Summary
Ici, nous présentons un protocole pour l’injection intra-cardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine afin de générer un modèle murin avec des lésions de métastases osseuses.
Abstract
En tant que tumeur maligne masculine la plus courante, le cancer de la prostate (PC) se classe au deuxième rang pour la mortalité, principalement en raison d’un taux de métastases osseuses de 65% à 75%. Par conséquent, il est essentiel de comprendre le processus et les mécanismes connexes des métastases osseuses du cancer de la prostate pour développer de nouveaux traitements. Pour cela, un modèle animal de métastases osseuses est un outil essentiel. Ici, nous rapportons des procédures détaillées pour générer un modèle murin de métastases osseuses par injection intra-cardiaque de cellules cancéreuses de la prostate. Un système d’imagerie par bioluminescence peut déterminer si les cellules cancéreuses de la prostate ont été injectées avec précision dans le cœur et surveiller les métastases des cellules cancéreuses, car il présente de grands avantages dans la surveillance du développement des lésions métastatiques. Ce modèle reproduit le développement naturel des cellules cancéreuses disséminées pour former des micro-métastases dans l’os et imite le processus pathologique des métastases osseuses du cancer de la prostate. Il fournit un outil efficace pour approfondir l’exploration des mécanismes moléculaires et des effets thérapeutiques in vivo de cette maladie.
Introduction
Le cancer de la prostate est le cancer le plus fréquent chez les hommes dans 112 pays et se classe au deuxième rang pour la mortalité dans les pays à indice de développement humainsupérieur 1,2. La plupart des décès chez les patients atteints d’un cancer de la prostate sont causés par des métastases, et environ 65% à 75% des cas développeront des métastases osseuses 3,4. Par conséquent, la prévention et le traitement des métastases osseuses du cancer de la prostate sont nécessaires de toute urgence pour améliorer les résultats cliniques des patients atteints de cancer de la prostate. Le modèle animal des métastases osseuses est un outil indispensable pour explorer le processus en plusieurs étapes et les mécanismes moléculaires impliqués dans chaque stade des métastases osseuses du cancer de la prostate, identifiant ainsi des cibles thérapeutiques et développant de nouvelles thérapies5.
Les méthodes les plus courantes pour générer des modèles animaux expérimentaux de métastases osseuses du cancer de la prostate comprennent l’injection orthotopique, intra-diaphyse (comme intra-tibiale) et intra-cardiaque de cellules cancéreuses de la prostate. Le modèle de métastases osseuses avec injection orthotopique est généré par injection directe de cellules cancéreuses de la prostate dans la prostate d’une souris 6,7. Ce modèle animal expérimental présente des caractéristiques cliniques très similaires aux métastases osseuses du cancer de la prostate. Cependant, les métastases se produisent principalement dans le ganglion lymphatique axillaire et le poumon plutôt que dans l’os 8,9. Le modèle d’injection intra-tibiale pour le cancer de la prostate injecte directement des cellules cancéreuses de la prostate dans le tibia avec un taux élevé de formation tumorale dans l’os (tibia)10,11; Cependant, le cortex osseux et la cavité de la moelle osseuse sont facilement endommagés. De plus, la méthode d’injection tibiale ne peut pas stimuler le processus pathologique des métastases osseuses du cancer de la prostate dans lequel les cellules cancéreuses colonisent l’os par la circulation. Pour étudier la circulation, l’extravasation vasculaire et les métastases à distance avec un taux de métastases osseuses plus élevé des cellules cancéreuses, une technique d’injection intracardiaque a été développée en injectant directement des cellules cancéreuses de la prostate dans le ventricule gauche de la souris 8,12,13. Cela en fait un modèle animal précieux pour la recherche sur les métastases osseuses8. La méthode d’injection intracardiaque montre un taux de métastases osseuses d’environ 75%9,14, beaucoup plus élevé que la méthode d’injection orthotopique. Par conséquent, l’injection intracardiaque est une méthode idéale pour générer un modèle animal avec des métastases osseuses du cancer de la prostate.
Ce travail vise à décrire le processus d’établissement d’un modèle murin de métastases osseuses du cancer de la prostate, permettant aux lecteurs de visualiser l’établissement du modèle. Le travail actuel fournit des processus détaillés, des précautions et des images illustratives pour générer un modèle de xénogreffe de métastases osseuses par injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine chez des souris athymiques. Cette méthode fournit un outil efficace pour explorer davantage les mécanismes moléculaires et les effets thérapeutiques in vivo des métastases osseuses du cancer de la prostate.
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Protocol
Des souris athymiques BALB/c mâles âgées de six à huit semaines (n = 10) ont été hébergées dans des cages de souris ventilées individuellement (5 souris/cage) dans une salle animalière exempte d’agents pathogènes spécifiques (FPS) dans des conditions de cycle lumière/obscurité de 12 h, avec libre accès à des aliments pour FPS et à de l’eau stérile. Les souris ont été nourries de manière adaptative pendant une semaine avant les expériences. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le comité du bien-être animal de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Shanghai.
1. Préparation cellulaire
- Le jour de l’injection de cellules cancéreuses de la prostate, laver à 80% -90% de cellules PC-3 marquées par la luciférase confluente (PC-3-luciférase) cultivées dans une boîte de culture cellulaire de 10 cm avec du PBS stérile pré-froid (pH 7,4) deux fois. Trypsiniser pendant 3 minutes avec 1,5 mL de trypsine à 0,25 % et recueillir les cellules dans un tube centrifugé de 15 mL après avoir trempé la trypsine avec 6 mL de milieu F-12 contenant 10 % de sérum.
NOTE: La lignée cellulaire PC-3-luciférase est dérivée de la lignée cellulaire PC-3 après avoir été transfectée avec le vecteur pLV-luciférase15. - Utilisez un compteur automatique de cellules et calculez la concentration de la cellule en transférant 20 μL de la suspension cellulaire sur la plaque de comptage des cellules (voir le tableau des matériaux).
- Centrifuger les cellules à 800 x g à température ambiante (RT) pendant 5 min.
- Utiliser une pipette pour jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille de cellule dans un milieu F-12 (voir le tableau des matériaux) jusqu’à obtenir une densité cellulaire finale de 1 x 107 cellules/mL.
- Gardez les cellules sur la glace en tout temps jusqu’à l’injection.
- Amenez les cellules à la salle d’opération et terminez l’injection cellulaire dans les 2 heures.
REMARQUE : Préparez des suspensions cellulaires supplémentaires (habituellement des volumes doublés au besoin) pour assurer des doses d’injection précises (par exemple, pour éviter les espaces morts à l’intérieur des seringues).
2. Chirurgie pour injection intracardiaque des cellules cancéreuses de la prostate humaine
REMARQUE : L’appareil chirurgical utilisé pour l’injection intracardiaque est une seringue de 1 mL (figure 1). Fournir un soutien thermique tout au long de la procédure jusqu’à la récupération de l’animal après l’anesthésie.
- Gardez la souris dans la salle animalière SPF. Effectuer toutes les procédures avec des appareils stérilisés dans une armoire aseptique.
- Anesthésier la souris en utilisant 2% d’isoflurane avec 98% d’oxygène sous un débit d’oxygène de 2 L/min.
REMARQUE: Étaler une petite quantité de pommade ophtalmique sur les yeux de la souris pour éviter la sécheresse pendant l’anesthésie. Effectuez toute la chirurgie dans un endroit bien ventilé. Assurez-vous que la souris est profondément anesthésiée en pinçant les orteils de la souris avant l’injection cellulaire. S’il reste des réponses (p. ex., une secousse ou une contraction), attendez plus de temps pour que l’anesthésie fasse effet. - Placez la souris en position supone et immobilisez les deux membres supérieurs perpendiculairement éloignés de la ligne médiane (Figure 2A).
- Immobiliser la souris de l’abdomen vers le bas avec du ruban adhésif chirurgical. Évitez d’appuyer fort et de déplacer les organes internes (Figure 2B).
REMARQUE : Le maintien de l’anatomie topographique (c.-à-d. la fixation avec du ruban adhésif) est essentiel puisque l’injection intracardiaque est aveugle (c.-à-d. que le site d’injection précis sur le cœur est invisible à l’œil nu). - Désinfectez la peau du thorax avec un tampon à l’éthanol à 70%.
- Identifier le processus xiphoïde de la souris dans la dépression à l’extrémité inférieure du sternum moyen en palpant le milieu de la paroi thoracique antérieure. Identifiez l’encoche jugulaire de la souris dans la dépression centrale au bord supérieur du manubrium en palpant à partir du milieu de la paroi thoracique antérieure.
- Étiquetez le point le plus inférieur du processus xiphoïde et l’encoche jugulaire à l’aide d’un marqueur (figure 2A). Faites une troisième marque au milieu de ces deux repères et légèrement à droite (à gauche de l’animal) juste au-dessus du cœur dans le troisième espace intercostal.
REMARQUE : Le site d’injection se trouve à 1-2 mm à gauche de la ligne médiane, et le point d’injection se situe entre les troisième et quatrième côtes de la souris (Figure 2A). - Charger 200 μL de la suspension cellulaire dans une seringue de 1 mL.
REMARQUE : Conservez une bulle d’air dans la seringue, comme illustré à la figure 2C, pour vous assurer que le sang pulse. La suspension cellulaire doit être soigneusement mélangée avant le chargement. - Insérez verticalement une aiguille de 26 G à travers le site d’injection (Figure 2D).
- Gardez la main tenant la seringue stable sur la table, ou utilisez l’autre main pour la maintenir stable. Assurez-vous que le grand axe de la seringue est perpendiculaire au site d’injection et insérez la seringue d’environ 2 mm par voie sous-cutanée.
- Une pulsation sanguine rouge vif est visible dans le moyeu de l’aiguille et/ou la suspension cellulaire lorsque l’extrémité de l’aiguille est correctement insérée dans le ventricule gauche. Si la pulsation sanguine est invisible, la pointe de l’aiguille n’est pas dans le cœur. Rétractez et remplacez l’aiguille (au cas où la coagulation du sang à l’intérieur de l’aiguille arrêterait les pulsations sanguines). Insérez à nouveau l’aiguille.
- Injectez les cellules. Injectez la suspension cellulaire (100 μL) très lentement pendant 40-60 s et maintenez la main tenant la seringue stable tout le temps.
REMARQUE: Surveillez de près la suspension cellulaire dans la seringue et n’injectez pas la bulle d’air à l’intérieur de la seringue dans le cœur. - Appliquez une pression sur le site d’injection avec un coton-tige sec pendant 15 s pour assurer l’hémostase lorsque l’aiguille est rétractée.
- Remettez la souris dans la cage propre et surveillez l’animal jusqu’à ce qu’il se rétablisse complètement de l’anesthésie.
- Imagez la souris avec un système de bioluminescence in vivo dans les 24 heures suivant l’injection pour s’assurer que les cellules cancéreuses sont entrées dans la circulation systémique.
REMARQUE : Les cellules cancéreuses correctement injectées pénètrent dans la circulation artérielle par le ventricule cardiaque gauche, ce qui est visible par la signalisation de bioluminescence visible dans tout le corps (par exemple, voir Figure 3A). - Effectuer l’imagerie par bioluminescence in vivo .
- Allumez l’instrument et l’ordinateur. Ouvrez le logiciel lorsque le voyant d’alimentation de l’instrument et de l’ordinateur s’allume, puis ouvrez la fenêtre Image Acquisition .
- Identifiez le système d’imagerie in vivo connecté à l’ordinateur dans le volet du périphérique. Placez la souris à imager dans la chambre d’imagerie en décubitus dorsal. Fermez ensuite la porte de la chambre d’imagerie.
- Définissez les paramètres du volet Paramètres fourni dans la fenêtre Acquisition d’images .
- Réglez les paramètres avec Lens > Zoom > 1x, Lens > Focus > 108 et Lens > Iris > F 2.8 pour rendre les images claires.
- Définissez le canal de prise de vue sur Filter&Light: Filter&Light > Filter > Luminescence, Filter&Light > Light > OFF et Filter&Light > Light Intensity > Middle.
- Définissez le type d’image à prendre : Imagerie > Type > Monoimage, Imagerie > Temps d’exposition > 500 ms, Imagerie > Mode HDR > Mode Gain faible. Cliquez sur le bouton Acquérir pour acquérir l’image.
- Visualisez la croissance métastatique du cancer avec la bioluminescence in vivo .
REMARQUE: À chaque point temporel de la visualisation, injecter par voie intrapéritonéale 200 μL du substrat de la luciférine dans une souris de 20 g (150 mg / kg) et attendre 15 minutes avant l’anesthésie (2% d’isoflurane mélangé à 98% d’oxygène dans une chambre à induction). Placez la souris sur la plate-forme du système d’imagerie par bioluminescence. Maintenir l’anesthésie à l’aide d’un masque nasal contenant 2 % d’isoflurane.
3. Investigation pathologique
- Quatre semaines après l’injection cellulaire, sacrifier la souris par inhalation de CO2 puis luxation cervicale.
- Immobiliser la souris en décubitus dorsal. Faites une incision verticale (environ 6 cm) de l’abdomen au thorax avec des ciseaux chirurgicaux pour exposer et examiner grossièrement tous les organes de l’abdomen et du thorax pour détecter les lésions cancéreuses et / ou les changements pathologiques.
REMARQUE : Dans le cas d’une étude d’injection intracardiaque de cellules cancéreuses, les lésions cancéreuses dans le médiastin adjacent au cœur suggèrent des cellules cancéreuses mal injectées (cellules non injectées dans le ventricule cardiaque gauche); Par conséquent, ces souris ne sont pas incluses dans la collecte finale des données. - Excise les tumeurs métastatiques avec des ciseaux. Mesurer les longs diamètres (a) et courts (b) de la tumeur à l’aide d’étriers pour calculer le volume tumoral (V) en utilisant la formule V = 1/2 × a × b2, et peser la tumeur à l’aide d’une balance électronique.
- Fixer les tissus tumoraux dans une solution de formol à 10% suivie d’une incorporation dans de la paraffine. Alternativement, congeler les tumeurs dans de l’azote liquide.
- Extrayez les os (membres postérieurs, vertèbres et/ou côtes) présentant des lésions métastatiques. Fixer l’échantillon de chaque souris dans un tube de 50 mL contenant 20 mL de solution de formol à 10 % pendant 24 h après avoir enlevé la peau et les muscles, suivie d’une décalcification pendant 14 jours dans une solution d’EDTA à 10 % avec changement fréquent de tampon (tous les 3 jours).
- Incorporer l’échantillon dans de la paraffine et couper les échantillons pour l’examen histologique de routine16.
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Representative Results
L’imagerie par bioluminescence offre d’énormes avantages dans le suivi du développement de la lésion métastatique pour un modèle d’injection intracardiaque. Peu après l’injection de cellules cancéreuses (dans les 24 heures), l’imagerie par bioluminescence a été utilisée pour visualiser les cellules cancéreuses entrant dans la circulation générale (Figure 3A). Une signalisation évidente de bioluminescence dans tout le corps sera observée lorsque les cellules cancéreuses sont injectées correctement dans la circulation artérielle. Les données provenant de souris présentant des signaux de bioluminescence uniquement au site d’injection (cœur) doivent être exclues de la collecte finale des données. Des lésions métastatiques dans les membres postérieurs ont été observées (Figure 3B-D) 2 semaines après l’injection cellulaire. Au fil du temps, les lésions métastatiques sont devenues plus grandes et sont apparues dans d’autres sites, y compris le sternum, les côtes et la mandibule.
Les images radiographiques ont montré une destruction osseuse représentant les lésions métastatiques dans l’os (Figure 4A). La destruction osseuse a également été détectée par micro-tomodensitométrie. Le balayage micro-CT a été réalisé en mode 3D à l’aide d’un micro-CT (μCT80) associé à 3Dcalc, à la reconstruction conique et à une application logicielle de visualisation de modèles. Une reconstruction des données bitmap a été obtenue pour construire le modèle 3D. Une image micro-CT représentative de la destruction osseuse du tibia proximal est illustrée à la figure 4B. Les lésions métastatiques ont ensuite été confirmées dans les tissus incorporés dans la paraffine par coloration H&E (Figure 4C).
Figure 1 : Appareil chirurgical. Une seringue de 1 mL. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate. (A) Le panneau illustre l’encoche jugulaire, le processus xiphoïde, la cage thoracique (marge inférieure) et la ligne médiane. Le site d’injection est équidistant du processus xiphoïde et de l’encoche jugulaire. (B) Le ruban chirurgical est utilisé horizontalement sur l’abdomen pour empêcher le mouvement de la souris pendant l’injection. (C) Une seringue chargée de la suspension cellulaire et la présence d’une bulle d’air. La bulle d’air aide à visualiser la pulsation sanguine. (D) L’aiguille est insérée verticalement à travers le site d’injection. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Confirmation du modèle d’injection intracardiaque avec un système d’imagerie par bioluminescence in vivo. (A) Imagerie par bioluminescence in vivo d’une souris athymique mâle 24 h après injection de cellules PC-3 marquées par la luciférase (1 × 106 cellules) dans le ventricule cardiaque gauche. Les cellules cancéreuses correctement injectées dans la circulation systémique sont visibles par le signal de bioluminescence libéré par tout le corps. (B-D) Images de bioluminescence d’une souris représentative présentant un développement progressif de métastases. (B) Une image montrant des cellules cancéreuses de la prostate 2 semaines après l’injection. (C) Une image montrant des cellules cancéreuses de la prostate 3 semaines après l’injection. (D) Une image montrant des cellules cancéreuses de la prostate 4 semaines après l’injection. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Différentes méthodes de détection des métastases osseuses induites par les cellules cancéreuses de la prostate. (A) Une image radiographique représentative; La flèche rouge montre une destruction osseuse du tibia proximal. (B) Une image micro-CT représentative du tibia. (C) Image H & E montrant des métastases osseuses de cellules cancéreuses de la prostate. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
L’injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour générer des métastases osseuses est un modèle murin idéal pour explorer les fonctions et les mécanismes des métastases osseuses du cancer de la prostate et évaluer l’efficacité thérapeutique. Des études ont montré que les lésions osseuses se produisent très probablement dans le tibia proximal et le fémur distal17, ce qui peut être dû à leur vascularisation élevée et à leur activité métabolique.
Étant donné que les métastases osseuses sont une lésion métastatique fréquemment observée chez les patientes atteintes d’un cancer du sein, le modèle de métastases osseuses produit par injection intracardiaque de cellules cancéreuses du sein est également couramment utilisé dans les études sur le cancer du sein18,19. Par conséquent, les travaux actuels pourraient aider à développer un modèle de métastases osseuses produites par injection intracardiaque avec des cellules cancéreuses du sein et de la prostate.
Pour une formation tumorale cohérente, il y a quelques considérations clés. Les cellules doivent être injectées dès que possible après le détachement de la culture. Les souris doivent être randomisées en groupes expérimentaux après l’injection de cellules cancéreuses. Le volume d’injection doit être constant et la même personne doit injecter des cellules cancéreuses à toutes les souris en utilisant la même technique.
L’ensemble de la procédure comporte plusieurs étapes critiques. Si le site d’injection est correctement positionné, du sang pulsé doit être observé pendant l’injection. La perte de stabilité de la main tenant la seringue et le changement de position de l’aiguille lors de l’avancement du piston de la seringue sont des problèmes potentiels. Une seringue avec un moyeu coloré à l’intérieur rend la pulsation sanguine facilement visible. Si des bulles d’air apparaissent dans le moyeu de l’aiguille lors de l’insertion de l’aiguille (indiquant une mauvaise insertion dans les poumons), l’aiguille doit être retirée et réinsérée après le déplacement. S’il n’y a pas de pouls de sang rouge dans le moyeu de l’aiguille, mais que la personne qui injecte est convaincue que le site d’injection est correct, tirez légèrement sur le piston de la seringue pour vérifier l’injection dans le ventricule cardiaque. L’absence de métastases après 2-3 semaines d’injection de cellules cancéreuses indique une mauvaise injection. Confirmer la circulation des cellules cancéreuses dans tout le corps par imagerie par bioluminescence dans les 24 heures suivant l’injection20. La signalisation par bioluminescence pourrait être observée dans tout le corps si les cellules cancéreuses étaient injectées avec précision dans le ventricule cardiaque. En outre, le taux métastatique, l’emplacement et le nombre de tumeurs métastatiques peuvent différer dans différentes lignées cellulaires 8,21.
Après la chirurgie, les souris doivent être vérifiées régulièrement. En raison de la chirurgie et de l’exposition anesthésique, les souris peuvent éprouver une détresse importante ou même mourir. Par conséquent, la première semaine après la chirurgie est critique et les souris doivent être surveillées attentivement. Tout au long d’une expérience de métastases osseuses, les souris doivent être surveillées quotidiennement pour détecter les changements dans les niveaux d’activité, la mobilité et l’apparition de la cachexie (un syndrome paranéoplasique chez la souris caractérisé par une perte de poids, une atrophie et une faiblesse musculaires, une apparence arquée et une léthargie22,23). Les souris devraient être euthanasiées lorsque 10% à 20% de leur poids corporel est perdu; la progression tumorale altère la mobilité (par exemple, fracture des os longs, inclinaison de la tête, paraplégie); ou les souris semblent être en détresse respiratoire24.
L’avantage de ce modèle est que les cellules cancéreuses détectées dans l’os ont « ensemencé le sol »25, reproduisant ainsi la progression plus naturelle de la formation de micro-métastases des cellules cancéreuses disséminées. Ce modèle présente également plusieurs limitations. Il s’agit d’un modèle de cancer de xénogreffe utilisant des souris immunodéficientes. Ce modèle n’est pas utile pour étudier l’interaction entre les cellules cancéreuses et les cellules immunitaires dans le microenvironnement des métastases osseuses. On estime qu’environ 30% des souris mourront pendant la modélisation; Par conséquent, la pratique améliorera considérablement le taux de réussite du développement du modèle. De plus, la lésion de métastase peut également se produire dans le cerveau, les poumons et les reins; La formation de métastases multiples interfère avec l’étude des mécanismes de métastases osseuses 9,26,27,28. Bien que le taux de métastases osseuses soit beaucoup plus élevé par injection intracardiaque que par injection orthotopique, la technique d’injection intracardiaque montre un taux de métastases osseuses d’environ 75 % plutôt que de 100 %9,14. L’efficacité inférieure peut être due au fait que les cellules cancéreuses injectées n’ont pas réussi à entrer dans la circulation sanguine ou à la mort de la souris receveuse lors d’une injection cardiaque en raison de l’aiguille perçant le cœur ou le poumon.
Malgré ces limites, ce modèle murin établi de métastases osseuses du cancer de la prostate s’est avéré être un excellent outil pour étudier la diaphonie osseuse et cancéreuse et évaluer les traitements potentiels pour prévenir la progression du cancer et perturber le cycle de destruction osseuse induite par les métastases.
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Disclosures
Tous les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.
Acknowledgments
Ce travail est soutenu par des subventions du National Key R&D Program of China (2018YFC1704300 et 2020YFE0201600), de la National Nature Science Foundation (81973877 et 82174408), des projets de recherche dans le cadre du budget de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Shanghai (2021LK047) et du Shanghai Collaborative Innovation Center of Industrial Transformation of Hospital TCM Preparation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mL syringes and needles | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 20200411 | The cells were injected into the ventricles of mice |
| Anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R500IP | Equipment for anesthetizing mice |
| Automatic cell counter | Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd | IC1000 | For counting cells |
| BALB/c athymic mice | Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd. | Male | 6-8 week old, male mice |
| Bioluminescence imaging system | Shanghai Baitai Technology Co., Ltd | Vieworks | For tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase |
| Centrifuge tube (15 mL, 50 mL) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 430790, Corning | |
| EDTA solution | Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd | G1105 | For decalcification of bone tissure |
| F-12 medium | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 21700075, GIBCO | Cell culture medium |
| Formalin solution | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | BL539A | For fixing the specimen of each mouse |
| Isoflurane | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | VETEASY | For anesthesia |
| Lipofectamine 2000 | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 11668027, Thermo fisher | Plasmid transfection reagent |
| PC-3 cell line | Cell Bank of Chinese Academy of Sciences | TCHu 158 | Prostate cancer cell line |
| Phosphate-buffered saline | Beyotime Biotechnology | ST447 | Wash the human osteosarcoma cells |
| Trypsin (0.25%) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 25200056, Gibco | For detaching the cells |
| Vector (pLV-luciferase) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | VL3613 | Plasmid for transfection |
| X-ray imaging system | Brook (Beijing) Technology Co., Ltd | FX PRO | For obtaining x-ray images to detect tumor growth |
| μCT80 | Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd | Scanco Medical AG,Switzerland | For detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction, and μCT Ray V3.4A model visualization software. |
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