Summary
In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll für die intrakardiale Injektion von humanen Prostatakrebszellen vor, um ein Mausmodell mit Knochenmetastasenläsionen zu erzeugen.
Abstract
Als häufigste bösartige Erkrankung bei Männern steht Prostatakrebs (PC) an zweiter Stelle bei der Mortalität, was vor allem auf eine Knochenmetastasierungsrate von 65 % bis 75 % zurückzuführen ist. Daher ist es wichtig, den Prozess und die damit verbundenen Mechanismen der Knochenmetastasierung von Prostatakrebs zu verstehen, um neue Therapeutika zu entwickeln. Hierfür ist ein Tiermodell der Knochenmetastasierung ein wesentliches Werkzeug. Hier berichten wir über detaillierte Verfahren zur Erzeugung eines Knochenmetastasen-Mausmodells durch intrakardiale Injektion von Prostatakrebszellen. Ein Biolumineszenz-Bildgebungssystem kann feststellen, ob Prostatakrebszellen genau in das Herz injiziert wurden, und die Metastasierung von Krebszellen überwachen, da es große Vorteile bei der Überwachung der Entwicklung metastasierender Läsionen hat. Dieses Modell bildet die natürliche Entwicklung von disseminierten Krebszellen zu Mikrometastasen im Knochen nach und imitiert den pathologischen Prozess der Knochenmetastasierung von Prostatakrebs. Es bietet ein effektives Werkzeug für die weitere Erforschung der molekularen Mechanismen und der therapeutischen Wirkungen dieser Krankheit.
Introduction
Prostatakrebs ist in 112 Ländern die häufigste Krebserkrankung bei Männern und steht in Ländern mit höherem Index der menschlichen Entwicklungan zweiter Stelle bei der Sterblichkeit 1,2. Die meisten Todesfälle bei Prostatakrebspatienten werden durch Metastasen verursacht, und etwa 65%-75% der Fälle entwickeln Knochenmetastasen 3,4. Daher sind Prävention und Behandlung von Knochenmetastasen bei Prostatakrebs dringend erforderlich, um das klinische Ergebnis von Prostatakrebspatienten zu verbessern. Das Tiermodell der Knochenmetastasierung ist ein unverzichtbares Werkzeug, um den mehrstufigen Prozess und die molekularen Mechanismen zu erforschen, die in jedem Stadium der Knochenmetastasierung von Prostatakrebs beteiligt sind, um so therapeutische Ziele zu identifizieren und neue Therapeutika zu entwickeln5.
Zu den gebräuchlichsten Methoden zur Erzeugung von experimentellen Tiermodellen für Prostatakrebs-Knochenmetastasen gehören die orthotope, intradiaphysische (z. B. intratibiale) und intrakardiale Injektion von Prostatakrebszellen. Das Knochenmetastasenmodell mit orthotoper Injektion wird durch direkte Injektion von Prostatakrebszellen in die Prostata einer Maus erzeugt 6,7. Dieses experimentelle Tiermodell hat sehr ähnliche klinische Merkmale wie die Knochenmetastasierung von Prostatakrebs. Die Metastasierung findet jedoch hauptsächlich im axillären Lymphknoten und in der Lunge statt im Knochen statt 8,9. Das intratibiale Injektionsmodell für Prostatakrebs injiziert Prostatakrebszellen direkt in die Tibia mit einer hohen Tumorbildungsrate im Knochen (Tibia)10,11; Die Knochenrinde und die Knochenmarkhöhle können jedoch leicht beschädigt werden. Darüber hinaus kann die tibiale Injektionsmethode den pathologischen Prozess der Knochenmetastasierung von Prostatakrebs, bei dem die Krebszellen den Knochen durch den Kreislauf besiedeln, nicht stimulieren. Um die Durchblutung, die vaskuläre Paravasation und die Fernmetastasierung bei einer höheren Knochenmetastasierungsrate von Krebszellen zu untersuchen, wurde eine intrakardiale Injektionstechnik entwickelt, bei der Prostatakrebszellen direkt in die linke Herzkammer der Maus injiziert werden 8,12,13. Das macht es zu einem wertvollen Tiermodell für die Knochenmetastasenforschung8. Die intrakardiale Injektionsmethode weist eine Knochenmetastasierungsrate von etwa 75 % auf9,14 auf, was viel höher ist als die orthotope Injektionsmethode. Daher ist die intrakardiale Injektion eine ideale Methode, um ein Tiermodell mit Prostatakrebs-Knochenmetastasen zu erzeugen.
Ziel dieser Arbeit ist es, den Prozess der Etablierung eines Mausmodells für Prostatakrebs-Knochenmetastasen zu beschreiben, das es den Lesern ermöglicht, die Modelletablierung zu visualisieren. Die vorliegende Arbeit liefert detaillierte Prozesse, Vorsichtsmaßnahmen und anschauliche Bilder zur Erzeugung eines Knochenmetastasen-Xenotransplantatmodells durch intrakardiale Injektion von humanen Prostatakrebszellen in athymischen Mäusen. Diese Methode bietet ein effektives Werkzeug, um die molekularen Mechanismen und die therapeutischen Effekte von Prostatakrebs-Knochenmetastasen in vivo weiter zu erforschen.
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Protocol
Sechs bis acht Wochen alte männliche athymische BALB/c-Mäuse (n = 10) wurden in individuell belüfteten Mäusekäfigen (5 Mäuse/Käfig) in einem spezifisch-pathogenfreien (SPF) Tierraum unter den Bedingungen eines 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu SPF-Futter und sterilem Wasser untergebracht. Die Mäuse wurden vor den Experimenten eine Woche lang adaptiv gefüttert. Alle Tierversuche wurden vom Tierschutzausschuss der Shanghai University of Traditional Chinese Medicine genehmigt.
1. Zellvorbereitung
- Waschen Sie am Tag der Injektion von Prostatakrebszellen 80%-90% konfluente mit Luciferase markierte PC-3-Zellen (PC-3-Luciferase), die in einer 10-cm-Zellkulturschale mit vorkaltem, sterilem PBS (pH 7,4) kultiviert wurden, zweimal. Trypsinisieren Sie 3 Minuten lang mit 1,5 ml 0,25%igem Trypsin und sammeln Sie die Zellen in einem 15-ml-Zentrifugenröhrchen, nachdem Sie das Trypsin mit 6 ml F-12-Medium mit 10 % Serum abgeschreckt haben.
HINWEIS: Die PC-3-Luciferase-Zelllinie wird von der PC-3-Zelllinie abgeleitet, nachdem sie mit dem pLV-Luciferase-Vektor15 transfiziert wurde. - Verwenden Sie einen automatischen Zellzähler und berechnen Sie die Zellkonzentration, indem Sie 20 μl der Zellsuspension auf die Zellzählplatte übertragen (siehe Materialtabelle).
- Zentrifugieren Sie die Zellen bei 800 x g bei Raumtemperatur (RT) für 5 min.
- Verwenden Sie eine Pipette, um den Überstand zu verwerfen, und resuspendieren Sie das Zellpellet in F-12-Medium (siehe Materialtabelle) auf eine endgültige Zelldichte von 1 x 107 Zellen/ml.
- Bewahren Sie die Zellen bis zur Injektion immer auf Eis auf.
- Bringen Sie die Zellen in den Operationssaal und beenden Sie die Zellinjektion innerhalb von 2 Stunden.
HINWEIS: Bereiten Sie zusätzliche Zellsuspensionen vor (in der Regel das doppelte Volumen nach Bedarf), um eine genaue Injektionsdosis zu gewährleisten (z. B. um die Toträume in den Spritzen zu vermeiden).
2. Operation zur intrakardialen Injektion der menschlichen Prostatakrebszellen
HINWEIS: Das chirurgische Gerät, das für die intrakardiale Injektion verwendet wird, ist eine 1-ml-Spritze (Abbildung 1). Unterstützen Sie das Tier während des gesamten Eingriffs bis zur Genesung von der Narkose.
- Bewahren Sie die Maus im Tierzimmer mit Lichtschutzfaktor auf. Führen Sie alle Verfahren mit sterilisierten Geräten in einem aseptischen Schrank durch.
- Anästhesieren Sie die Maus mit 2 % Isofluran mit 98 % Sauerstoff bei einer Sauerstoffflussrate von 2 l/min.
Anmerkungen: Schmieren Sie eine kleine Menge Augensalbe auf die Augen der Maus, um Trockenheit während der Narkose zu vermeiden. Führen Sie die gesamte Operation in einem gut belüfteten Bereich durch. Stellen Sie sicher, dass die Maus tief betäubt ist, indem Sie die Zehen der Maus vor der Zellinjektion kneifen. Wenn die Reaktionen (z. B. ein Ruck oder ein Zucken) bestehen bleiben, warten Sie weitere Zeit, bis die Anästhesie wirkt. - Bringen Sie die Maus in eine Supon-Position und immobilisieren Sie beide oberen Gliedmaßen, die senkrecht von der Mittellinie weggestreckt sind (Abbildung 2A).
- Immobilisieren Sie die Maus vom Bauch abwärts mit chirurgischem Klebeband. Vermeiden Sie es, stark zu drücken und die inneren Organe zu verschieben (Abbildung 2B).
HINWEIS: Die Aufrechterhaltung der topographischen Anatomie (d. h. die Befestigung mit Klebeband) ist unerlässlich, da die intrakardiale Injektion blind ist (d. h. die genaue Injektionsstelle am Herzen ist für das bloße Auge unsichtbar). - Desinfizieren Sie die Haut des Brustkorbs mit einem Tupfer aus 70%igem Ethanol.
- Identifizieren Sie den Xipoidfortsatz der Maus in der Vertiefung am untersten Ende des mittleren Brustbeins, indem Sie die Mitte der vorderen Brustwand abtasten. Identifizieren Sie die Halskerbe der Maus in der zentralen Vertiefung am oberen Rand des Manubriums, indem Sie von der Mitte der vorderen Brustwand nach oben tasten.
- Beschriften Sie den untersten Punkt des Processus xiphoideus und die Kerbe jugularis mit einem Markierungsstift (Abbildung 2A). Machen Sie eine dritte Markierung in der Mitte dieser beiden Orientierungspunkte und leicht nach rechts (links vom Tier) direkt über dem Herzen im dritten Zwischenrippenraum.
HINWEIS: Die Injektionsstelle befindet sich 1-2 mm links von der Mittellinie und der Injektionspunkt befindet sich zwischen der dritten und vierten Rippe der Maus (Abbildung 2A). - Geben Sie 200 μl der Zellsuspension in eine 1-ml-Spritze.
Anmerkungen: Halten Sie eine Luftblase in der Spritze, wie in Abbildung 2C gezeigt, um sicherzustellen, dass das Blut pulsiert. Die Zellsuspension muss vor dem Laden gründlich gemischt werden. - Führen Sie eine 26-G-Nadel vertikal durch die Injektionsstelle ein (Abbildung 2D).
- Halten Sie die Hand, die die Spritze hält, stabil auf dem Tisch oder verwenden Sie die andere Hand, um sie stabil zu halten. Achten Sie darauf, dass die Längsachse der Spritze senkrecht zur Injektionsstelle steht, und führen Sie die Spritze etwa 2 mm subkutan ein.
- Ein hellrotes Blutpulsieren ist in der Nadelnabe und/oder Zellsuspension sichtbar, wenn die Nadelspitze korrekt in die linke Herzkammer eingeführt wird. Wenn die Blutpulsation unsichtbar ist, befindet sich die Nadelspitze nicht im Herzen. Ziehen Sie die Nadel zurück und setzen Sie sie wieder ein (falls die Blutgerinnung in der Nadel die Blutpulsation stoppt). Stechen Sie die Nadel erneut ein.
- Injizieren Sie die Zellen. Injizieren Sie die Zellsuspension (100 μl) sehr langsam über 40-60 s und halten Sie die Hand, die die Spritze hält, die ganze Zeit stabil.
Anmerkungen: Behalten Sie die Zellsuspension in der Spritze genau im Auge und injizieren Sie die Luftblase in der Spritze nicht in das Herz. - Üben Sie mit einem trockenen Wattestäbchen 15 Sekunden lang Druck auf die Injektionsstelle aus, um die Hämostase zu gewährleisten, wenn die Nadel zurückgezogen wird.
- Bringen Sie die Maus in den sauberen Käfig zurück und überwachen Sie das Tier, bis es sich vollständig von der Narkose erholt hat.
- Stellen Sie sich die Maus innerhalb von 24 Stunden nach der Injektion mit einem In-vivo-Biolumineszenzsystem vor, um sicherzustellen, dass die Krebszellen in den systemischen Kreislauf gelangt sind.
HINWEIS: Korrekt injizierte Krebszellen gelangen über die linke Herzkammer in den arteriellen Kreislauf, was durch die im ganzen Körper sichtbare Biolumineszenz-Signalübertragung sichtbar ist (siehe Abbildung 3A). - Führen Sie eine In-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung durch.
- Schalten Sie das Gerät und den Computer ein. Öffnen Sie die Software, wenn die Betriebsanzeige am Gerät und am Computer heller wird, und öffnen Sie dann das Fenster Bildaufnahme .
- Identifizieren Sie das mit dem Computer verbundene In-vivo-Bildgebungssystem im Gerätebereich. Legen Sie die Maus, die abgebildet werden soll, in Rückenlage in die Bildkammer. Schließen Sie dann die Tür der Bildkammer.
- Legen Sie die Parameter im Bereich "Einstellung" im Fenster "Bildaufnahme" fest.
- Stellen Sie die Parameter mit Objektiv > Zoom > 1x, Objektiv > Fokus > 108 und Objektiv > Blende > F 2,8 ein, um die Bilder klar zu machen.
- Stellen Sie den Aufnahmekanal unter Filter&Licht ein: Filter&Light > Filter > Lumineszenz, Filter&Light > Light > OFF, und Filter&Light > Lichtintensität > Mitte.
- Stellen Sie die Art des aufzunehmenden Bildes ein: Belichtungs- > Typ > Einzelbild, Belichtungs- > Belichtungszeit > 500 ms, Belichtungs- > HDR-Modus > Low-Gain-Modus. Klicken Sie auf die Schaltfläche Erfassen , um das Bild zu erfassen.
- Visualisieren Sie das metastasierende Krebswachstum mit In-vivo-Biolumineszenz .
HINWEIS: Injizieren Sie zu jedem Zeitpunkt der Visualisierung intraperitoneal 200 μl des Luciferin-Substrats in eine 20 g schwere Maus (150 mg/kg) und warten Sie 15 Minuten vor der Anästhesie (2 % Isofluran gemischt mit 98 % Sauerstoff in einer Induktionskammer). Platzieren Sie die Maus auf der Plattform des Biolumineszenz-Bildgebungssystems. Halten Sie die Anästhesie durch eine Nasenmaske mit 2% Isofluran aufrecht.
3. Pathologische Untersuchung
- Vier Wochen nach der Zellinjektion wird die Maus durch CO2 - Inhalation und anschließende Zervixluxation geopfert.
- Bewegen Sie die Maus in Rückenlage. Machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen vertikalen Schnitt (ca. 6 cm) vom Bauch bis zum Brustkorb, um alle Organe im Bauch und Thorax freizulegen und grob auf krebsartige Läsionen und/oder pathologische Veränderungen zu untersuchen.
HINWEIS: Bei einer Studie zur intrakardialen Injektion von Krebszellen deuten Krebsläsionen im Mediastinum neben dem Herzen auf falsch injizierte Krebszellen hin (Zellen, die nicht in die linke Herzkammer injiziert werden). Daher werden diese Mäuse nicht in die endgültige Datenerhebung einbezogen. - Entfernen Sie die metastasierenden Tumore mit einer Schere. Messen Sie die langen Durchmesser (a) und kurzen Durchmesser (b) des Tumors mit Messschiebern, um das Tumorvolumen (V) nach der Formel V = 1/2 × a × b2 zu berechnen, und wiegen Sie den Tumor mit einer elektronischen Waage.
- Fixieren Sie das Tumorgewebe in 10%iger Formalinlösung und betten Sie es anschließend in Paraffin ein. Alternativ können die Tumore auch in flüssigem Stickstoff eingefroren werden.
- Schneiden Sie die Knochen (Hintergliedmaßen, Wirbel und/oder Rippen) mit metastasierten Läsionen heraus. Fixieren Sie die Probe jeder Maus in einem 50-ml-Röhrchen mit 20 ml 10%iger Formalinlösung für 24 Stunden nach Entfernung der Haut und der Muskeln, gefolgt von einer 14-tägigen Entkalkung in 10%iger EDTA-Lösung mit häufigem Pufferwechsel (alle 3 Tage).
- Die Probe wird in Paraffin eingebettet und die Proben für die histologische Routineuntersuchunggeschnitten 16.
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Representative Results
Die Biolumineszenz-Bildgebung bietet enorme Vorteile bei der Überwachung der Entwicklung metastasierender Läsionen für ein intrakardiales Injektionsmodell. Kurz nach der Injektion der Krebszellen (innerhalb von 24 h) wurde die Biolumineszenz-Bildgebung verwendet, um den Eintritt der Krebszellen in den allgemeinen Blutkreislauf sichtbar zu machen (Abbildung 3A). Offensichtliche Biolumineszenz-Signale im ganzen Körper sind zu sehen, wenn die Krebszellen richtig in den arteriellen Kreislauf injiziert werden. Daten von Mäusen, die Biolumineszenzsignale nur an der Injektionsstelle (Herz) zeigen, sollten von der endgültigen Datenerhebung ausgeschlossen werden. Metastasierte Läsionen in den Hinterbeinen wurden 2 Wochen nach der Zellinjektion beobachtet (Abbildung 3B-D). Im Laufe der Zeit wurden die metastasierenden Läsionen größer und traten an anderen Stellen auf, darunter Brustbein, Rippen und Unterkiefer.
Die Röntgenbilder zeigten eine Knochenzerstörung, die die metastasierenden Läsionen im Knochen darstellte (Abbildung 4A). Eine Knochenzerstörung wurde auch durch Mikro-CT-Scans festgestellt. Die Mikro-CT-Scans wurden im 3D-Modus mit einem Mikro-CT (μCT80) in Verbindung mit 3Dcalc, Zapfenrekonstruktion und einer Modellvisualisierungssoftware durchgeführt. Eine Rekonstruktion der Bitmap-Daten wurde erstellt, um das 3D-Modell zu erstellen. Eine repräsentative Mikro-CT-Aufnahme der Knochenzerstörung in der proximalen Tibia ist in Abbildung 4B dargestellt. Die metastasierten Läsionen wurden in paraffineingebettetem Gewebe durch H&E-Färbung bestätigt (Abbildung 4C).
Abbildung 1: Chirurgische Apparatur. Eine 1-ml-Spritze. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Intrakardiale Injektion von Prostatakrebszellen . (A) Die Tafel zeigt die Kerbe jugularis, den Processus xiphoideus, den Brustkorb (unterer Rand) und die Mittellinie. Die Injektionsstelle ist gleich weit vom Processus xiphoideus und der Kerbe jugularis entfernt. (B) Chirurgisches Klebeband wird horizontal über den Bauch verwendet, um Mausbewegungen während der Injektion zu verhindern. (C) Eine Spritze, die mit der Zellsuspension und dem Vorhandensein einer Luftblase beladen ist. Die Luftblase hilft, das Pulsieren des Blutes sichtbar zu machen. (D) Die Nadel wird senkrecht durch die Injektionsstelle eingeführt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Bestätigung des intrakardialen Injektionsmodells mit einem in vivo Biolumineszenz-Bildgebungssystem. (A) In-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung einer männlichen athymischen Maus 24 h nach Injektion von Luciferase-markierten PC-3-Zellen (1 × 10,6 Zellen) in die linke Herzkammer. Korrekt injizierte Krebszellen im systemischen Kreislauf werden durch das Biolumineszenzsignal erkannt, das aus dem gesamten Körper freigesetzt wird. (B-D) Biolumineszenzbilder einer repräsentativen Maus mit fortschreitender Metastasenbildung. (B) Ein Bild, das Prostatakrebszellen 2 Wochen nach der Injektion zeigt. (C) Ein Bild, das Prostatakrebszellen 3 Wochen nach der Injektion zeigt. (D) Ein Bild, das Prostatakrebszellen 4 Wochen nach der Injektion zeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Verschiedene Nachweismethoden von Prostatakrebszell-induzierten Knochenmetastasen. (A) ein repräsentatives Röntgenbild; Der rote Pfeil zeigt die Knochenzerstörung in der proximalen Tibia. (B) Eine repräsentative Mikro-CT-Aufnahme des Schienbeins. (C) H&E-Bild, das Knochenmetastasen von Prostatakrebszellen zeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Die intrakardiale Injektion menschlicher Prostatakrebszellen zur Erzeugung von Knochenmetastasen ist ein ideales Mausmodell, um die Funktionen und Mechanismen der Knochenmetastasierung von Prostatakrebs zu erforschen und die therapeutische Wirksamkeit zu bewerten. Studien haben gezeigt, dass Knochenschäden am wahrscheinlichsten in der proximalen Tibia und dem distalen Femurauftreten 17, was auf ihre hohe Vaskularisierung und Stoffwechselaktivität zurückzuführen sein kann.
Da Knochenmetastasen eine häufig beobachtete metastasierende Läsion bei Brustkrebspatientinnen sind, wird das Knochenmetastasenmodell, das durch intrakardiale Injektion von Brustkrebszellen erzeugt wird, auch häufig in Studien zu Brustkrebs verwendet18,19. Daher könnte die aktuelle Arbeit dazu beitragen, ein intrakardiales Injektionsmodell für Knochenmetastasen mit Brust- und Prostatakrebszellen zu entwickeln.
Für eine konsistente Tumorbildung gibt es einige wichtige Überlegungen. Die Zellen sollten so schnell wie möglich nach der Ablösung aus der Kultur injiziert werden. Mäuse sollten nach der Injektion von Krebszellen randomisiert in Versuchsgruppen eingeteilt werden. Das Injektionsvolumen sollte konsistent sein und die gleiche Person sollte allen Mäusen mit der gleichen Technik Krebszellen injizieren.
Das gesamte Verfahren besteht aus mehreren kritischen Schritten. Wenn die Injektionsstelle richtig positioniert ist, sollte während der Injektion pulsiertes Blut beobachtet werden. Der Verlust der Stabilität der Hand, die die Spritze hält, und die Veränderung der Nadelposition beim Vorschieben des Spritzenkolbens sind mögliche Probleme. Eine Spritze mit einem farbigen Hub im Inneren sorgt dafür, dass das Pulsieren des Blutes gut sichtbar ist. Wenn beim Einführen der Nadel Luftblasen in der Nadelnabe auftreten (was auf ein falsches Einführen in die Lunge hinweist), muss die Nadel entfernt und nach der Verlegung erneut eingeführt werden. Wenn kein roter Blutpuls in der Nadelnabe vorhanden ist, die injizierende Person jedoch sicher ist, dass die Injektionsstelle korrekt ist, ziehen Sie den Spritzenkolben leicht, um die Injektion in der Herzkammer zu überprüfen. Das Fehlen von Metastasen nach 2-3 Wochen der Injektion von Krebszellen deutet auf eine Fehlinjektion hin. Bestätigung der Krebszellzirkulation im ganzen Körper durch Biolumineszenz-Bildgebung innerhalb von 24 Stunden nach der Injektion20. Biolumineszenz-Signale könnten im ganzen Körper beobachtet werden, wenn Krebszellen genau in die Herzkammer injiziert werden. Darüber hinaus können sich die Metastasierungsrate, die Lokalisation und die Anzahl der metastasierenden Tumoren in verschiedenen Zelllinien unterscheiden 8,21.
Nach der Operation müssen Mäuse regelmäßig kontrolliert werden. Aufgrund der Operation und der Anästhesieexposition können Mäuse erhebliche Leiden erleiden oder sogar sterben. Daher ist die erste Woche nach der Operation kritisch und die Mäuse müssen sorgfältig überwacht werden. Während eines Knochenmetastasierungsexperiments sollten Mäuse täglich auf Veränderungen des Aktivitätsniveaus, der Mobilität und des Auftretens von Kachexie (ein paraneoplastisches Syndrom bei Mäusen, das durch Gewichtsverlust, Muskelatrophie und -schwäche, gewölbtes Aussehen und Lethargie gekennzeichnet ist) überwacht werden22,23). Mäuse sollten eingeschläfert werden, wenn 10%-20% ihres Körpergewichts verloren sind; Das Fortschreiten des Tumors beeinträchtigt die Beweglichkeit (z. B. Bruch des langen Knochens, Kopfneigung, Querschnittslähmung); oder die Mäuse scheinen in Atemnot zu sein24.
Der Vorteil dieses Modells besteht darin, dass Krebszellen, die im Knochen nachgewiesen werden, "den Boden besiedelt" haben 25 und so den natürlicheren Verlauf der Mikrometastasenbildung der disseminierten Krebszellen nachbilden. Dieses Modell hat auch einige Einschränkungen. Dabei handelt es sich um ein Xenotransplantat-Krebsmodell mit immundefizienten Mäusen. Dieses Modell ist nicht geeignet, um die Interaktion zwischen Krebszellen und Immunzellen in der Mikroumgebung der Knochenmetastasen zu untersuchen. Es wird geschätzt, dass etwa 30% der Mäuse während der Modellierung sterben werden; Daher wird die Praxis die Erfolgsquote der Modellentwicklung erheblich verbessern. Darüber hinaus kann die Metastasenläsion auch im Gehirn, in der Lunge und in den Nieren auftreten. Die Bildung von Mehrfachmetastasen stört die Untersuchung der Knochenmetastasenmechanismen 9,26,27,28. Obwohl die Knochenmetastasierungsrate bei intrakardialer Injektion viel höher ist als bei orthotoper Injektion, zeigt die intrakardiale Injektionstechnik eine Knochenmetastasenrate von etwa 75 % statt 100 %9,14. Die geringere Effizienz kann darauf zurückzuführen sein, dass die injizierten Krebszellen nicht in den Blutkreislauf gelangt sind oder dass die Empfängermaus während einer Herzinjektion durch das Durchstechen der Nadel in das Herz oder die Lunge getötet wurde.
Trotz dieser Einschränkungen hat sich dieses etablierte Mausmodell für die Knochenmetastasierung von Prostatakrebs als hervorragendes Werkzeug erwiesen, um die Wechselwirkungen zwischen Knochen und Krebs zu untersuchen und potenzielle Therapeutika zu bewerten, um das Fortschreiten von Krebs zu verhindern und den Zyklus der metastasiertuzierten Knochenzerstörung zu unterbrechen.
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Disclosures
Alle Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wird durch Zuschüsse des National Key R&D Program of China (2018YFC1704300 und 2020YFE0201600), der National Nature Science Foundation (81973877 und 82174408), der Forschungsprojekte im Rahmen des Budgets der Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (2021LK047) und des Shanghai Collaborative Innovation Center of Industrial Transformation of Hospital TCM Preparation unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mL syringes and needles | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 20200411 | The cells were injected into the ventricles of mice |
| Anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R500IP | Equipment for anesthetizing mice |
| Automatic cell counter | Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd | IC1000 | For counting cells |
| BALB/c athymic mice | Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd. | Male | 6-8 week old, male mice |
| Bioluminescence imaging system | Shanghai Baitai Technology Co., Ltd | Vieworks | For tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase |
| Centrifuge tube (15 mL, 50 mL) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 430790, Corning | |
| EDTA solution | Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd | G1105 | For decalcification of bone tissure |
| F-12 medium | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 21700075, GIBCO | Cell culture medium |
| Formalin solution | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | BL539A | For fixing the specimen of each mouse |
| Isoflurane | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | VETEASY | For anesthesia |
| Lipofectamine 2000 | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 11668027, Thermo fisher | Plasmid transfection reagent |
| PC-3 cell line | Cell Bank of Chinese Academy of Sciences | TCHu 158 | Prostate cancer cell line |
| Phosphate-buffered saline | Beyotime Biotechnology | ST447 | Wash the human osteosarcoma cells |
| Trypsin (0.25%) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 25200056, Gibco | For detaching the cells |
| Vector (pLV-luciferase) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | VL3613 | Plasmid for transfection |
| X-ray imaging system | Brook (Beijing) Technology Co., Ltd | FX PRO | For obtaining x-ray images to detect tumor growth |
| μCT80 | Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd | Scanco Medical AG,Switzerland | For detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction, and μCT Ray V3.4A model visualization software. |
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