Summary
Her presenterer vi en protokoll for intra-kardial injeksjon av humane prostatakreftceller for å generere en musemodell med benmetastaselesjoner.
Abstract
Som den vanligste mannlige maligniteten, rangerer prostatakreft (PC) andre i dødelighet, hovedsakelig på grunn av en 65% -75% benmetastaserate. Derfor er det viktig å forstå prosessen og relaterte mekanismer for benmetastase i prostatakreft for å utvikle nye terapier. For dette er en dyremodell av benmetastase et viktig verktøy. Her rapporterer vi detaljerte prosedyrer for å generere en musemodell for benmetastase via intrakardial injeksjon av prostatakreftceller. Et bioluminescensavbildningssystem kan avgjøre om prostatakreftceller har blitt nøyaktig injisert i hjertet og overvåke kreftcellemetastase, siden det har store fordeler ved overvåking av metastatisk lesjonsutvikling. Denne modellen replikerer den naturlige utviklingen av spredte kreftceller for å danne mikrometastaser i beinet og imiterer den patologiske prosessen med benmetastase for prostatakreft. Det gir et effektivt verktøy for videre utforskning av molekylære mekanismer og in vivo terapeutiske effekter av denne sykdommen.
Introduction
Prostatakreft er den hyppigste kreftformen hos menn i 112 land og rangerer andre for dødelighet i høyere menneskelige utviklingsindeksland 1,2. De fleste dødsfall hos prostatakreftpasienter er forårsaket av metastase, og ca 65% -75% av tilfellene vil utvikle benmetastase 3,4. Derfor er forebygging og behandling av benmetastaser i prostatakreft presserende nødvendig for å forbedre det kliniske resultatet av prostatakreftpasienter. Dyremodellen for benmetastase er et uunnværlig verktøy for å utforske flertrinnsprosessen og molekylære mekanismer involvert i hvert stadium av benmetastase i prostatakreft, og dermed identifisere terapeutiske mål og utvikle nye terapier5.
De vanligste metodene for å generere eksperimentelle dyremodeller av benmetastase for prostatakreft inkluderer ortotopisk, intradiafyse (som intra-tibial) og intra-kardial injeksjon av prostatakreftceller. Benmetastasemodellen med ortotopisk injeksjon genereres ved direkte injeksjon av prostatakreftceller i prostata en mus 6,7. Denne eksperimentelle dyremodellen har svært like kliniske egenskaper som prostatakreft benmetastase. Metastasen skjer imidlertid hovedsakelig i aksillær lymfeknute og lunge i stedet for i bein 8,9. Den intra-tibiale injeksjonsmodellen for prostatakreft injiserer prostatakreftceller direkte inn i tibia med en høy tumordannelseshastighet i beinet (tibia)10,11; Imidlertid er beinbarken og benmarghulen lett skadet. I tillegg kan tibialinjeksjonsmetoden ikke stimulere den patologiske prosessen med benmetastase for prostatakreft der kreftcellene koloniserer beinet gjennom sirkulasjon. For å undersøke sirkulasjon, vaskulær ekstravasasjon og fjernmetastase med høyere benmetastaserate av kreftceller, er det utviklet en intrakardial injeksjonsteknikk ved direkte injisering av prostatakreftceller i musens venstre ventrikkel 8,12,13. Dette gjør det til en verdifull dyremodell for forskning på benmetastase8. Den intrakardiale injeksjonsmetoden viser en benmetastaserate på ca. 75%9,14, mye høyere enn den ortotopiske injeksjonsmetoden. Derfor er intra-kardial injeksjon en ideell metode for å generere en dyremodell med benmetastase for prostatakreft.
Dette arbeidet tar sikte på å beskrive prosessen med å etablere en musemodell av benmetastaser for prostatakreft, slik at leserne kan visualisere modelletableringen. Det nåværende arbeidet gir detaljerte prosesser, forholdsregler og illustrerende bilder for å generere en benmetastase xenograftmodell via intra-kardial injeksjon av humane prostatakreftceller i atymiske mus. Denne metoden gir et effektivt verktøy for videre å utforske molekylære mekanismer og in vivo terapeutiske effekter av prostatakreft benmetastase.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Seks til åtte uker gamle mannlige BALB/c atymiske mus (n = 10) var husrom individuelt ventilerte musbur (5 mus/bur) i et spesifikt-patogenfritt (SPF) dyrerom under forholdene 12 timers lys/mørk syklus, med fri tilgang til SPF-fôr og sterilt vann. Mus ble adaptivt matet i en uke før forsøkene. Alle dyreforsøk ble godkjent av dyrevelferdskomiteen ved Shanghai University of Traditional Chinese Medicine.
1. Cell forberedelse
- På dagen for prostatakreft celleinjeksjon, vask 80% -90% sammenflytende luciferase merket PC-3 celler (PC-3-luciferase) dyrket i en 10 cm cellekultur tallerken med pre-kald steril PBS (pH 7,4) to ganger. Trypsiniser i 3 minutter med 1,5 ml 0,25% trypsin, og samle cellene i et 15 ml sentrifugerør etter å ha slukket trypsinet med 6 ml F-12 medium inneholdende 10% serum.
MERK: PC-3-luciferase-cellelinjen er avledet fra PC-3-cellelinjen etter å ha blitt transfeksjonert med pLV-luciferase-vektoren15. - Bruk en automatisk celleteller og beregne cellekonsentrasjonen ved å overføre 20 μL av cellesuspensjonen til celletelleplaten (se Materialfortegnelse).
- Sentrifuger cellene ved 800 x g ved romtemperatur (RT) i 5 minutter.
- Bruk en pipette til å kaste supernatanten og resuspendere cellepelleten i F-12 medium (se materialfortegnelse) til en endelig celletetthet på 1 x 107 celler/ml.
- Hold cellene på is til enhver tid frem til injeksjon.
- Ta med cellene til operasjonsrommet og fullfør celleinjeksjonen innen 2 timer.
MERK: Klargjør ytterligere cellesuspensjoner (vanligvis doblet volum etter behov) for å sikre nøyaktige injeksjonsdoser (for eksempel for å unngå de døde mellomrommene inne i sprøytene).
2. Kirurgi for intra-kardial injeksjon av humane prostatakreftceller
MERK: Det kirurgiske apparatet som brukes til intrakardial injeksjon er en 1 ml sprøyte (figur 1). Gi termisk støtte gjennom hele prosedyren til dyrets utvinning fra anestesi.
- Hold musen i SPF dyrerommet. Utfør alle prosedyrene med steriliserte apparater i et aseptisk skap.
- Bedøv musen med 2 % isofluran med 98 % oksygen under en oksygenstrømningshastighet på 2 l/min.
MERK: Smør en liten mengde oftalmisk salve på musens øyne for å unngå tørrhet under anestesi. Utfør hele operasjonen i et godt ventilert område. Pass på at musen er dypt bedøvet ved å klemme musens tær før celleinjeksjon. Hvis svarene (f.eks. et rykk eller rykninger) gjenstår, vent til anestesien trer i kraft. - Plasser musen i en liggende stilling og immobiliser begge øvre lemmer vinkelrett strukket bort fra midtlinjen (figur 2A).
- Immobiliser musen fra magen og ned med kirurgisk tape. Unngå å trykke hardt og forskyve indre organer (figur 2B).
MERK: Det er viktig å opprettholde den topografiske anatomien (dvs. feste med tape) siden intrakardial injeksjon er blind (dvs. det nøyaktige injeksjonsstedet på hjertet er usynlig for det blotte øye). - Desinfiser huden på thoraxen med en 70% etanolpinne.
- Identifiser musens xiphoidprosess i depresjonen i den laveste enden av midten av brystbenet ved å palpere ned midten av den fremre brystveggen. Identifiser musens jugulære hakk i den sentrale depresjonen ved den øvre grensen av manubrium ved å palpere opp fra midten av den fremre brystveggen.
- Merk det dårligste punktet i xiphoidprosessen og jugulært hakk med en markørpenn (figur 2A). Lag et tredje merke i midten av disse to landemerkene og litt til høyre (dyrets venstre) like over hjertet i det tredje interkostalrommet.
MERK: Injeksjonsstedet er 1-2 mm igjen av midtlinjen, og injeksjonspunktet er mellom tredje og fjerde ribbe på musen (figur 2A). - Legg 200 μL av cellesuspensjonen i en 1 ml sprøyte.
MERK: Ha en luftboble i sprøyten, som vist i figur 2C, for å sikre at blodet pulserer. Cellesuspensjonen må blandes grundig før lasting. - Stikk en 26 G kanyle vertikalt gjennom injeksjonsstedet (figur 2D).
- Hold hånden som holder sprøyten stabil på bordet, eller bruk den andre hånden til å holde den stabil. Forsikre deg om at sprøytens lange akse er vinkelrett på injeksjonsstedet, og stikk sprøyten ca. 2 mm subkutant.
- Lysrød blodpulsering er synlig i nålenaven og/eller cellesuspensjonen når nålespissen er riktig satt inn i venstre ventrikkel. Hvis blodpulsasjonen er usynlig, er nålespissen ikke i hjertet. Trekk inn og erstatt nålen (i tilfelle blodproppene inne i nålen stopper blodpulseringen). Stikk kanylen inn igjen.
- Injiser cellene. Injiser cellesuspensjonen (100 μL) svært langsomt over 40-60 sekunder og hold hånden som holder sprøyten stabil hele tiden.
MERK: Hold øye med cellesuspensjonen i sprøyten, og ikke injiser luftboblene inne i sprøyten inn i hjertet. - Trykk på injeksjonsstedet med en tørr bomullspinne i 15 dager for å sikre hemostase når nålen trekkes tilbake.
- Sett musen tilbake til det rene buret og overvåk dyret til det helt gjenoppretter fra anestesi.
- Avbilde musen med et in vivo bioluminescenssystem innen 24 timer etter injeksjon for å sikre at kreftcellene har kommet inn i den systemiske sirkulasjonen.
MERK: Korrekt injiserte kreftceller går inn i arteriell sirkulasjon via venstre hjertekammer, som ses av bioluminescenssignalet som er synlig over hele kroppen (se for eksempel figur 3A). - Utfør in vivo bioluminescensavbildning.
- Slå på instrumentet og datamaskinen. Åpne programvaren når strømindikatoren på instrumentet og datamaskinen lyser, og åpne deretter vinduet Image Acquisition .
- Identifiser in vivo-bildesystemet som er koblet til datamaskinen i enhetsruten. Plasser musen som skal avbildes i bildekammeret i liggende posisjon. Lukk deretter døren til bildekammeret.
- Angi parameterne i innstillingsruten i vinduet Image Acquisition .
- Still inn parametrene med Lens > Zoom > 1x, Lens > Focus > 108 og Lens > Iris > F 2.8 for å gjøre bildene klare.
- Sett skytekanalen i Filter og lys: Filter og lys > filter > luminescens, filter og lys > lys > AV, og filter og lys > lysintensitet > midten.
- Angi bildetypen som skal tas: Imaging > Type > Single-Frame, Imaging > Exposure Time > 500 ms, Imaging > HDR Mode > Low GainMode. Klikk på Hent-knappen for å skaffe bildet.
- Visualiser metastatisk kreftvekst med in vivo bioluminescens.
MERK: Ved hvert tidspunkt for visualiseringen, injiser intraperitonealt 200 mikrol av luciferinsubstratet i en 20 g mus (150 mg / kg) og vent 15 minutter før anestesi (2% isofluran blandet med 98% oksygen i et induksjonskammer). Plasser musen på systemplattformen for bioluminescensavbildning. Opprettholde anestesi gjennom en nesemaske med 2% isofluran.
3. Patologisk undersøkelse
- Fire uker etter celleinjeksjonen, ofre musen ved CO2 -innånding og deretter cervikal dislokasjon.
- Immobiliser musen i en liggende stilling. Lag et vertikalt snitt (ca. 6 cm) fra abdomen til thorax med kirurgisk saks for å eksponere og grovt undersøke alle organene i abdomen og thorax for kreftskader og/eller patologiske forandringer.
MERK: For en intra-hjertekreftcelleinjeksjonsstudie, foreslår kreftlesjoner i mediastinum ved siden av hjertet feilinjiserte kreftceller (celler som ikke injiseres i venstre hjertekammer); Disse musene er derfor ikke inkludert i den endelige datainnsamlingen. - Excise metastaserende svulster med saks. Mål de lange diametrene (a) og korte diametrene (b) av svulsten ved hjelp av kaliper for å beregne tumorvolumet (V) ved hjelp av formelen V = 1/2 × en × b2, og vei svulsten ved hjelp av en elektronisk skala.
- Fest tumorvevet i 10% formalinløsning etterfulgt av innebygging i parafin. Alternativt kan du snap-fryse svulstene i flytende nitrogen.
- Excise beinene (bakre lemmer, ryggvirvler og / eller ribber) med metastatiske lesjoner. Fest prøven av hver mus i et 50 ml rør inneholdende 20 ml 10% formalinoppløsning i 24 timer etter fjerning av hud og muskler, etterfulgt av avkalking i 14 dager i 10% EDTA-løsning med hyppig bufferskifte (hver 3. dag).
- Legg prøven inn i parafin og snitt prøvene for rutinemessig histologisk undersøkelse16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Bioluminescensavbildning gir enorme fordeler ved overvåking av metastatisk lesjonsutvikling for en intra-kardial injeksjonsmodell. Kort tid etter injeksjonen av kreftcellen (innen 24 timer) ble bioluminescensavbildning brukt til å visualisere kreftcellene som kom inn i den generelle sirkulasjonen (figur 3A). Åpenbar bioluminescenssignalering over hele kroppen vil bli sett når kreftcellene injiseres riktig i arteriell sirkulasjon. Data fra mus som kun viser bioluminescenssignaler på injeksjonsstedet (hjertet) bør utelukkes fra den endelige datainnsamlingen. Metastaserende lesjoner i bakekstremitetene ble observert (figur 3B-D) 2 uker etter celleinjeksjonen. Etter hvert som tiden gikk, ble de metastatiske lesjonene større og dukket opp på andre steder, inkludert brystbenet, ribbeina og mandibelen.
Røntgenbildene viste bendestruksjon som representerte de metastaserende lesjonene i benet (figur 4A). Bendestruksjon ble også påvist ved mikro-CT-skanning. Micro-CT-skanning ble utført i 3D-modus ved hjelp av en mikro-CT (μCT80) assosiert med 3Dcalc, kjeglerekonstruksjon og et modellvisualiseringsprogram. En rekonstruksjon av bitmap-dataene ble innhentet for å bygge 3D-modellen. Et representativt mikro-CT-bilde av beindestruksjonen i proksimale tibia er vist i figur 4B. De metastaserende lesjonene ble videre bekreftet i parafininnebygd vev ved H&E-farging (figur 4C).
Figur 1 Kirurgiske apparater. En sprøyte på 1 ml. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2 Intrakardial injeksjon av prostatakreftceller. (A) Panelet illustrerer jugular hakk, xiphoid prosess, ribbe bur (nedre margin) og midtlinje. Injeksjonsstedet er like langt fra xiphoidprosessen og jugular hakk. (B) Kirurgisk tape brukes horisontalt over magen for å forhindre musebevegelse under injeksjonen. C) En sprøyte fylt med cellesuspensjonen og tilstedeværelsen av en luftboble. Luftboblen bidrar til å visualisere blodpulseringen. (D) Nålen føres vertikalt gjennom injeksjonsstedet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Bekreftelse av intrakardial injeksjonsmodell med et in vivo bioluminescensavbildningssystem. (A) In vivo bioluminescensavbildning av en mannlig atymmus 24 timer etter injeksjon av luciferase-merkede PC-3-celler (1 × 106 celler) i venstre hjertekammer. Korrekt injiserte kreftceller i systemisk sirkulasjon ses av bioluminescenssignalet som frigjøres fra hele kroppen. (VG Nett) Bioluminescensbilder av en representativ mus som viser progressiv metastaseutvikling. (B) Et bilde som viser prostatakreftceller 2 uker etter injeksjon. (C) Et bilde som viser prostatakreftceller 3 uker etter injeksjon. (D) Et bilde som viser prostatakreftceller 4 uker etter injeksjon. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Ulike påvisningsmetoder ved celleinduserte benmetastaser i prostatakreft. (A) Et representativt røntgenbilde; Den røde pilen viser beinødeleggelse i proksimale tibia. (B) Et representativt mikro-CT-bilde av tibia. (C) H&E-bilde som viser benmetastaser fra prostatakreftceller. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Intra-kardial injeksjon av humane prostatakreftceller for å generere benmetastase er en ideell musemodell for å utforske funksjonene og mekanismene for prostatakreft benmetastase og evaluere terapeutisk effekt. Studier har vist at benskade mest sannsynlig forekommer i proksimale tibia og distale femur17, noe som kan skyldes deres høye vaskularisering og metabolske aktivitet.
Siden benmetastase er en hyppig observert metastatisk lesjon hos brystkreftpasienter, er benmetastasemodellen produsert ved intrakardial injeksjon av brystkreftceller også ofte brukt i studier på brystkreft18,19. Derfor kan det nåværende arbeidet bidra til å utvikle en intrakardial injeksjonsprodusert benmetastasemodell med bryst- og prostatakreftceller.
For konsekvent tumordannelse er det noen viktige hensyn. Celler skal injiseres så snart som mulig etter løsrivelse fra kulturen. Mus bør randomiseres til eksperimentelle grupper etter injeksjon av kreftceller. Injeksjonsvolumet skal være konsistent og samme person skal injisere kreftceller til alle mus ved hjelp av samme teknikk.
Hele prosedyren inneholder flere kritiske trinn. Hvis injeksjonsstedet er riktig plassert, bør pulserende blod observeres under injeksjonen. Tap av stabilitet for hånden som holder sprøyten og endring av kanyleposisjonen under fremrykning av sprøytestempelet er potensielle problemer. En sprøyte med et farget nav inne gjør blodpulsasjonen lett å se. Dersom det oppstår luftbobler i kanylenavet når kanylen settes inn (noe som indikerer feilinnstikk i lungene), må kanylen fjernes og settes inn igjen etter flyttingen. Hvis det ikke er noen rød blodpuls i kanylenavet, men personen som injiserer er sikker på at injeksjonsstedet er riktig, trekk i sprøytestempelet litt for å verifisere injeksjonen i hjerteventikkelen. Mangelen på metastase etter 2-3 uker med kreftcelleinjeksjon indikerer feilinjeksjon. Bekreft kreftcellesirkulasjonen i hele kroppen ved bioluminescensavbildning innen 24 timer etter injeksjon20. Bioluminescenssignalering kunne sees i hele kroppen hvis kreftceller ble nøyaktig injisert i hjerteventrikkelen. Videre kan metastatisk hastighet, plassering og antall metastaserende svulster variere i forskjellige cellelinjer 8,21.
Etter operasjonen må mus kontrolleres regelmessig. På grunn av operasjonen og bedøvelseseksponeringen kan mus oppleve betydelig nød eller til og med dø. Derfor er den første uken etter operasjonen kritisk, og musene må overvåkes nøye. Gjennom et benmetastaseeksperiment bør mus overvåkes daglig for endringer i aktivitetsnivå, mobilitet og utbruddet av kakeksi (et paraneoplastisk syndrom hos mus preget av vekttap, muskelatrofi og svakhet, buet utseende og sløvhet22,23). Mus bør avlives når 10% -20% av kroppsvekten går tapt; tumorprogresjon svekker mobiliteten (for eksempel lang beinbrudd, hodevipp, paraplegi); eller musene ser ut til å være i respiratorisk nød24.
Fordelen med denne modellen er at kreftceller oppdaget i beinet har "sådd jorda" 25, og dermed replikerer den mer naturlige progresjonen av mikrometastasedannelsen av de spredte kreftcellene. Denne modellen har også flere begrensninger. Dette er en xenograft kreftmodell som bruker immundefekte mus. Denne modellen er ikke gunstig for å studere samspillet mellom kreftceller og immunceller i benmetastasemikromiljøet. Det anslås at ca 30% av musene vil dø under modelleringen; Derfor vil praksis i stor grad forbedre suksessraten for modellutvikling. Videre kan metastaselesjonen også forekomme i hjernen, lungene og nyrene; Dannelsen av flere metastaser forstyrrer studiet av benmetastasemekanismer 9,26,27,28. Selv om benmetastasefrekvensen er mye høyere ved intra-kardial injeksjon enn ved ortotopisk injeksjon, viser intra-kardial injeksjonsteknikken en benmetastaserate på ca. 75% i stedet for 100%9,14. Den lavere effektiviteten kan skyldes at de injiserte kreftcellene ikke kom inn i blodsirkulasjonen eller at mottakermusen døde under en hjerteinjeksjon på grunn av at nålen gjennomboret hjertet eller lungen.
Til tross for disse begrensningene har denne etablerte musemodellen av benmetastase i prostatakreft vist seg å være et utmerket verktøy for å studere bein og kreft crosstalk og evaluere potensielle terapier for å forhindre kreftprogresjon og forstyrre syklusen av metastaseindusert beinødeleggelse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Alle forfatterne oppgir ingen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Dette arbeidet støttes av tilskudd fra National Key R &D Program of China (2018YFC1704300 og 2020YFE0201600), National Nature Science Foundation (81973877 og 82174408), forskningsprosjektene innenfor budsjettet til Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (2021LK047), og Shanghai Collaborative Innovation Center of Industrial Transformation of Hospital TCM Preparation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mL syringes and needles | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 20200411 | The cells were injected into the ventricles of mice |
| Anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R500IP | Equipment for anesthetizing mice |
| Automatic cell counter | Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd | IC1000 | For counting cells |
| BALB/c athymic mice | Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd. | Male | 6-8 week old, male mice |
| Bioluminescence imaging system | Shanghai Baitai Technology Co., Ltd | Vieworks | For tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase |
| Centrifuge tube (15 mL, 50 mL) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 430790, Corning | |
| EDTA solution | Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd | G1105 | For decalcification of bone tissure |
| F-12 medium | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 21700075, GIBCO | Cell culture medium |
| Formalin solution | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | BL539A | For fixing the specimen of each mouse |
| Isoflurane | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | VETEASY | For anesthesia |
| Lipofectamine 2000 | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 11668027, Thermo fisher | Plasmid transfection reagent |
| PC-3 cell line | Cell Bank of Chinese Academy of Sciences | TCHu 158 | Prostate cancer cell line |
| Phosphate-buffered saline | Beyotime Biotechnology | ST447 | Wash the human osteosarcoma cells |
| Trypsin (0.25%) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 25200056, Gibco | For detaching the cells |
| Vector (pLV-luciferase) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | VL3613 | Plasmid for transfection |
| X-ray imaging system | Brook (Beijing) Technology Co., Ltd | FX PRO | For obtaining x-ray images to detect tumor growth |
| μCT80 | Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd | Scanco Medical AG,Switzerland | For detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction, and μCT Ray V3.4A model visualization software. |
References
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A.
- Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
- Coleman, R. E.
- Macedo, F., et al.
- Rea, D., et al. Mouse models in prostate cancer translational research: From xenograft to PDX. BioMed Research International. 2016, 9750795 (2016).
- Zhang, Y., et al. Real-time GFP intravital imaging of the differences in cellular and angiogenic behavior of subcutaneous and orthotopic nude-mouse models of human PC-3 prostate cancer. Journal of Cellular Biochemistry. 117 (11), 2546-2551 (2016).
- Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. Journal of the National Cancer Institute. 84 (12), 951-957 (1992).
- Simmons, J. K., et al.
- Jenkins, D. E., Hornig, Y. S., Oei, Y., Dusich, J., Purchio, T. Bioluminescent human breast cancer cell lines that permit rapid and sensitive in vivo detection of mammary tumors and multiple metastases in immune deficient mice. Breast Cancer Research: BCR. 7 (4), 444-454 (2005).
- Corey, E., et al. Establishment and characterization of osseous prostate cancer models: intra-tibial injection of human prostate cancer cells. The Prostate. 52 (1), 20-33 (2002).
- Andersen, C., Bagi, C. M., Adams, S. W. Intra-tibial injection of human prostate cancer cell line CWR22 elicits osteoblastic response in immunodeficient rats. Journal of Musculoskeletal & Neuronal Interactions. 3 (2), 148-155 (2003).
- Sudhan, D. R., Pampo, C., Rice, L., Siemann, D. W. Cathepsin L inactivation leads to multimodal inhibition of prostate cancer cell dissemination in a preclinical bone metastasis model. International Journal of Cancer. 138 (11), 2665-2677 (2016).
- Jinnah, A. H., Zacks, B. C., Gwam, C. U., Kerr, B. A. Emerging and established models of bone metastasis. Cancers. 10 (6), 176 (2018).
- Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. The Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
- Lamar, J. M., et al. SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis. The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).
- Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).
- Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. Cancer Research. 48 (23), 6876-6881 (1988).
- Brylka, L., et al. Spine Metastases in immunocompromised mice after intracardiac injection of MDA-MB-231-SCP2 breast cancer cells. Cancers. 14 (3), 556 (2022).
- Rahman, M. M., Veigas, J. M., Williams, P. J., Fernandes, G. DHA is a more potent inhibitor of breast cancer metastasis to bone and related osteolysis than EPA. Breast Cancer Research and Treatment. 141 (3), 341-352 (2013).
- Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 14, Unit 14.15 (2010).
- Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804 (2016).
- Fearon, K. C., Glass, D. J., Guttridge, D. C. Cancer cachexia: mediators, signaling, and metabolic pathways. Cell Metabolism. 16 (2), 153-166 (2012).
- Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nature Medicine. 21 (11), 1262-1271 (2015).
- Talbot, S. R., et al. Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal. Laboratory Animals. 54 (1), 99-110 (2020).
- Paget, S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).
- Yin, J. J., et al. TGF-beta signaling blockade inhibits PTHrP secretion by breast cancer cells and bone metastases development. The Journal of Clinical Investigation. 103 (2), 197-206 (1999).
- Schneider, A., et al. turnover mediates preferential localization of prostate cancer in the skeleton. Endocrinology. 146 (4), 1727-1736 (2005).
- Padalecki, S. S., et al. Chromosome 18 suppresses prostate cancer metastases. Urologic Oncology. 21 (5), 366-373 (2003).
