Name: Interferometría Bio-capa para Cinética de interacciones proteína-proteína y alostéricos Efectos ligando medición (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-18T14:15:00.000+00:00
Duration: 13 min 57 s
Description: Aprende a medir cinéticas de interacciones proteína-proteína y efectos alostéricos de ligandos mediante interferometría de bio-capa (BLI). Este método permite analizar la unión de ATP sintasa F y su subunidad ε en tiempo real.

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Agradecemos ForteBio para proporcionar gráficos utilizados en la Figura 1. Este trabajo fue apoyado por el NIH subvención GM083088 a TMD

<html> 1. Programación del Instrumento de Ensayo BLI Encienda el instrumento por lo menos una hora de antelación para que la lámpara se caliente, lo que es necesario para minimizar el ruido y la deriva de la señal óptica durante el experimento. Ajuste la temperatura deseada a través de la pestaña instrumento para precalentar el soporte de la placa de la muestra. Entonces pongo el diseño experimental en el software de adquisición de datos. Seleccione &quot;Experimento Nueva Cinética&quot; en la ficha Asistente Experimento. Esto presenta un menú con pestañas con todos los pasos que se deben definir. 1.1. Placa Definición Definir las columnas para ser utilizado en la placa de muestra de 96 pocillos. Asignar columnas para contener tampón, proteína inmovilizada o pareja de unión. Para cada asociación bien, introduzca la concentración de la pareja de unión que se utilizará. Nota: la definición placa mostrada en la Figura 2 tiene opciones para ensayos distintos. 1.2. Ensayo Definición ONTENIDO &quot;&gt; Definir todos los pasos necesarios para el ensayo. Estos incluyen (i) Línea de base (varios), (ii) la carga, (iii) Asociación y (iv) La disociación de la pareja de unión. Entonces, tal como se describe a continuación, ligarse etapas de ensayo individuales con columnas de los pozos de la placa de la muestra mediante la selección de la etapa de ensayo y, a continuación, haga doble clic en la columna respectiva. Estos programas de los sensores que se mueven de una columna de pozos a otra durante el ensayo. <ol><li> Base Comenzar con un paso de línea de base breve (≥ 60 seg), con sensores en tampón de ensayo (Figura 2, columna 1), para establecer señales iniciales BLI en la placa de 96 pocillos. </li><li> Cargando (inmovilización de la proteína biotinilada en los sensores) Asignar los sensores a los pozos que van a contener la proteína biotinilada (Figura 2, columna 2). Utilice la función de umbral para alcanzar un nivel predeterminado de unión (véase la Introducción). Establezca la opción de umbral de modo que todos los sensores estarán movimientoD a la siguiente columna de pozos cuando uno cualquiera de los sensores alcanza el umbral. </li><li> Base Incluir un paso de línea de base en tampón (Figura 2, columna 3; típicamente&gt; 5 min) para lavar las proteínas biotiniladas no inmovilizado a partir de los sensores y establecer nuevos, señales de línea de base estable. Para los ensayos básicos de unión / de disociación sólo (como en la Figura 3), incluir un paso adicional de línea de base (60 seg) con sensores en nuevos pozos de tampón (Figura 2, columna 4) antes de la etapa de asociación. </li><li> Asociación (de la pareja de unión a la proteína inmovilizada) Para un ensayo básico de unión / disociación (como en la Figura 3), seleccionar un rango de concentraciones de pareja de unión que se utilizará para diferentes sensores / pozos (Figura 2, columna 5). Ajustar el tiempo de paso de manera que al menos una concentración de saturación de la pareja de unión debe enfoque de equilibrio señal de unión. Para unaensayo para probar los efectos alostéricos de pequeños ligandos sobre la disociación del complejo proteína-proteína (como en la Figura 5), seleccionar un único alta concentración de pareja de unión (~ 10 veces por encima de la estimación de K D) para su uso en todos los pocillos de asociación. </li><li> Disociación (de la pareja de unión) Para un ensayo básico de unión / disociación sólo (como en la Figura 3), designar los sensores para volver a la columna 4 (figura 2), los mismos pozos tampón tal como se utiliza para la línea de base extra antes de Asociación. Para un ensayo para probar los efectos alostéricos de pequeños ligandos, en lugar designar sensores para mover a la columna 6 (Figura 2), donde cada pocillo puede contener tampón más diferentes ligandos alostéricos. </li></ol> 1.3. Asignación de sensor Indique las ubicaciones en la bandeja de sensor que contendrá sensores prehumedecida para el ensayo. Identifique las posiciones vacías ya que el experimento será FAIl si hay sensores son recogidos. 1.4. Experimento Comentario Visualice todas las medidas planificadas para verificar si hay errores y volver a corregirlos. 1.5. Ejecutar Experimento Introduzca los datos necesarios, incluyendo la ubicación de los archivos de datos. Introduzca la temperatura deseada para el experimento. Si los sensores todavía requieren prehumectación, seleccione la opción de aplazar el inicio del experimento. Por último, una vez que toda la preparación de la muestra es completa (paso 2) y tanto la placa de la muestra y la bandeja de sensor se cargan en el instrumento, haga clic en el botón Continuar para realizar el ensayo. 2. Preparación de la muestra <ol><li> Preparar un tampón de ensayo adecuado. Tampón utilizado para los experimentos mostrados en las Figuras 3 y 5: 20 mM de MOPS (3 - (N-morfolino) propanosulfónico), Tris (Tris (hidroximetil) amino-metano) (añadido para ajustar el pH a 8,0), 50 mM de KCl. Incluya BSA (albúmina de suero bovino, libre de ácidos grasos, 0.5mg / ml final) en el tampón para todas las etapas del ensayo y para todas las diluciones de la proteína biotinilada o pareja de unión para minimizar la unión no específica de proteínas a los sensores. </li><li> Diluir la proteína biotinilada (ε) en tampón de ensayo a una concentración apropiada (véase la introducción). </li><li> Preparar diluciones de la pareja de unión (F 1 (-ε)) en tampón de ensayo (véase la discusión para el rango de concentraciones para usar). </li><li> Prehumedecido los sensores recubiertas de estreptavidina durante al menos 10 minutos para eliminar el recubrimiento de sacarosa protector. Retire el bastidor que contiene el sensor-de la bandeja de sensor y insertar una placa de 96 pocillos en la parte inferior de la bandeja, deslizando una esquina de la placa en la muesca de orientación en la bandeja. Para la columna de sensores para ser utilizado, añadir 200 l de tampón de ensayo por pocillo en que la columna de la placa de 96 pocillos. Devuelva el estante de los sensores a la bandeja con la orientación correcta (con pestañas en las ranuras). </li><li> Como asignado durante la programación en el paso 1, llenar los pozos of la placa de muestra con tampón de ensayo o las diluciones de proteínas apropiadas, como en la Figura 2. Evitar la introducción de burbujas, ya que pueden causar ruido en la señal óptica. Incluir uno o más pocillos de referencia que omiten o bien (i) la proteína biotinilada o (ii) la pareja de unión. </li><li> Abra la puerta del aparato e inserte la bandeja de sensor en la etapa (a la izquierda), con las lengüetas de la bandeja se insertan en las ranuras de la etapa. Introduzca la placa de la muestra en el soporte de la placa (a la derecha), asegúrese de que la placa está sentado plana y en la orientación correcta, tal como se indica en el soporte de la placa. Cierre la puerta y comience el análisis del programa de adquisición de datos (paso 1.5). </li></ol> 3. Proceso de datos <ol><li> Después de que el ensayo se ha ejecutado, abre el software de análisis de datos y la carga de la carpeta que contiene los datos. Haga clic en la pestaña de &quot;elaboración&quot;, para ver un menú por pasos de procesamiento (a la izquierda) y los datos cinéticos primas, con cada sensor (AH) asignado un color diferente (verLa Figura 3). </li><li> Bajo &quot;Selección de datos&quot;, haga clic en el botón &quot;Selección del sensor&quot;. En el &quot;Mapa Sample Plate&quot;, designar a los pozos para 1 o 2 sensores de control (G, H en el ensayo de la Figura 3) como pozos de referencia. En el menú Procesamiento, marque la casilla &quot;Resta&quot; y seleccione &quot;Referencia Wells&quot; para restar la señal de referencia (simple o promedio) de la señal de cualquier otro sensor. </li><li> Alinear todos los rastros que Y = 0 utilizando el paso &quot;Alinear eje Y&quot;. Seleccione &quot;Línea Base&quot; como el paso de alineación (que es la última línea de base antes de la etapa de Asociación). Para el &quot;Intervalo de tiempo&quot;, introduzca los últimos 10 seg de que la línea de base (es decir, 50 a 60 segundos para una línea de base de 60 segundos, como en la figura 3). </li><li> Marque la casilla &quot;Inter-paso de corrección&quot; para reducir al mínimo los cambios de señal entre los pasos de asociación y disociación. Seleccione alinear a línea de base o disociación. </li><li> Seleccionar la función de filtrado Savitzky-Golay en la mayoría de los casos y haga clic en &quot;Proceso de datos!&quot; para proceder. Inspeccione visualmentelos datos finales procesados ​​(panel inferior derecho). Con ensayos destinados para el análisis global de datos (como en la Figura 4), ​​si trazas de señal muestran un cambio significativo entre la Asociación y pasos de disociación, cambiar la selección de la disociación o de línea de base para la &quot;Corrección Inter-paso&quot; y volver a procesar los datos antes de proceder a los datos Análisis. </li></ol> 4. Análisis de Datos Haga clic en la pestaña &quot;Análisis&quot; en el análisis de datos para comenzar. Nota: el ejemplo de los pasos a continuación son para el análisis global de múltiples curvas de unión / disociación (como en la Figura 3). <ol><li> Por &quot;paso a Analizar&quot;, elija asociación y disociación. Para el &quot;Modelo&quot;, seleccione 1:01. Nota: Las demás opciones disponibles son limitados. </li><li> Para el &quot;montaje&quot;, elija Global (Full). Para &quot;Agrupar por&quot; seleccione Color (como en el gráfico). Seleccione &quot;R max UNLINKED Por Sensor&quot; para permitir la instalación independiente de R max (respuesta de la señal máxima a saturar la unión del partner a la proteína inmovilizada). Nota: hacemos esto para la mayoría de los ensayos, como los sensores varían ligeramente en la cantidad de proteína inmovilizada (véase la Figura 3, cargando). </li><li> En la tabla que se muestra, asegúrese de que todos los rastros de los sensores para ser analizados tienen el mismo color, por lo que serán analizados como un conjunto global. Si es necesario, seleccione uno o más sensores traza omitir de ajuste mundial: en la columna &quot;Incluir&quot;, haga clic en la posición del sensor deseado y seleccione &quot;Excluir Wells&quot;. </li><li> Haga clic en &quot;ajuste de curvas!&quot; para iniciar el análisis de regresión no lineal. Examine los resultados apropiados, que incluyen (i) superposición de las curvas de regresión con los rastros de datos del sensor (como en la figura 4), ​​(ii) los gráficos de residuos de ajuste, y (iii) una tabla con valores de los parámetros determinados (constantes de velocidad, R max, K D) y la estadística (errores estándar de los parámetros, Chi-cuadrado, R2). </li><li> En la sección &quot;Exportación de datos&quot;, guardar los resultados de ajuste haciendo clic en &quot;Exportar tabla a. Csv Archivo&quot;. Para graphing o más análisis de datos / curvas ajustadas con otro software, haga clic en &quot;Exportar resultados apropiados&quot; para guardar los datos de cada sensor y curva ajustada en un archivo de texto. </li></ol>

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</ol>

Los autores declaran que no tienen ningún conflicto de intereses.

Instrumentos disponibles en la actualidad para BLI permiten el rendimiento y una flexibilidad significativa en los ensayos para las interacciones biomoleculares. Varias muestras de solución se dispensan en los pocillos de una placa de microtitulación de negro, y un conjunto de sensores de BLI paralelas están programadas para moverse adelante y atrás entre las columnas de pozos en la placa. Las muestras se agitan por agitación orbital durante todo el ensayo. El sistema utilizado aquí tiene 8 sensores y utiliza una placa ...

Interacciones proteína-proteína son importantes para muchos procesos biológicos, y los métodos ópticos de etiqueta libre como resonancia de plasmón superficial (SPR) se han utilizado in vitro para estudiar la cinética de la unión y la disociación 1. La mayoría de los métodos de etiquetado libre inmovilizar una biomolécula en una superficie del sensor y el uso de una señal óptica para detectar una pareja de unión de la solución, ya que se asocia con la biomolécula inmovilizada 1. Mientras SPR es un método altamente sensible, es propenso a la interferencia debido a los cambios en el índice de refracción de la solución que fluye sobre el sensor 2. Aunque no es tan sensible como la SPR, Bio-capa de Interferometría (BLI) se ve menos afectada por cambios en la composición de la muestra 1,3. BLI utiliza biosensores de fibra óptica que tienen un recubrimiento biocompatible patentada en la punta. El sistema utilizado aquí (Octeto-RED96) contiene ocho espectrofotómetros. La luz blanca se canaliza a una fila de sondas que se mueven en un brazo robótico. Los sensores de fibra óptica are recogido por las sondas y se trasladó a una placa de 96 pocillos que contenía las muestras. Una de las moléculas diana se inmoviliza sobre la superficie del biosensor. Entonces sensores se mueven a los pocillos que contienen la pareja de unión en solución. BLI supervisa asociación de la pareja de unión con la molécula inmovilizada y, a continuación, controla la disociación después de mover los sensores a la solución sin la pareja de unión. La unión de moléculas a la superficie del biosensor conduce a cambios en la interferencia óptica entre las ondas de luz que reflejan de nuevo a los espectrofotómetros de una superficie interna y desde la interfaz externa entre el sensor y la solución. Estos cambios en la interferencia pueden ser cuantificados y se utilizan para determinar las constantes de transferencia de la unión y la disociación, que se resumen en la animación de la figura 1. Hemos aplicado BLI para medir las interacciones entre el complejo catalítico de la ATP sintasa bacteriana y su subunidad ε, que puede auto-inhiben la enzima. Sy ATPnthase es un nanomotor rotatorio membrana embebido que cataliza la síntesis y la hidrólisis de ATP 4. El complejo catalítico (F 1) se puede aislar en una forma soluble que funciona como una ATPasa. Ε Subunidad tiene dos dominios: el dominio N-terminal (NTD) es necesario para el montaje correcto y el acoplamiento funcional de la enzima pero no interactuar directamente con las subunidades catalíticas, el dominio C-terminal (CTD) puede inhibir la enzima mediante la interacción con múltiples subunidades catalíticas 5,6. Esta regulación ε-mediada es específico de ATP sintasas bacterianas y no se observa en el homólogo mitocondrial. ATP sintasa se ​​ha convertido en un objetivo para los fármacos antibacterianos, como lo demuestra la reciente aprobación de la FDA de bedaquiline para tratar la tuberculosis resistente a los medicamentos 7. Por lo tanto, la orientación papel inhibidor de ε para el descubrimiento de fármacos podría producir antibacterianos que no inhiben la ATP sintasa mitocondrial. Con el complejo catalítico aislada (F 1), εse convierte en una subunidad disociable. Sin embargo, con ε unida a F 1, la εCTD puede sufrir un cambio conformacional dramática, parcialmente insertar en la cavidad central de la enzima y la formación de un estado de inhibición que es poco probable que se disocian directamente 6,8. Utilizamos BLI para medir la cinética de F 1 / ε de unión y de disociación, e indirectamente, para examinar los efectos alostéricos de sitio catalítico de ligandos sobre la conformación de ε. En nuestro sistema, ε fue elegido para la inmovilización en la superficie del sensor ya que la señal de BLI (como SPR) es sensible a la masa de las moléculas de unión en la superficie. La subunidad ε es pequeño (~ 15 kDa) en relación con el principal complejo de F 1 (~ 347 kDa). Por lo tanto, una señal de BLI más grande será el resultado de la unión de F 1 a ε inmovilizada. Con el fin de supervisar F 1 disociación, que puede ser muy lento, ε deben estar fuertemente inmovilizado. Por lo tanto se optó por biotinilar; E inmovilizarlo sobre biosensores recubiertas con estreptavidina. Las proteínas pueden ser biotinilados por (i) modificación aleatoria de lisinas superficiales 9, (ii) reacción de una cisteína nativo o de ingeniería único con un reactivo de maleimida-biotina 10 o (iii) añadir genéticamente un péptido específico de biotina-aceptor que está biotinilado durante enzimáticamente la expresión in vivo de la proteína marcada 11. En nuestro sistema, ε está biotinilado utilizando el método (iii) 8. Una vez ε-biotina marcado se inmoviliza sobre sensores de estreptavidina, BLI puede medir la unión y la disociación de F 1 que ha sido empobrecido de la subunidad ε (F 1 (-ε)). Para los experimentos descritos aquí, los ensayos preliminares se han realizado para determinar una cantidad razonable de la proteína biotinilada para inmovilizar en los sensores. Esto puede variar, dependiendo del peso molecular de la proteína y su pareja de unión, pero el objetivo es determinar una cantidad mínima de proteína A inmovilizada tsombrero proporciona (i) aceptable señal-a-ruido para la cinética de unión con una baja concentración de la pareja de unión (por debajo de K D) y (ii) una distorsión mínima de la cinética de unión con la concentración cerca de la saturación de la pareja de unión. También, estequiometría de biotinilación puede variar (pero evite&gt; 1 mol biotina / mol de proteína), por lo que puede ser necesario algún ensayo inicial para cada nuevo lote de proteína biotinilada para confirmar que una señal de BLI consistente se puede lograr durante la inmovilización en el recubiertas con estreptavidina sensores.

<table><tbody><tr><td>Octeto-RED96</td><td>Pall/Fort&eacute; Bio</td><td>30-5048</td><td></td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina</td><td>Sigma</td><td>A6003-10G</td><td>Biosensor libre de ácidos</td></tr><tr><td>grasos/Estreptavidina</td><td>Pall/Fort&eacute; Bio</td><td>18-5019</td><td>Bandeja de 96 sensores</td></tr><tr><td>Placa de microtitulación</td><td>Greiner Bio-one</td><td>655209</td><td>Black, Polipropileno</td></tr><tr><td>Software de adquisición de datos</td><td>Pall/Fort&eacute; Bio</td><td>Versión 6.4</td><td>Versiones más recientes disponibles</td></tr><tr><td>Software de análisis de datos</td><td>Pall/Fort&eacute; Bio</td><td>Versión 6.4</td><td>Versiones más nuevas disponibles</td></tr></tbody></table>

interferometría bio-capa para cinética de interacciones proteína-proteína y alostéricos efectos ligando medición

Bio-layer Interferometry for Measuring Kinetics of Protein-protein Interactions and Allosteric Ligand Effects

Se describe el uso de la interferometría Bio-capa para estudiar las interacciones inhibidoras de ε subunidad con el complejo catalítico de Escherichia coli ATP sintasa. Bacteriana de tipo F ATP sintasa es el objetivo de un nuevo antibiótico, aprobado por la FDA para combatir la tuberculosis resistente a los medicamentos. La comprensión de bacterias específicas auto-inhibición de la ATP sintasa por el dominio C-terminal de la subunidad ε podría proporcionar un nuevo medio para orientar la enzima para el descubrimiento de fármacos antibacterianos. El dominio C-terminal de ε sufre un cambio conformacional dramática cuando las transiciones de la enzima entre los estados activos e inactivos, y ligandos de sitio catalítico pueden influir en cuál de conformaciones de ε es predominante. El ensayo mide la cinética de unión / disociación de ε con el complejo catalítico, e indirectamente meaSures el cambio de ε unido a la enzima hacia y desde la conformación inhibidor aparentemente nondissociable. La señal de interferometría Bio-capa no es excesivamente sensible a la composición de la solución, por lo que también se puede utilizar para vigilar los efectos alostéricos de ligandos de sitio catalítico sobre los cambios conformacionales de ε.

De unión en tiempo real y la cinética de disociación BLI se muestra en la Figura 3. Este experimento se realizó con tampón de ensayo en asociación y disociación. Este experimento se inició con una etapa de línea de base 10 minutos ya que los sensores se han prehumedecido sólo brevemente. Siguiente, ε biotinilado se cargó en los sensores. No disociación detectable de ε se produjo a lo largo de todos los pasos restantes como se ve desde la curva de referencia (G), que no tenía pareja de unión agregó. Un s...

Los protocolos siguientes describen ensayos cinéticos de las interacciones proteína-proteína con Interferometría Bio-capa. F-tipo ATP sintasa, que está implicado en el metabolismo de la energía celular, puede ser inhibida por su subunidad ε en bacterias. Hemos adaptado Interferometría Bio-capa para estudiar las interacciones del complejo catalítico con el dominio del ε inhibidora C-terminal.

Interferometría Bio-capa para Cinética de interacciones proteína-proteína y alostéricos Efectos ligando medición

We describe the use of Bio-layer Interferometry to study inhibitory interactions of subunit &#949;&#160;with the catalytic complex of Escherichia ...

El objetivo general del siguiente experimento es medir la cinética de las proteínas, las interacciones entre proteínas y los efectos alostéricos de ligandos pequeños sobre dichas interacciones utilizando interferometría de capa biológica, BLI. Esto se logra preparando una de las proteínas con biotina específica e inmovilizándola sobre la superficie de biosensores recubiertos con estreptavidina en paralelo.Como segundo paso, se expone la proteína unida al sensor a un tampón que contiene su pareja de unión, y se mide la unión en tiempo real mediante su efecto sobre la interferencia óptica en la superficie del sensor. A continuación, cada sensor se transfiere a un tampón sin la pareja de unión para medir la disociación en tiempo real de la proteína. Complejos proteicos.Los resultados obtenidos permiten la determinación de las constantes cinéticas de velocidad para la unión y disociación de las proteínas que interactúan, y por tanto, su afinidad de unión. Otros resultados muestran que la interferometría de capa biológica (BLI) puede detectar los efectos de ligandos pequeños sobre la velocidad de disociación del complejo proteína-proteína. La principal ventaja de esta técnica frente a m

bio-layer-interferometry-for-measuring-kinetics-protein-protein

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Investigación

JoVE Journal

Chemistry

Química

Nosotros aplicamos la etiqueta sin análisis de la interacción de proteínas utilizando Biacore X100 para el análisis de estructura-función de la unión de varios mutantes cistatina B a la papaína través de la caracterización cinética. Libre de calibración de análisis de concentración (ACCP) mide la concentración de proteína con actividad de unión retenido sin la necesidad de una curva patrón. Nos muestran que la confirmación de las concentraciones de uso de la ACCP aumenta la fiabilidad de los...

La importancia de la concentración de la proteína correcta para la cinética y la determinación de afinidad en el análisis de la estructura-función

En este video, demostramos la tecnología de interferometría de biocapas (BLI) para detectar las interacciones intermoleculares entre ligandos y analitos objetivo en tiempo real. BLI mide los cambios en el patrón de interferencia de la luz blanca reflejada por una capa de ligandos inmovilizados en la superficie de un biosensor a medida que interactúan con los analitos en solución.

Tecnología de interferometría de biocapas para detectar interacciones entre ligando y analito

El protocolo aquí describe las interacciones de la proteína de canal de iones hEAG1 purificada con la pequeña molécula lipídica ligando fosfatidilinositol 4, 5-bifosfato (PIP2). La medición demuestra que BLI podría ser un método potencial para la detección de iones de molécula pequeña novela canal ligando.

Captura de la cinética de la interacción de una proteína de canal iónico con moléculas pequeñas por el ensayo de interferometría de la Bio-capa

Aquí presentamos un protocolo para supervisar el montaje y desmontaje de la toxina del ántrax mediante interferometría de la biocapa (BLI). Tras el montaje y desmontaje en la superficie del biosensor, los complejos de proteínas grandes son liberados de la superficie para la visualización e identificación de componentes de los complejos usando microscopia electrónica y espectrometría de masas, respectivamente.

Análisis complejos de la proteína dinámica montan en y de interferometría de biocapa Biosensor usando espectrometría de masas y microscopia electrónica

Las interacciones de los factores de transcripción (TO) con el ARN polimerasa generalmente se estudian mediante ensayos desplegables. Aplicamos una tecnología Biolayer Interferometry (BLI) para caracterizar la interacción de GrgA con el ARN polimeraso clamítico. En comparación con los ensayos desplegables, BLI detecta la asociación y disociación en tiempo real, ofrece una mayor sensibilidad y es altamente cuantitativa.

Aplicación de la interferometría de Biolayer (BLI) para el estudio de las interacciones proteínas y proteínas en la transcripción

Este artículo describe un protocolo para estudiar las interacciones ADN-proteína utilizando un sistema de interferometría de biocapas (BLI) basado en estreptavidina. Describe los pasos y consideraciones esenciales para utilizar la cinética de enlace básica o avanzada para determinar la afinidad de enlace de equilibrio (KD) de la interacción.

Análisis de las interacciones ADN-proteína con la interferometría de biocapas basada en estreptavidina

Un protocolo simple para determinar el contenido de lípidos neutros de células de algas utilizando un procedimiento de tinción de Rojo Nilo se describe. Esta técnica de ahorro de tiempo ofrece una alternativa a los protocolos de cuantificación de lípidos basados ​​en gravimétricos tradicionales. Ha sido diseñado para la aplicación específica de la supervisión del rendimiento de bioprocesos.

Un simple y protocolo Rapid para Medir lípidos neutros en las células de algas Utilizando Fluorescencia

La nanoscopía de sonda coloidal se puede utilizar en una variedad de campos para obtener información sobre la estabilidad física y la cinética de coagulación de los sistemas coloidales y ayudar en el descubrimiento de fármacos y las ciencias de formulación utilizando sistemas biológicos. El método descrito en este documento proporciona un medio cuantitativo y cualitativo para estudiar dichos sistemas.

El examen cuantitativo y cualitativo de las interacciones entre partículas Uso coloidal Sonda Nanoscopia

Los protocolos presentados describen dos técnicas basadas en el ensayo de inmunoabsorción enzimática (ELISA) para la investigación rápida de interacciones ligando-receptor: El primer ensayo permite la determinación de la constante de disociación entre ligando y receptor. El segundo ensayo permite una detección rápida de péptidos bloqueadores para las interacciones ligando-receptor.

Un ELISA basado Encuadernación y método Competencia determinación rápida interacciones ligando-receptor

En este trabajo presentamos un método para sintetizar nanopartículas de sulfuro de cadmio (CdS) libres de ligando basado en un copolímero de azufre único. El copolímero de azufre funciona como un solvente de alta temperatura y una fuente de azufre durante la síntesis de nanopartículas y estabiliza las nanopartículas después de la reacción.

Síntesis del ligando libre de CdS nanopartículas dentro de una matriz de copolímero de azufre

Aprende a medir cinéticas de interacciones proteína-proteína y efectos alostéricos de ligandos mediante interferometría de bio-capa (BLI). Este método permite analizar la unión de ATP sintasa F y su subunidad ε en tiempo real.

Interferometría Bio-capa para Cinética de interacciones proteína-proteína y alostéricos Efectos ligando medición

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