen let synlig. Hvis der opstår luftbobler i nålenavet, når nålen indsættes (hvilket indikerer forkert indsættelse i lungerne), skal nålen fjernes og indsættes igen efter flytningen. Hvis der ikke er nogen rød blodpuls i kanylenavet, men den person, der injicerer, er sikker på, at injektionsstedet er korrekt, skal du trække let i sprøjtestemplet for at kontrollere injektionen i hjerteventriklen. Manglen på metastase efter 2-3 ugers kræftcelleinjektion indikerer fejlinjektion. Bekræft kræftcellecirkulationen i hele kroppen ved bioluminescensbilleddannelse inden for 24 timer efter injektion20. Bioluminescenssignalering kunne ses i hele kroppen, hvis kræftceller blev injiceret nøjagtigt i hjerteventriklen. Desuden kan den metastatiske hastighed, placering og antal metastatiske tumorer variere i forskellige cellelinjer 8,21.
Efter operationen skal mus kontrolleres regelmæssigt. På grund af operationen og anæstetisk eksponering kan mus opleve betydelig nød eller endda dø. Derfor er den første uge efter operationen kritisk, og musene skal overvåges nøje. Gennem et knoglemetastaseeksperiment skal mus overvåges dagligt for ændringer i aktivitetsniveauer, mobilitet og udbrud af kakeksi (et paraneoplastisk syndrom hos mus karakteriseret ved vægttab, muskelatrofi og svaghed, buet udseende og sløvhed22,23). Mus bør aflives, når 10% -20% af deres kropsvægt er tabt; tumorprogression forringer mobiliteten (for eksempel lang knoglebrud, hovedhældning, paraplegi); eller musene ser ud til at være i åndedrætsbesvær24.
Fordelen ved denne model er, at kræftceller påvist i knoglen har "sået jorden" 25 og dermed replikeret den mere naturlige progression af mikrometastasedannelsen af de formidlede kræftceller. Denne model har også flere begrænsninger. Dette er en xenograft kræftmodel ved hjælp af immundefekte mus. Denne model er ikke gavnlig for at studere interaktionen mellem kræftceller og immunceller i knoglemetastasemikromiljøet. Det anslås, at ca. 30% af musene vil dø under modelleringen; Derfor vil praksis i høj grad forbedre succesraten for modeludvikling. Desuden kan metastaselæsionen også forekomme i hjernen, lungerne og nyrerne; Dannelsen af flere metastaser interfererer med undersøgelsen af knoglemetastasemekanismer 9,26,27,28. Selvom knoglemetastasehastigheden er meget højere ved intrakardial injektion end ved ortopisk injektion, viser intrakardial injektionsteknikken en knoglemetastasehastighed på ca. 75% snarere end 100%9,14. Den lavere effektivitet kan skyldes, at de injicerede kræftceller ikke kom ind i blodcirkulationen eller modtagermusens død under en hjerteinjektion på grund af nålegennemboring af hjertet eller lungen.
På trods af disse begrænsninger har denne etablerede musemodel af prostatacancerknoglemetastase vist sig at være et glimrende værktøj til at studere knogle- og kræftkrydstale og evaluere potentielle behandlinger for at forhindre kræftprogression og forstyrre cyklussen af metastase-induceret knogleødelæggelse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Alle forfatterne erklærer ingen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Dette arbejde understøttes af tilskud fra National Key R&D Program of China (2018YFC1704300 og 2020YFE0201600), National Nature Science Foundation (81973877 og 82174408), forskningsprojekterne inden for budgettet for Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (2021LK047) og Shanghai Collaborative Innovation Center of Industrial Transformation of Hospital TCM Preparation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mL syringes and needles | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 20200411 | The cells were injected into the ventricles of mice |
| Anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R500IP | Equipment for anesthetizing mice |
| Automatic cell counter | Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd | IC1000 | For counting cells |
| BALB/c athymic mice | Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd. | Male | 6-8 week old, male mice |
| Bioluminescence imaging system | Shanghai Baitai Technology Co., Ltd | Vieworks | For tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase |
| Centrifuge tube (15 mL, 50 mL) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 430790, Corning | |
| EDTA solution | Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd | G1105 | For decalcification of bone tissure |
| F-12 medium | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 21700075, GIBCO | Cell culture medium |
| Formalin solution | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | BL539A | For fixing the specimen of each mouse |
| Isoflurane | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | VETEASY | For anesthesia |
| Lipofectamine 2000 | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 11668027, Thermo fisher | Plasmid transfection reagent |
| PC-3 cell line | Cell Bank of Chinese Academy of Sciences | TCHu 158 | Prostate cancer cell line |
| Phosphate-buffered saline | Beyotime Biotechnology | ST447 | Wash the human osteosarcoma cells |
| Trypsin (0.25%) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 25200056, Gibco | For detaching the cells |
| Vector (pLV-luciferase) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | VL3613 | Plasmid for transfection |
| X-ray imaging system | Brook (Beijing) Technology Co., Ltd | FX PRO | For obtaining x-ray images to detect tumor growth |
| μCT80 | Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd | Scanco Medical AG,Switzerland | For detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction, and μCT Ray V3.4A model visualization software. |
References
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A.
- Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
- Coleman, R. E.
- Macedo, F., et al.
- Rea, D., et al. Mouse models in prostate cancer translational research: From xenograft to PDX. BioMed Research International. 2016, 9750795 (2016).
- Zhang, Y., et al. Real-time GFP intravital imaging of the differences in cellular and angiogenic behavior of subcutaneous and orthotopic nude-mouse models of human PC-3 prostate cancer. Journal of Cellular Biochemistry. 117 (11), 2546-2551 (2016).
- Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. Journal of the National Cancer Institute. 84 (12), 951-957 (1992).
- Simmons, J. K., et al.
- Jenkins, D. E., Hornig, Y. S., Oei, Y., Dusich, J., Purchio, T. Bioluminescent human breast cancer cell lines that permit rapid and sensitive in vivo detection of mammary tumors and multiple metastases in immune deficient mice. Breast Cancer Research: BCR. 7 (4), 444-454 (2005).
- Corey, E., et al. Establishment and characterization of osseous prostate cancer models: intra-tibial injection of human prostate cancer cells. The Prostate. 52 (1), 20-33 (2002).
- Andersen, C., Bagi, C. M., Adams, S. W. Intra-tibial injection of human prostate cancer cell line CWR22 elicits osteoblastic response in immunodeficient rats. Journal of Musculoskeletal & Neuronal Interactions. 3 (2), 148-155 (2003).
- Sudhan, D. R., Pampo, C., Rice, L., Siemann, D. W. Cathepsin L inactivation leads to multimodal inhibition of prostate cancer cell dissemination in a preclinical bone metastasis model. International Journal of Cancer. 138 (11), 2665-2677 (2016).
- Jinnah, A. H., Zacks, B. C., Gwam, C. U., Kerr, B. A. Emerging and established models of bone metastasis. Cancers. 10 (6), 176 (2018).
- Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. The Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
- Lamar, J. M., et al. SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis. The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).
- Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).
- Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. Cancer Research. 48 (23), 6876-6881 (1988).
- Brylka, L., et al. Spine Metastases in immunocompromised mice after intracardiac injection of MDA-MB-231-SCP2 breast cancer cells. Cancers. 14 (3), 556 (2022).
- Rahman, M. M., Veigas, J. M., Williams, P. J., Fernandes, G. DHA is a more potent inhibitor of breast cancer metastasis to bone and related osteolysis than EPA. Breast Cancer Research and Treatment. 141 (3), 341-352 (2013).
- Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 14, Unit 14.15 (2010).
- Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804 (2016).
- Fearon, K. C., Glass, D. J., Guttridge, D. C. Cancer cachexia: mediators, signaling, and metabolic pathways. Cell Metabolism. 16 (2), 153-166 (2012).
- Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nature Medicine. 21 (11), 1262-1271 (2015).
- Talbot, S. R., et al. Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal. Laboratory Animals. 54 (1), 99-110 (2020).
- Paget, S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).
- Yin, J. J., et al. TGF-beta signaling blockade inhibits PTHrP secretion by breast cancer cells and bone metastases development. The Journal of Clinical Investigation. 103 (2), 197-206 (1999).
- Schneider, A., et al. turnover mediates preferential localization of prostate cancer in the skeleton. Endocrinology. 146 (4), 1727-1736 (2005).
- Padalecki, S. S., et al. Chromosome 18 suppresses prostate cancer metastases. Urologic Oncology. 21 (5), 366-373 (2003).
