Name: El desarrollo de bronquiolitis obliterante en un modelo murino de trasplante de pulmón ortotópico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-10T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 1 s
Description: Aprende a desarrollar bronquiolitis obliterante en un modelo murino de trasplante pulmonar ortotópico usando ratones C57BL. Este método permite estudiar la inmunopatogénesis del rechazo en trasplantes.

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Fuentes de financiación: este trabajo como apoyo de los Institutos Nacionales de Salud subvenciones HL067177 y HL096845 y P01AI084853 al Departamento de Bienestar Social

1. Donante de Procedimiento <ol><li> Todos los procedimientos quirúrgicos se realizaron utilizando una técnica estéril. No se administran antibióticos para el donante y los ratones receptores. </li><li> La inducción de la anestesia del ratón donante se inicia con isoflurano 5%. </li><li> El ratón está intubado orotraqueal con un catéter intravenoso de calibre 20 y luego colocado en un respirador de roedores, utilizando oxígeno al 100% a una tasa de 125 respiraciones por minuto y aproximadamente 0,5 ml de volumen corriente (2% de su peso corporal). </li><li> La anestesia se mantuvo con inhalado 1-2% de isoflurano. </li><li> El ratón donante se coloca en una posición supina, preparado con 70% de alcohol. </li><li> Laparosternotomy se realiza como una línea media combinada y la incisión transversal. </li><li> La heparina a 100 U / kg se inyecta en la vena cava inferior (VCI), desde justo por debajo del hígado. </li><li> El diafragma se corta a lo largo del enganche ventral costera hacia la columna vertebral, y la cavidad torácica, se expone mediante la reducción de ambos lados del pechopared para el cuello. </li><li> Después de una incisión en la vena cava inferior a nivel del diafragma, el apéndice auricular derecho está cortado y lavado de los pulmones con 2 ml de refrigeración (4 ° C) de lactato de Ringer inyección y 0,1 ml de heparina a través de una incisión transversal en la raíz de la arteria pulmonar ( PA) del tronco. </li><li> Detención de ventilación en los dos tercios de final de la espiración la inflación, el bloque corazón-pulmón se extirpa y se almacena en hielo (4 ° C). </li><li> El pulmón izquierdo del donante se prepara para el destinatario por la unión de los puños. El ligamento pulmonar se realiza una incisión hasta la vena pulmonar (VP). El hilo se lleva a cabo mediante la eliminación de esófago y la aorta. </li><li> Identificar la AP, que se encuentra en el aspecto más craneal del hilo, así como los bronquios adjuntos principales (Br). Diseccionar cuidadosamente la Autoridad Palestina de los bronquios. </li><li> Manguito PA está hecha de un calibre 24-intravenosa (IV) del catéter y se corta a 0,5 mm de longitud con una extensión de 0,7 mm. </li><li> Toda la superficie del manguito es entonces abrasión para facilitar anastomosismosis. </li><li> El manguito de los bronquios se deriva de un catéter de calibre 20-IV, y cortar en longitud de 1,0 mm con una extensión de 0,7 mm. </li><li> Utilizando los mismos materiales, el manguito PV varía con el peso del ratón donante. En concreto, para los ratones 24-27 gramos el tamaño del manguito es de calibre 22, 0,7 mm de longitud con una extensión de 0,7 mm. Para ratones pesan 27-32 gramos, los estudios utilizaron un catéter de calibre 20 que es de 0,7 mm de longitud con una extensión de 0,7 mm. </li><li> Los puños se insertan en los extremos distales de la AP, VP y Br y asegurado con una sutura 9-0. </li><li> El pulmón donante se vacía y se lavó con solución salina estéril con heparina estéril antes de su almacenamiento. El pulmón donante se envuelve con una gasa estéril empapada en solución salina estéril en hielo (4 ° C), que mantiene el pulmón muy limpio y estéril. </li><li> Una abrazadera de los microvasos se coloca en el bronquio para evitar la entrada de lactato de Ringer en las vías respiratorias. </li></ol> 2. Receptor Procedimiento <ol><li> La inducción de la anestesiaanestesia y la ventilación mecánica son los mismos como se ha descrito anteriormente para el donante. </li><li> La pared izquierda del pecho se afeita y prepara con el 70% de alcohol y el campo quirúrgico se cubrió. </li><li> Una toracotomía se hace en el espacio intercostal izquierdo tercero, extendiendo la incisión dorsalmente cerca de la columna vertebral, y una abrazadera microvasos colocado en los vasos pulmonares izquierdas y bronquios adyacentes al corazón. Usted puede ver PA en el aspecto del cráneo, la energía fotovoltaica en el extremo caudal del hilo y el hermano entre ellos. </li><li> Utilizando una tracción suave en la pinza hemostática para causar una tensión leve en el PA, el hermano y la fotovoltaica, el pulmón izquierdo se saca de la cavidad torácica, dejando las estructuras hiliares centrales sujeta. </li><li> El PA, PV y el hermano están aislados mediante disección roma seguido por la colocación de una sutura de 9-0 coloca libremente alrededor de la PA, PV y el hermano. </li><li> Después de la disección de la Autoridad Palestina por completo de su vaina adventicia, de una pequeña incisión transversal de aproximadamente un cuarto de la circunferencia de la nave eshecha en la pared anterior, dejando la continuación de la parte dorsal de la arteria intacta. </li><li> El pulmón donante, envuelto en una gasa fría, lactato de Ringer algodón empapada y preparado como se ha descrito anteriormente, se coloca entonces en la cavidad torácica, y puños insertado en el receptor PA, PV y Br y asegurado con 9-0 sutura. </li><li> El pinzamiento hiliar se elimina lo que permite la reperfusión y la ventilación. </li><li> Después de colocar el pulmón trasplantado de nuevo en el tórax receptor, la toracotomía se cierra con una sutura de 5-0. </li><li> El ratón se le permite recuperarse de la anestesia. La buprenorfina (0.05-0.15 mg / kg) se administra inmediatamente después de la cirugía, y por cada 8 horas durante 2-3 días después de la cirugía. </li></ol> 3. Los resultados representativos Nuestra experiencia nos ha enseñado que se requiere de varios meses de práctica repetida para alcanzar la competencia en el modelo murino de trasplante de pulmón. Después de aptitud se logra, que unLOGRADOS una tasa de 96% (96/100 cirugías consecutivas) la supervivencia perioperatoria con las muertes que ocurren dentro de siete días después de la operación. Dos muertes se debieron a hemorragias, que comenzó durante la operación, y pneumothraces fueron la causa de muerte en los otros dos ratones. Para todos los procedimientos, el tiempo de isquemia caliente fue de 14,32 ± 3,14 minutos, y el tiempo de isquemia fría fue de 58,51 ± 18,06 minutos. Tres grupos ortotópico de trasplante de pulmón fueron estudiadas: isoinjerto: C57BL / 6 → C57BL / 6, aloinjerto: C57BL/10 → C57BL / 6 y C57BL / 6 → C57BL/10. Se utilizó sólo los ratones machos pero nuestra técnica puede ser también aplicado a ratones hembra, porque no hay diferencia significativa anatómica entre los sexos. La clasificación de rechazo de la patología se realizó en forma ciega la utilización de criterios uniformes para el trasplante pulmonar clínica 7 (Tabla 1). Mientras que se observó el rechazo leve o no en el isoinjerto (C57BL / 6 → C57BL / 6), las dos combinaciones de aloinjertos desarrolló compañíasel rechazo comparable aguda o crónica (Figura 1). Por el contrario, OB fue significativamente más frecuente en el C57BL/10 → C57BL / 6 que C57BL / 6 → C57BL/10 grupo por day28 (Tabla 1). <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> C57BL / 6 → C57BL / 6 </td><td> C57BL/10 → C57BL / 6 </td><td> C57BL / 6 → C57BL/10 </td><td> P-valor </td></tr><tr><td> Rechazo de Patología &quot;A&quot; Resultados en el día 28 </td><td> 0,67 ± 0,89 </td><td> * 3,33 ± 0,82 </td><td> * 3,29 ± 0,76 </td><td> * P&gt; 0,05 </td></tr><tr><td> Ratones ob / totales en 21 y 28 días </td><td> 0/24 (0%) </td><td> ** 14/34 (42,1%) </td><td> ** 2/16 (12,5%) </td><td> ** P &lt;0,05 </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Resultados histológicos de rechazo agudo del trasplante y la prevalencia de la bronquiolitis obliterante mensaje. Puntuación de rechazo agudo (&quot;A&quot; Resultados) por la norma crisisrios como se describe en los resultados representativos. Los datos representan la media ± desviación estándar de &quot;A&quot; Resultados en el trasplante de 28 días después. Los datos representan la cantidad y el porcentaje de ratones en cada grupo que se desarrollaron en el OB 21 y 28 días después del transplante. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3947/3947fig1.jpg" /> Figura 1. Los hallazgos macroscópicos y la histopatología en 28 días después de trasplante de pulmón. Grupo 1A representan hallazgos macroscópicos y H &amp; E de pulmón y de pulmón isoinjerto manchada ingenuo derecha. Grupo 1B y 1C representa H &amp; E y tricrómico de Masson manchada BL/10 injerto de pulmón trasplantado en receptor del ratón BL / 6, que se desarrolló OB OB y ​​no, respectivamente. La flecha blanca en 1B identifica las lesiones de OB. Grupo 1D muestra aloinjerto BL / 6 de pulmón trasplantado en receptor del ratón BL/10. Averías principal durante el procedimiento fueron como sigue. <ol><li> Desorden de la sangre de flujo: de pulmón de donantes descarga hastael color se vuelve de color blanco. El uso de una presión excesiva podría inducir edema pulmonar. Sin embargo, no empujar demasiado para evitar el edema después del trasplante. </li><li> La dificultad de inserción del manguito en el donante: Cerciorarse de que la vasculatura es de una longitud suficiente y libre de grasa y los tejidos adjuntos conectivo. </li><li> Sangrado en el sitio de la anastomosis: Utilice Q consejos para aplicar presión a la zona afectada durante unos 5 minutos. </li><li> Receptor de la sangre PA obstrucción del flujo: Principalmente causado por una torsión de la banda durante la inserción. Si el aire se observa dentro de la Autoridad Palestina a continuación, volver a hacer de la anastomosis es necesario. </li><li> Difícil anastomosis PV: Membrana de la energía fotovoltaica es muy delgada y las lágrimas con facilidad. Seleccione el tamaño del manguito adecuado e insertar directamente al PV del receptor con mucha suavidad. </li><li> Receptor de la sangre PV obstrucción del flujo: Asegúrese de que la posición y dirección de la banda. Soltar la compresión del manguito bronquial. </li><li> Neumotórax: Esto puede ser causado por cualquiera de perforación bronquial debido a la manipulation de la vía aérea, o la perforación de la superficie del pulmón debido a un trauma asociado con el procedimiento de trasplante. El primero se trata con el cierre quirúrgico del agujero en la pared las vías respiratorias, y este último es tratado por sobrecosido la fuga en la superficie del pulmón utilizando 10-0 sutura de nylon. </li></ol>

<ol><li>Asimacopoulos, P. J., Molokhia, F. A., Pegg, C. A., Norman, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Lung transplantation in the rat.</a> Transplant Proc. 3, 583-585 (1971).</li>
<li>Yoshida, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+technique+of+experimental+lung+transplantation+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical technique of experimental lung transplantation in rabbits.</a> Ann. Thorac. Cardiovasc. Surg. 11, 7-11 (2005).</li>
<li>McDyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+and+murine+obliterative+bronchiolitis+in+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Am.+Thorac.+Soc%22%5BJournal%5D)">Human and murine obliterative bronchiolitis in transplant.</a> Proc. Am. Thorac. Soc. 4, 37-43 (2007).</li>
<li>Sato, M., Keshavjee, S., Liu, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translational+research%3A+animal+models+of+obliterative+bronchiolitis+after+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Translational research: animal models of obliterative bronchiolitis after lung transplantation.</a> Am. J. Transplant. 9, 1981-1987 (2009).</li>
<li>Okazaki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+orthotopic+vascularized+aerated+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation.</a> Am. J. Transplant. 7, 1672-1679 (2007).</li>
<li>Fan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutralizing+IL-17+Prevents+Obliterative+Bronchiolitis+in+Murine+Orthotopic+Lung+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Neutralizing IL-17 Prevents Obliterative Bronchiolitis in Murine Orthotopic Lung Transplantation.</a> Am. J. Transplant. 11, 911-922 (2011).</li>
<li>Stewart, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revision+of+the+1996+working+formulation+for+the+standardization+of+nomenclature+in+the+diagnosis+of+lung+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Revision of the 1996 working formulation for the standardization of nomenclature in the diagnosis of lung rejection.</a> J. Heart Lung Transplant. 26, 1229-1242 (2007).</li>
<li>Mizuta, T., Kawaguchi, A., Nakahara, K., Kawashima, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+rat+lung+transplantation+using+a+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Simplified rat lung transplantation using a cuff technique.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 97, 578-581 (1989).</li>
<li>Jungraithmayr, W. M., Korom, S., Hillinger, S., Weder, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+orthotopic%2C+single-lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">A mouse model of orthotopic, single-lung transplantation.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 137, 486-491 (2009).</li>
<li>Li, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+vascularized+right+lung+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Orthotopic vascularized right lung transplantation in the mouse.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. , (2010).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

El trasplante de pulmón ortotópico en ratones es un reto debido a las demandas de microcirugía y la extrema fragilidad de los tejidos. La introducción de la técnica del manguito ha permitido el uso generalizado del trasplante de pulmón en ratas ortotópico 8. Esto se convirtió en la base para el desarrollo del modelo ortotópico de trasplante de pulmón en ratones en el laboratorio. En ratones y ratas, a diferencia de los seres humanos, el pulmón izquierdo contiene sólo un lóbulo y representa sólo 25% de la masa total del pulmón. Esto hace izquierdo único trasplante de pulmón factible en el modelo murino sin la necesidad de un sistema de apoyo circulatorio. Nuestros cirugías preliminares reveló que la ventilación y la perfusión del pulmón trasplantado era altamente dependiente del tamaño de PV anastomosis. Específica PV tamaño del manguito anastomótica se utilizaron para que coincida con los donantes y los receptores como se informó 9. Inapropiado del manguito de tamaño dado lugar a la atelectasia del pulmón trasplantado o dehiscencia de la Anast PVomosis. Okazaki et al informaron de la utilización de ligadura de los vasos combinado y el recorte del bronquio 5. En el presente estudio se utiliza un clip de aneurisma de todas las estructuras hiliares, lo que le sugerimos puede acortar el tiempo de isquemia caliente. Una limitación del trasplante de pulmón ortotópico izquierdo en el modelo murino es que los animales receptores puede sobrevivir después de aloinmune mediada por la necrosis de los aloinjertos 5. Por lo tanto, los estudios de supervivencia no son viables y la evaluación del injerto depende de un examen histológico del pulmón trasplantado 10. Usando esta técnica, hemos desarrollado un modelo preclínico de bronquiolitis obliterante en los ratones. Específicamente, el ratón donante es C57BL/10 y el destinatario es C57BL / 6. Esto sugiere el papel de menor importancia, y no los antígenos de histocompatibilidad más importantes, en la patogenia de la bronquiolitis obliterante 6. Además, nos han informado de la neutralización de IL-17 previene la bronquiolitis obliterante en el modelo murino. Este modol representa una nueva herramienta de investigación para el examen de un trasplante de pulmón y el progreso de los trasplantes de pulmón clínicos.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del equipo </td><td> Empresa </td><td> Catálogo número </td></tr><tr><td> Zeiss OPMI 6SFC-1880 </td><td> Prescott Inc </td><td> PMZ014 </td></tr><tr><td> Ventilador de Harvard de roedores </td><td> Aparato de Harvard </td><td> 55-7058 </td></tr><tr><td> 20-IV calibre catéter </td><td> Terumo Medical Corporation </td><td> 100510D </td></tr><tr><td> 22-IV calibre catéter </td><td> Terumo Medical Corporation </td><td> 081015S </td></tr><tr><td> 24-IV calibre catéter </td><td> Terumo Medical Corporation </td><td> 100522A </td></tr><tr><td> 9/0 Meth Virgin Blue Silk </td><td> Ashaway de línea y Cordeles Mfg CO </td><td> MBVS-90 </td></tr><tr><td> 10-0 Alcon sutura quirúrgica </td><td> Alcon Laboratories, Inc. </td><td> 8065-192101 </td></tr><tr><td> Black 5-0/18inches seda trenzada </td><td> Henry Schein </td><td> M652630 </td></tr><tr><td> Heparina sódica 1000 unidades / ml </td><td> APP Pharmaceuticals </td><td> 407156 </td></tr><tr><td> Betadine Solución </td><td> Purdue producto </td><td> 67618-150 </td></tr><tr><td> La inyección de Ringer lactato </td><td> Hospira </td><td> NDC 0409-7953-03 </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td> Cepa de los ratones </td><td> Vendedor </td><td> La edad, el peso </td><td> Género, Comentarios </td></tr><tr><td> C57BL/10 </td><td> Harlan Sprague-Dawley </td><td> 8-12 semanas, 25-30g </td><td> Donante masculino, </td></tr><tr><td> C57BL / 6 </td><td> Harlan Sprague-Dawley </td><td> 8-12 semanas, 25-30g </td><td> Hombre, donante o del receptor </td></tr></tbody></table> Tabla 2. Tabla de los ratones, específiIC reactivos y equipos.

el desarrollo de bronquiolitis obliterante en un modelo murino de trasplante de pulmón ortotópico

Development of Obliterative Bronchiolitis in a Murine Model of Orthotopic Lung Transplantation

El trasplante de pulmón ortotópico en ratas fue reportada primero por Asimacopoulos y colegas en 1971 1. Actualmente, este método es bien aceptado y normalizado no sólo para el estudio de alo-rechazo, sino también entre cepas singénicos para examinar los mecanismos de lesión por isquemia-reperfusión después de un trasplante de pulmón. Aunque la aplicación de la rata y el otro modelo animal de gran tamaño 2 contribuido de manera significativa al esclarecimiento de estos estudios, el alcance de las investigaciones está limitado por la escasez de octavos de final y las ratas transgénicas. Dado que no hay terapias efectivas para la bronquiolitis obliterante, la principal causa de muerte en pacientes de trasplante de pulmón, se ha producido una intensa búsqueda de modelos pre-clínicos que reproducen la bronquiolitis obliterante. El modelo de aloinjerto traqueal es el más ampliamente utilizado y puede reproducir algunas de las características histopatológicas de la bronquiolitis obliterante 3. Sin embargo, la falta de un vasculat intactoUre sin conexión con vías de conducción del destinatario, e incompleto características patológicas de la bronquiolitis obliterante limita la utilidad de este modelo de 4. A diferencia del trasplante de otros órganos sólidos, los trasplantes de pulmón de ratón vascularizados sólo recientemente han sido reportados por Okazaki y sus colegas, por primera vez en 2007 5. La aplicación de los principios básicos del trasplante de pulmón de rata, nuestro laboratorio inició el modelo de bronquiolitis obliterante con menores histoincompatibles antígeno murino ortotópico de una sola izquierda trasplantes de pulmón que permite el estudio adicional de inmunopatogénesis bronquiolitis obliterante 6.

Bronquiolitis obliterante es el principal obstáculo para la supervivencia a largo plazo de los receptores de trasplante de pulmón y la falta de un modelo preclínico robusta impide el examen de inmunopatogénesis bronquiolitis obliterante. A diferencia de otros trasplantes de órganos sólidos, el trasplante de pulmón de ratón vascularizado sólo recientemente ha sido desarrollado. Aquí mostramos nuestro modelo desarrollado de manera independiente después de la bronquiolitis obliterante murino ortotópico de un solo trasplante de pulmón.

El desarrollo de bronquiolitis obliterante en un modelo murino de trasplante de pulmón ortotópico

El trasplante ortotópico de pulmón en ratas fue reportado por primera vez por Asimacopoulos y colaboradores en 1971 1. En la actualidad, este método es ampliamente aceptado y...

El objetivo general de este procedimiento es establecer un modelo de bronquiolitis obliterante que refleje el trasplante pulmonar ortotópico. Esto se logra primero obteniendo el pulmón donante de un ratón C 57 BL 10. El segundo paso consiste en preparar la funda para el anastomosis de la bronquia, la arteria pulmonar y la vena.A continuación, el pulmón donante preparado se trasplanta a un ratón receptor C cinco siete BL seis. El paso final consiste en observar al ratón trasplantado durante 21 o 28 días después del trasplante. Finalmente, se utiliza un análisis histológico para mostrar lesiones de bronquiolitis obliterante en el pulmón trasplantado.La principal ventaja de este modelo en comparación con el modelo de trasplante heterotópico con espejo es que el modelo actual imita la condición humana. Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades porque las estructuras superiores en los ratones son muy delicadas y más susceptibles a lesiones debido a que tienen una masa apenas una décima parte de la del ratón. Coloque el ratón donante en una cámara de contención sellada e induzca la anestesia con 5% de isoflurano. A continuación, use el catéter intravenoso de calibre 20 para intubar al ratón o traquea, y luego colóquelo en un ventilador para roedores.Mantenga la anestesia con 1 a 2% de isoflurano. Después de asegurarse de que el ratón está completamente anestesiado por la falta de respuesta al movimiento brusco de la cola y al pellizco de los dedos del pie, colóquelo en posición supina y prepare el abdomen con alcohol al 70%. A continuación, corte la piel que recubre el abdomen con un par de tijeras y exponga la musculatura abdominal.A continuación, realice una esternotomía lapar mediante una incisión media a través de la pared abdominal y luego corte transversalmente el esternón, mueva los intestinos hacia un lado y localice la vena cava inferior, que se encuentra justo debajo del hígado. Inyecte heparina a 100 microlitros por kilogramo en la VCI. A continuación, tire hacia abajo del ligamento falciforme del hígado y corte el diafragma a lo largo de la inserción ventral caudal hacia la columna vertebral.Corte ambos lados de la pared torácica hasta el cuello para exponer la cavidad torácica. Corte bilateralmente la caja torácica protegiendo el pulmón y retire el timo. A continuación, corte la VCI intratorácica a nivel del diafragma.Ahora localice el corazón y extirpe la orejuela auricular derecha. A continuación, realice una incisión transversal en la raíz del tronco de la arteria pulmonar y utilice la incisión para lavar los pulmones con dos mililitros de solución de Ringer lactato fría y 0,1 mililitros de heparina. Exponga la tráquea y luego córtela junto con el esófago.Ahora detenga la ventilación en dos tercios de la inflación al final espiratorio. Extraiga el corazón en bloque largo y guárdelo en hielo. Coloque gasa sobre el pulmón extraído para protegerlo de la luz.Haga una incisión en el ligamento pulmonar hasta la vena pulmonar o vp. Retire el esófago y la aorta para localizar el hilio. Localice la arteria pulmonar o ap, que se encuentra en la parte más craneal del hilio y en el bronquio principal adyacente.Disecar cuidadosamente la arteria pulmonar separándola del bronquio. Ahora, elaborar una cánula de arteria pulmonar a partir de un catéter intravenoso de calibre 24 cortándolo a una longitud de 0,5 milímetros con una extensión de 0,7 milímetros. La superficie de la cánula es de fibra AB trenzada.Con el fin de proporcionar una superficie para la anastomosis, prepare una funda para el bronquio utilizando un material similar al de la funda de la arteria pulmonar, pero usando un catéter de calibre 20 cortado a una longitud de un milímetro con una extensión de 0,7 milímetros. El tamaño de la funda de la vena pulmonar varía según el peso del ratón donante. Para ratones que pesan entre 24 y 27 gramos.El tamaño del manguito es de 22 gauge con una longitud de 0.7 milímetros y una extensión de 0.7 milímetros para ratones que pesan entre 27 y 32 gramos. Las longitudes son iguales, pero se utiliza un catéter de 20 gauge. Ahora, inserte los manguitos en la lente distal de la arteria pulmonar, la vena pulmonar y el bronquio, asegurando cada uno con sutura de seda 9-0.Después de que todos los manguitos hayan sido correctamente colocados, envuelva el pulmón donante preparado en gasa empapada con solución de Ringer lactato y colóquelo sobre hielo hasta el trasplante. Para preparar el ratón receptor, induzca anestesia y colóquelo en ventilación mecánica de la misma manera que se utilizó para el donante.Afeite la pared torácica izquierda y prepare con alcohol al 70%. Comience realizando una incisión toracotómica en el tercer espacio intercostal izquierdo. Extienda la incisión dorsalmente, cerca de la columna vertebral.Asegúrese de que el campo quirúrgico esté cubierto de manera estéril y coloque un clamp para microvasos sobre los vasos pulmonares y el bronquio izquierdos adyacentes al corazón. La arteria pulmonar puede visualizarse en la parte craneal, la vena pulmonar en el extremo caudal del hilio y el bronquio entre ambos. A continuación, ejerza tracción suave con una pinza hemostática para generar una tensión leve sobre la AP, la VP y el bronquio.Mantenga las estructuras hiliares ocluidas y reseccione cuidadosamente el pulmón izquierdo. Aísle la arteria pulmonar, la vena pulmonar y el bronquio, y luego coloque una sutura de 0 alrededor de cada estructura de forma laxa. Diseque completamente la arteria pulmonar de su vaina adventicial y luego realice una pequeña incisión transversal de aproximadamente un cuarto de la circunferencia del vaso en la pared anterior.Mientras se deja intacta la continuación de la parte dorsal de la arteria, obtenga el pulmón donante, que está envuelto en gasa de algodón fría empapada en solución de Ringer con lactato, y colóquelo en la cavidad torácica. A continuación, inserte las fundas en la arteria pulmonar, la vena pulmonar y el bronquio del receptor para crear la anastomosis y ligue estas con sutura nano. Luego, retire el pulmón del receptor.A continuación, retire la pinza cruzada hilar, lo que permite la reperfusión y la ventilación. Coloque el pulmón trasplantado nuevamente en la caja torácica del receptor y cierre la incisión de toracotomía. Utilizando sutura de cinco oh, el ratón debe recuperarse ahora de la anestesia. Se puede administrar buprenorfina para aliviar el dolor después de que el ratón haya recuperado la conciencia.Esta tabla muestra los puntajes histológicos de rechazo agudo y la prevalencia de bronquiolitis obliterante u OB. La puntuación post-trasplante del rechazo agudo se conoce como puntuación A. Las combinaciones de aloinjertos presentan una patología de rechazo agudo o crónico considerablemente mayor en comparación con el injerto ISO. Además, la prevalencia de bronquiolitis obliterante fue significativamente mayor en las combinaciones de aloinjertos que en el injerto ISO a los días 21 y 28 post-trasplante.Los hallazgos macroscópicos e histopatológicos a los 28 días posteriores al trasplante pulmonar se muestran aquí. Estas imágenes representan hallazgos macroscópicos y pulmón injerto ISO teñido con H y E, así como pulmón derecho no tratado. Estas imágenes representan tinciones de h y e y tricrómica de Masen en injertos pulmonares alógenos BL 10 trasplantados en receptores murinos BL seis, que desarrollaron OB y no OB, respectivamente.La flecha blanca en un B identifica las lesiones OB. Este panel muestra un trasplante de injerto pulmonar BL seis en un receptor murino BL 10 una vez dominado. Esta técnica puede realizarse en casi media hora si se realiza adecuadamente.La utilidad de esta técnica radica en que puede utilizarse para responder preguntas mecanicistas sobre la disfunción primaria del injerto, el rechazo agudo y la bronquiolitis ablativa tras el trasplante pulmonar.

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Investigación

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Medicine

Medicina

Este video muestra y se comparan dos modelos experimentales para estudiar el desarrollo de la enfermedad de las vías respiratorias obliterante (OAD) en ratones, el modelo de trasplante heterotópico traqueal y ortotópico.

El trasplante heterotópico traqueal y ortotópico en ratones utilizados como modelos para estudiar el desarrollo de la enfermedad de las vías respiratorias obliterante

En este artículo se presenta un método rápido y sencillo para la administración de bleomicina directamente en la tráquea ratón a través de la intubación. Las principales ventajas de este método son que es altamente reproducible, fácil de dominar, y no requiere equipo especializado ni largos tiempos de recuperación.

Un método mejorado para la rápida intubación de la tráquea en ratones

Se describe un método para mejorar considerablemente orthotopic engraftment de células de cáncer de pulmón en los pulmones murinos por acondicionamiento previo de las vías respiratorias con lesiones. Este enfoque también puede aplicarse para estudiar las interacciones estromales dentro del microambiente de la pulmonar, diseminación metastásica, comorbilidades de cáncer de pulmón, y generar más eficientemente paciente derivados de xenoinjertos.

Acondicionamiento previo de las vías respiratorias de los ratones con bleomicina aumenta la eficacia del pulmón Orthotopic Engraftment de la célula de cáncer

Aquí, presentamos optimizaciones para un modelo de trasplante de pulmón de rata que sirven para mejorar los resultados. Proporcionamos una guía de tamaño para los puños basada en el peso corporal, una estrategia de medición para determinar el4º espacio intercostal y métodos de cierre de heridas y recolección de líquido y tejido BAL (lavado broncoalveolar).

Un modelo de trasplante de pulmón de rata de lesión por isquemia/reperfusión caliente: optimizaciones para mejorar los resultados

El modelo de trasplante traqueal intrapulmonar murino (IPTT, por sus siglas en inglés) es valioso para estudiar la enfermedad obliterante de las vías respiratorias (OAD, por sus siglas en inglés) después del trasplante de pulmón. Ofrece información sobre el comportamiento inmunológico y angiogénico específico del pulmón en la obliteración de las vías respiratorias después del alotrasplante con alta reproducibilidad. A continuación, describimos el procedimiento IPTT y sus resultados esperados.

Trasplante de tráquea intrapulmonar murina: un modelo para investigar la enfermedad obliterante de las vías respiratorias después de un trasplante de pulmón

Aquí, presentamos un protocolo para obtener imágenes intravitales del pulmón izquierdo del ratón trasplantado utilizando microscopía de dos fotones. Esto representa una herramienta valiosa para estudiar la dinámica celular y las interacciones en tiempo real después del trasplante de pulmón murino.

Microscopía intravital de dos fotones del pulmón de ratón trasplantado

Este protocolo describe una técnica mejorada para el trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en ratas, centrándose en la reducción de la dificultad operativa y la mejora de las tasas de supervivencia.

Trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en ratas

Este video muestra el modelo de trasplante ortotópico de la aorta como un modelo simple para estudiar el desarrollo de vasculopatía del trasplante (TVP) en ratas.

Trasplante ortotópico aórtica: un modelo de rata para estudiar el desarrollo de la enfermedad vascular crónica

Los tumores de vejiga se establecen en las hembras de una forma mínimamente invasiva a través de cateterismo, la cauterización local, y posterior adhesión de las células cancerosas a los sitios de quema.

Un modelo ortotópico de cáncer de vejiga murino

Se presenta una revisión fácil de establecer de la clásica banda de dos técnicas para el trasplante ortotópico de hígado en ratas.

Trasplante ortotópico de hígado en ratas

Aprende a desarrollar bronquiolitis obliterante en un modelo murino de trasplante pulmonar ortotópico usando ratones C57BL. Este método permite estudiar la inmunopatogénesis del rechazo en trasplantes.

El desarrollo de bronquiolitis obliterante en un modelo murino de trasplante de pulmón ortotópico

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