Name: Dirigida Método Evolución en Saccharomyces cerevisiae: Mutant Biblioteca Creación y Proyección (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-04-01T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 50 s
Description: Aprende a construir y evaluar bibliotecas mutantes en Saccharomyces cerevisiae para evolución dirigida de proteínas. Este método computacional permite identificar regiones específicas del enzima AAO mediante algoritmos de selección.

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Este trabajo fue apoyado por el proyecto de la Comisión Europea Indox-FP7-KBBE-2013-7-613549; un Cost-Action CM1303-Systems Biocatalysis; y los proyectos nacionales Dewry [BIO201343407-R] y Cambios [RTC-2014-1777-3].

1. Mutante de construcción de biblioteca <ol><li> Elegir las regiones para ser sometidos al de transformación con la ayuda de algoritmos de cálculo en base a la estructura cristalina o de homología de 18 modelos disponibles. <ol><li> Aquí, el objetivo de dos regiones de AAO de Pleurotus eryngii para la mutagénesis al azar y la recombinación (Met [α1] -Val109, Phe392-Gln566), mientras que la amplificación de la resto del gen (844 bp) por PCR de alta fidelidad (Figura 1). Nota: Varios segmentos pueden ser estudiados por MORPHING de manera independiente o combinada 16. </li></ol></li><li> Amplificar las zonas seleccionadas por PCR mutagénica. Crear áreas entre segmentos (~ 50 pb cada uno) se superponen mediante la superposición de las reacciones de PCR de las regiones definidas. <ol><li> Preparar PCR mutagénica de los segmentos objetivo en un volumen final de 50 l que contenía ADN molde (0.92 ng / l), 90 nM sentido oligo (RMLN para el segmento de MI y AAO-BP para el segmento M-II), 90 nM unacebador ntisense (AAO-92C para el segmento de MI y RMLC para el segmento M-II), dNTPs 0,3 mM (0,075 mM cada uno), 3% (v / v) sulfóxido de dimetilo (DMSO), 1,5 mM MgCl 2, MnCl 0,05 mM 2 y 0,05 U / l de Taq ADN polimerasa. Secuencias de cebadores se detalla en la Figura 1. </li><li> Utiliza el siguiente programa de PCR: 95ºC durante 2 min (1 ciclo); 95 ° C durante 45 s, 50ºC durante 45 s, 74ºC durante 45 segundos (28 ciclos); y 74 ° C durante 10 min (1 ciclo). </li></ol></li><li> Amplificar las regiones no mutagénicos con ultra alta fidelidad de la polimerasa e incluyen las áreas correspondientes se solapan los segmentos mutagénicos y / o salientes vector linealizado. <ol><li> Preparar las mezclas de reacción en un volumen final de 50 l que contenía: plantilla de ADN (0,2 ng / l), 250 nM sentido oligo HFF, 250 nM HFR oligo antisentido, mM dNTPs 0,8 (0,2 mM cada uno), 3% (v / v) de dimetilsulfóxido (DMSO) y 0,02 U / l iproof ADN polimerasa. secuencias de los cebadores se detallan en &lt;strong&gt; Figura 1. </li><li> Utiliza el siguiente programa de PCR: 98 ° C durante 30 segundos (1 ciclo); 98 ° C durante 10 seg, 55 ° C durante 25 seg, 72 ° C durante 45 seg (28 ciclos); y 72 ° C durante 10 min (1 ciclo). Nota: Con las condiciones descritas en el punto 1.2 y 1.3 solapamientos de 43 pb (región de plásmido-M1); 46 pb (M1 región por región HF); 47 pb (región-región M2 HF) y 61 pb (M2 plásmido región) se han diseñado (Figura 1) para favorecer el empalme en vivo en la levadura. </li><li> Purificar todos los fragmentos de PCR (mutagénicos y no mutagénicos) con un kit de extracción de gel comercial de acuerdo con el protocolo del fabricante. </li></ol></li><li> Linealizar el vector de modo que se crean regiones de aproximadamente 50 pares de bases que flanquean que son homólogos a los extremos 5 &#39;y 3&#39; extremos del gen diana. <ol><li> Preparar una mezcla de reacción que contiene linealización 2 g de ADN, 7,5 U Bam HI, 7,5 U XhoI, 20 g de BSA y 2 l de tampón de Bam HI 10x en un volumen final de 20 l. </li><li> Incubar la mezcla de reacción a 37 ° C durante 2 horas y 40 min. A continuación, proceder a la inactivación a 80 ° C durante 20 minutos. </li></ol></li><li> Se purifica el vector linealizado mediante extracción en gel de agarosa para evitar la contaminación con el plásmido circular residual (Figura 2). <ol><li> Cargar la mezcla de reacción de digestión en el mega-pocillo de una bajo punto de fusión en gel de agarosa semi-preparativa (0,75%, w: v), así como una parte alícuota (5 l) de la mezcla de reacción en el adyacente así como un reportero. </li><li> Ejecutar electroforesis de ADN (5 V / cm entre los electrodos, 4 ᵒC) y separar el gel de agarosa correspondiente a la mega bien y que lo conserve en 4 ᵒC en 1x TAE. </li><li> Manchar el carril con la escala de peso molecular y el reportero. Visualizar las bandas bajo luz UV. Nick la posición en los lugares vector linealizado. Nota: Como la calidad del vector linealizado purificado es un critifactor de cal para la recombinación exitosa y montaje en la levadura, para evitar mancharse gel de electroforesis de ADN semi-preparativa. El uso de colorantes y la exposición UV para la extracción de gel puede afectar a la estabilidad del vector de ADN, comprometer la eficacia de recombinación in vivo en. Como alternativa a los colorantes EtBr tóxicos, colorantes SYBR Gel Red y se utilizan comúnmente para la tinción de gel. </li><li> En la ausencia de luz UV, identificar el vector linealizado en el fragmento de mega-bien utilizando la guía de las muescas en el carril de reportero manchado de modo que pueda ser aislado. </li><li> Extraer el vector linealizado a partir de agarosa y se purifica con un kit de extracción de gel comercial de acuerdo con el protocolo del fabricante. Nota: Use vectores lanzadera episomal de alta copia con marcadores de antibióticos y auxotrofía: En este ejemplo se empleó el uracilo independiente y ampicilina resistencia pJRoC30 vector, bajo el control del promotor de levadura GAL1. </li></ol></li><li> Preparar un IM equimolarxture de los fragmentos de PCR y se mezcla con el vector linealizado en una proporción de 2: 1, con no menos de 100 ng de plásmido linealizado (prueba de diferentes proporciones de biblioteca equimolar / vector abierta para lograr buenos rendimientos de transformación). <ol><li> Medir la absorbancia de los fragmentos de PCR y el vector linealizado en 260 nm y 280 nm para determinar su concentración y pureza. </li></ol></li><li> Transformar células competentes de levadura con la mezcla de ADN utilizando un kit de transformación de levadura comercial (véase la Tabla de suministros) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. <ol><li> A continuación, utilice una proteasa deficiente y URA3 - S. dependientes cerevisiae cepa, BJ5465. Transformar las células con el vector parental circularizado como un estándar interno durante la selección (véase a continuación). Además, compruebe el fondo mediante la transformación del vector linealizado en ausencia de fragmentos de PCR. Nota: En caso de detectar niveles iniciales bajos de secreción, use S.cerevisiae cepas deficientes en proteasa como BJ5465 de favorecer la acumulación de proteína activa en sobrenadantes de cultivo. Si la enzima diana se somete a hiperglicosilación, el uso de cepas deficiente en glicosilación (por ejemplo, Δ kre2 que sólo es capaz de fijar oligómeros de manosa más pequeñas) podría ser una opción adecuada. </li></ol></li><li> Placa de las células transformadas en placas de deserción SC y los incuban a 30 ° C durante tres días. Placa (en placas de deserción SC suplementado con uracilo) URA3 - S. células cerevisiae que carecen de plásmido como control negativo para la detección (ver abajo). </li></ol> 2. Alta-Throughput Screening de ensayo (Figura 3) <ol><li> Llenar un número apropiado de placas de 96 pocillos estériles (23 placas para analizar una biblioteca de 2.000 clones) con 50 l de medio mínimo por pocillo con la ayuda de un robot de pipeteado. </li><li> Recoger las colonias individuales de la SC-abandono placas y transferirlos a las placas de 96 pocillos. <ol><li> En cada placa, inocular número de columna 6 con el tipo parental como patrón interno y así H1 con URA3 - S. células cerevisiae (en medio SC suplementado con uracilo) sin plásmido como control negativo. Nota: Bueno H1 está llena específicamente con los medios de deserción suplementado con uracilo. Un medio bien contiene en blanco sin células también puede prepararse como un control de esterilidad adicional. </li></ol></li><li> Se cubren las placas con sus tapas y envolverlos en Parafilm. Incubar las placas durante 48 horas a 30 ° C, 225 rpm y 80% de humedad relativa en un agitador húmedo. </li><li> Retire el Parafilm, añadir 160 l de medio de expresión a cada pocillo con la ayuda del robot de pipeteado, vuelva a sellar las placas y se incuban durante 24 horas. Nota: medio mínimo y medio de expresión se preparan como informado en otras partes 19. los niveles de secreción pueden variar en función del gen bajo estudio y, en consecuencia, tél incubación veces deben ser optimizados en cada caso para sincronizar el crecimiento de las células en todos los pocillos. </li><li> Centrifugar las placas (placas maestras) a 2800 x g durante 10 min a 4 ° C. </li><li> Transferencia de 20 l del sobrenadante de los pocillos de la placa principal a la placa de réplica usando un manejo multiestación robótico líquido. Nota: Para favorecer la secreción de enzimas, es aconsejable sustituir el péptido señal nativa de la proteína diana mediante péptidos señal comúnmente utilizados para la expresión heteróloga en la levadura (por ejemplo, el factor α prepro-líder, el líder de la K 1 Killer toxina de S. cerevisiae, o incluso versiones quiméricas de ambos péptidos 13). Alternativamente, el péptido señal nativo puede ser desarrollado exclusivamente para la secreción en la levadura. </li><li> Añadir 20 l de p -methoxybenzylalcohol 2 mM en tampón de fosfato de sodio 100 mM pH 6,0 con la ayuda del robot de pipeteado. Agitar las placas brevemente con un 96-nosll mezclador de placas y se incuba durante 30 min a TA. </li><li> Con el robot de pipeteado, añadir 160 l de reactivo FOX a cada placa de réplica y agitar brevemente con el mezclador (concentración final de la mezcla de FOX en el pozo: 100 M xilenol naranja, 250 M Fe (NH4) 2 (SO4) 2 y 25 mm de H 2 SO 4). <ol><li> Añadir varios aditivos al reactivo para mejorar la sensibilidad, tales como co-disolventes orgánicos (DMSO, etanol, metanol) o sorbitol 17. Aquí, amplificar la respuesta mediante la adición de sorbitol a una concentración final de 100 mM (Figura 4). </li></ol></li><li> Leer las placas (modo de punto final, t 0) a 560 nm en un lector de placas. </li><li> Incubar las placas a temperatura ambiente hasta que se desarrolle el color y medir la absorción de nuevo (t 1). <ol><li> Calcular la actividad relativa de la diferencia entre el valor Abs después de la incubación y el de la medición inicial normalizado a la pareTipo ntal para cada placa (Dt 1 - t 0). </li></ol></li><li> Someter los mejores éxitos mutantes a dos re-exámenes consecutivos para descartar falsos positivos. Nota: Por lo general, re-proyecciones incluyen el aislamiento del plásmido de la levadura, la amplificación y purificación en Escherichia coli, seguido de la transformación de células de levadura fresca con el plásmido 19. Cada clon seleccionado se vuelve a proyectará en pentaplicate. </li></ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En este artículo, hemos resumido la mayor parte de los consejos y trucos empleados en nuestro laboratorio para diseñar enzimas por evolución dirigida en S. cerevisiae (usando AAO como ejemplo) para que puedan ser adaptados para su uso con muchos otros sistemas de enzimas eucariotas simplemente siguiendo el enfoque común se describe aquí. En cuanto a la creación de la biblioteca, el morphing es un método rápido de un solo recipiente para introducir y recombinar las mutaciones al azar...

Evolución molecular dirigida es un método robusto, rápido y fiable para diseñar enzimas 1, 2. A través de rondas iterativas de mutación al azar, recombinación y análisis, versiones mejoradas de las enzimas se pueden generar que actúan sobre los nuevos sustratos, en las reacciones novedosas, en no natural ambientes, o incluso para ayudar a la célula para alcanzar nuevos objetivos metabólicos 3-5. Entre los anfitriones utilizados en la evolución dirigida, levadura Saccharomyces cerevisiae de cerveza ofrece un repertorio de soluciones para la expresión funcional de las proteínas eucariotas complejos que no son de otra manera disponible en homólogos procariotas 6,7. Se utiliza exhaustivamente en estudios de biología celular, este pequeño modelo eucariota tiene muchas ventajas en términos de las modificaciones post-traduccionales, la facilidad de manipulación y la eficiencia de transformación, todos los cuales son rasgos importantes para diseñar enzimas por evolución dirigida 8. Por otra parte, la alta frecuenciade la recombinación del ADN homólogo en S. cerevisiae acoplado a su aparato de prueba de lectura eficiente abre una amplia gama de posibilidades para la creación de la biblioteca y el conjunto de genes in vivo, el fomento de la evolución de los diferentes sistemas de enzimas individuales a vías artificiales complejos 9-12. Nuestro laboratorio ha pasado la última década el diseño de herramientas y estrategias para la evolución molecular de diferentes ligninasas en la levadura (oxidorreductasas implicadas en la degradación de la lignina durante la descomposición de la madera natural) 13-14. En esta comunicación, presentamos un protocolo detallado para preparar y bibliotecas mutantes pantalla en S. cerevisiae para un modelo flavooxidase, alcohol-oxidasa-arilo (AAO 15) -, que se puede traducir fácilmente a muchas otras enzimas. El protocolo consiste en un método de evolución dirigida centrado (MORPHING: Proceso mutagénico Organizada recombinación homóloga in vivo por la Agrupación), asistido por el aparato de célula de levadura 16, unada ensayo de cribado muy sensible basado en la reacción de Fenton con el fin de detectar la actividad de AAO secretada en el caldo de cultivo 17.

<table><tbody><tr><td><fuerte>1. Medios de cultivo</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ampicilina sódica sal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A0166</td><td>CAS N&ordm; 69-52-3 M.W. 371.39</td></tr><tr><td>Bacto Agar</td><td>Difco</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>Cloramphenicol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C0378</td><td>CAS N&ordm; 56-75-7 M.W. 323.13</td></tr><tr><td>D-(+)-Galactosa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G0750</td><td>CAS N&ordm; 59-23-4 M.W. 180.16</td></tr><tr><td>D-(+)-Glucosa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5767</td><td>CAS N&ordm; 50-99-7 M.W. 180.16</td></tr><tr><td>D-(+)-Rafinosa pentahidratada</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>83400</td><td>CAS N&ordm; 17629-30-0 M.W. 594.51</td></tr><tr><td>Peptona</td><td>Difco</td><td>211677</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de potasio monobásico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0662</td><td>CAS N&ordm; 7778-77-0 M.W. 136.09</td></tr><tr><td>Uracilo</td><td>Sigma Aldrich</td><td>U1128</td><td></td></tr><tr><td>Extracto de Levadura</td><td>Difco</td><td>212750</td><td></td></tr><tr><td>Levadura Base de Nitrógeno sin Aminoácidos</td><td>Difco</td><td>291940</td><td></td></tr><tr><td>Levadura Sintética Drop-out Medio Suplementos sin uracilo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Y1501</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</strong</td><td>>Número de catálogo</td><td>Comentarios</td></tr><tr><td>2. Reacciones de PCR</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>dNTP Mix</td><td>Agilent genomics</td><td>200415-51</td><td>25 mM cada uno</td></tr><tr><td>iProof ADN polimerasa de alta fidelidad</td><td>Bio-rad</td><td>172-5301</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de manganeso (II) tetrahidratado</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8054</td><td>CAS N&ordm; 13446-34-9 M.W. 197.91</td></tr><tr><td>Taq ADN polimerasa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D4545</td><td>Por error PCR</td></tr><tr><td><fuerte>Nombre</fuerte></td><td><fuerte>Empresa</fuerte></td><td><fuerte>Número de catálogo</fuerte></td><td><fuerte>Comentarios</fuerte></td></tr><tr><td><fuerte>3. Linealización de plásmidos</fuerte></td>Enzima de restricción BamHI <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>New England Biolabs</td><td>R0136S</td><td></td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina</td><td>New England Biolabs</td><td>B9001S</td><td></td></tr><tr><td>Enzima de restricción XhoI</td><td>New England Biolabs</td><td>R0146S</td><td></td></tr><tr><td>Enzima de restricción Not I</td><td>New England Biolabs</td><td>R0189S</td><td></td></tr><tr><td>Gel Rojo</td><td>Biotium</td><td>41003</td><td>Para teñir el ADN</td></tr><tr><td><fuerte>Nombre</fuerte></td><td><fuerte>Empresa</fuerte></td><td><fuerte>Número de catálogo</fuerte></td><td><fuerte>Comentarios</fuerte></td></tr><tr><td><fuerte>4. Ensayos FOX</fuerte></td> sulfato de <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>hierro (II) hexahidratado</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F3754</td><td>CAS N&ordm; 7783-85-9 M.W. 392.14</td></tr><tr><td>Anysil Alcohol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>W209902</td><td>CAS N&ordm; 105-13-5 M.W. 138.16</td></tr><tr><td>D-Sorbitol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S1876</td><td>CAS N&ordm; 50-70-4 M.W. 182.17</td></tr><tr><td>Peróxido de hidrógeno 30%</td><td>Merck Millipore</td><td>1072090250</td><td>FOX curva estándar</td></tr><tr><td>Xilenol Sal disódica naranja</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>52097</td><td>CAS N&ordm; 1611-35-4 M.W. 716.62</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Número de catálogo</td><td>Comments</td></tr><tr><td>5. Gel de agarosa</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agarosa</td><td>Norgen</td><td>28035</td><td>CAS N&ordm; 9012-36-6</td></tr><tr><td>Gel</td><td>Red Biotium</td><td>41003</td><td>Tinte de análisis de ADN</td></tr><tr><td>GeneRuler 1kb Ladder</td><td>Thermo Scientific</td><td>SM0311</td><td>DNA M.W. estándar</td></tr><tr><td>Tinte de carga 6x</td><td>Thermo Scientific</td><td>R0611</td><td></td></tr><tr><td>Agarosa a baja temperatura de fusión</td><td>Bio-rad</td><td>161-3112</td><td>CAS N&ordm; 39346-81-1</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Número de catálogo</td><td>Comments</td></tr><tr><td>6. Kits y células</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>S. cerevisiae cepa BJ5465</td><td>LGC Promochem</td><td>ATTC 208289</td><td>cepa deficiente en proteasa con genotipo: MAT&alpha; ura3-52 trp1 leu2-delta1 his3-delta200 pep4::HIS3 prb1-delta1.6R can1 GAL</td></tr><tr><td>E. coli XL2-Azul células competentes</td><td>Agilent genomics</td><td>200150</td><td>Para la purificación y amplificación de plásmidos</td></tr><tr><td>NucleoSpin Gel y kit de limpieza de</td> <td>PCRMacherey-Nagel</td><td>740,609,250</td><td>Extracción de gel de ADN</td></tr><tr><td>NucleoSpin Kit de plásmidos</td><td>Macherey-Nagel</td><td>740,588,250</td><td>Kit de minipreparación de columna</td></tr><tr><td>Kit de transformación de levadura</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>YEAST1-1KT</td><td>Incluido portador de ADN (testículos de salmón)</td></tr><tr><td>Zymoprep miniprep de plásmido de levadura I</td><td>Zymo research</td><td>D2001</td><td>Extracción de plásmidos de levadura</td></tr><tr><td><fuerte>Nombre</td><td>Company</td><td>Número de catálogo</td><td>Comentarios</td></tr><tr><td>7. Placas</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>placas de 96 pocillos</td><td>Greiner Bio-One</td><td>655101</td><td>Transparente, no estéril, poliestireno (para mediciones de actividad)</td></tr><tr><td>Placas de 96 pocillos</td><td>Greiner Bio-One</td><td>655161</td><td>Transparente, estéril, poliestireno (para microfermentaciones)</td></tr><tr><td>Tapa de placa de 96 pocillos</td><td>Greiner Bio-One</td><td></td><td>656171 Transparente, estéril, poliestireno (para microfermentaciones)</td></tr></tbody></table>

dirigida método evolución en<em&gt; saccharomyces cerevisiae</em&gt;: mutant biblioteca creación y proyección

Directed Evolution Method in Saccharomyces cerevisiae: Mutant Library Creation and Screening

La evolución dirigida en Saccharomyces cerevisiae ofrece muchas ventajas atractivas en el diseño de enzimas para aplicaciones biotecnológicas, un proceso que consiste en la construcción, la clonación y la expresión de bibliotecas de mutantes, junto a la alta frecuencia de recombinación homóloga de ADN in vivo. A continuación, se presenta un protocolo para crear y bibliotecas mutantes de levadura en pantalla basado en el ejemplo de un fungicida aril-alcohol oxidasa (AAO) para mejorar su actividad total. Dos segmentos de proteínas se sometieron a la evolución dirigida-centrado por mutagénesis aleatoria y recombinación de ADN in vivo. Voladizos de ~ 50 pb que flanquean cada segmento permite el correcto montaje del gen AAO-fusión en un vector linealizado que da lugar a un plásmido de replicación autónoma completa. Bibliotecas mutantes enriquecidos con variantes funcionales AAO se rastrearon en S. sobrenadantes cerevisiae con un ensayo de alto rendimiento sensible basado en la reacción de Fenton. El proceso general deconstrucción de la biblioteca en S. cerevisiae se describe aquí se puede aplicar fácilmente a evolucionar muchos otros genes eucarióticos, evitando reacciones adicionales de PCR, en la recombinación de ADN y la ligadura pasos in vitro.

AAO de P. Eryngii es un flavooxidase extracelular que suministra peroxidasas fúngicas con H 2 O 2 a empezar a atacar la lignina. Dos segmentos de AAO se sometieron a la evolución dirigida centrado-morphing con el fin de mejorar su actividad y su expresión en S. 19 cerevisiae. Independientemente de las enzimas extranjeros albergadas por S. cerevisiae, el problema más crítico en la construcción de bibliotecas de mutantes ...

Presentamos un protocolo detallado para construir y cribar bibliotecas de mutantes para campañas de evolución dirigida en Saccharomyces cerevisiae.

Dirigida Método Evolución en<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em&gt;: Mutant Biblioteca Creación y Proyección

Directed evolution in Saccharomyces cerevisiae offers many attractive advantages when designing enzymes for biotechnological applications, a process that ...

El objetivo general de este protocolo es mostrar cómo construir y analizar bibliotecas mutantes en Saccharomyces Cerevisiae para experimentos de evolución dirigida. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en la creación de laboratorio utilizadas en experimentos enfocados de evolución dirigida, como por ejemplo cómo asignar regiones solapadas durante el ensamblaje y la clonación. La principal ventaja de esta técnica es su simplicidad y robustez, ya que en un solo paso de transformación es posible obtener niveles con buena calidad.Este protocolo para la creación y cribado de bibliotecas mutantes se demostrará utilizando una aril-alcohol oxidasa fúngica o AAO. Las regiones para la evolución dirigida enfocada se seleccionan primero con la ayuda de algoritmos computacionales basados en la estructura cristalina disponible o en modelos de homología de la enzima. Se dirigirán dos regiones de la AAO para mutagénesis aleatoria y recombinación: la región M1 y la región M2.Se realizará una PCR mutagénica para amplificar las regiones diana. Para promover el empalme in vivo en levaduras, se crearán regiones solapadas entre segmentos de aproximadamente 50 pares de bases cada uno mediante la superposición de reacciones de PCR de las regiones definidas. Prepare reacciones de PCR mutagénica de 50 microlitros de volumen, cada una conteniendo 46 nanogramos de molde de ADN, 90 nanomolares de cebadores sentido y antisentido, 0,3 milimolares de dNTPs, 3% de DMSO, 1,5 milimolares de cloruro de magnesio, 0,5 milimolares de cloruro de manganeso y 0,5 unidades por microlitro de la ADN polimerasa tack.Utilice el siguiente programa de PCR: 95 grados Celsius durante dos minutos, 95 grados Celsius durante 45 segundos, 50 grados Celsius durante 45 segundos y 74 grados Celsius durante 45 segundos durante 28 ciclos, y 74 grados Celsius durante 10 minutos. El resto del gen AAO, la región HF, se amplificará mediante PCR de alta fidelidad con las regiones correspondientes que solapan los segmentos mutagénicos y/o los extremos sobresalientes del vector linealizado incluidos.Prepare la PCR de alta fidelidad en un volumen final de 50 microlitros que contenga 10 nanogramos de molde de ADN, 250 nanomolares de cada cebador sentido y antisentido, 0,8 milimolar de dNTPs, 3% de DMSO y 0,2 unidades por microlitro de polimerasa de ADN iProof de ultra alta fidelidad. Utilice el siguiente programa de PCR: 98 grados Celsius durante 30 segundos, 98 grados Celsius durante 10 segundos, 55 grados Celsius durante 25 segundos y 72 grados Celsius durante 45 segundos durante 28 ciclos, y 72 grados Celsius durante 10 minutos.Todos los fragmentos de PCR se purifican luego con un kit comercial de extracción de gel según el protocolo del fabricante. El siguiente paso consiste en linearizar el vector para crear regiones flanqueantes de aproximadamente 50 pares de bases que sean homólogas a los extremos cinco prima y tres prima del gen diana. Prepare una mezcla de reacción de linearización de 20 microlitros que contenga 2 microgramos de ADN, 7,5 unidades de BamH-1, 7,5 unidades de XHO-1, 20 microgramos de BSA y dos microlitros de tampón 10x BamH-1.Incube la mezcla de reacción a 37 grados Celsius durante dos horas y 40 minutos. Después, inactívela a 80 grados Celsius durante 20 minutos. Para purificar el vector linealizado y evitar la contaminación con el plásmido circular residual, cargue la mezcla de la reacción de digestión en el mega-pocillo de un gel de agarosa de punto de fusión baja semipreparativo.Cargue cinco microlitros de la mezcla de reacción en el pozo adyacente como un reportero. Realice la electroforesis de ADN a cuatro grados Celsius y cinco voltios por centímetro entre electrodos. Luego, separe el gel de agarosa correspondiente al mega-pozo y almacénelo a cuatro grados Celsius en un XTAE.Tiña la calle con la escalera de pesos moleculares y el reportero. Visualice las bandas bajo luz UV y haga un corte en la posición donde se encuentra el vector linealizado. En ausencia de luz UV y utilizando como guía los cortes en la calle teñida del reportero, identifique el vector linealizado en el fragmento del pocillo grande y extráigalo.Extraiga el vector linealizado del agarosa y purifíquelo con un kit comercial de extracción de geles según el protocolo del fabricante. Posteriormente, se mezcla el vector linealizado purificado con los fragmentos de PCR y esta mezcla de ADN se utiliza para transformar células de levadura competentes usando un kit comercial según las instrucciones del fabricante. Siembre las células transformadas en placas SC de selección negativa y incúbelas a 30 grados Celsius durante tres días.Para preparar este ensayo, seleccione colonias individuales de las placas de descarte SC y transfiéralas a placas de 96 pocillos que contengan 50 microlitros de medio mínimo por pocillo. En cada placa, inocule la columna número seis con el tipo parental como estándar interno. Como control negativo, inocule el pocillo H1, lleno con medio SC suplementado con uracilo, con células viscerales ESI URA3 negativas sin plásmido.Cubra las placas con sus tapas, envuélvalas con película de parafina y incúbelas a 30 grados Celsius en un agitador húmedo durante 48 horas. Después de 48 horas, agregue 160 microlitros de medio de expresión a cada pocillo y vuelva a sellar las placas. Incube durante 24 horas adicionales.Después de centrifugar las placas, utilice un robot multicanal de manipulación de líquidos para transferir 20 microlitros del sobrenadante de los pocillos de cada placa a una placa réplica. Añada 20 microlitros de alcohol p-metoxibencílico 2 milimolar y tampón de fosfato sódico 100 milimolar pH 6,0 a cada pocillo. Agite brevemente las placas con un mezclador para placas de 96 pocillos e incúbelas durante 30 minutos a temperatura ambiente.A continuación, agregue 160 microlitros del reactivo FOX a cada placa réplica y mezcle brevemente con el mezclador. Lea las placas a 560 nanómetros en un lector de placas. Incube las placas a temperatura ambiente hasta que se desarrolle el color.Mida nuevamente la absorción. La actividad relativa se calcula a partir de la diferencia entre el valor de absorción después de la incubación y el de la medición inicial, normalizado al tipo parental para cada placa. Esta imagen representativa de un gel muestra el vector linealizado en la banda dos, el segmento PCR M1 en la banda tres, el segmento PCR M2 en la banda cuatro, el segmento PCR HF en la banda cinco, y el vector reensamblado in vivo linealizado con NHE uno en la banda seis.Este siguiente gel muestra la mini-preparación del plásmido del vector reensamblado en la banda dos, el plásmido linealizado con NHE uno en la banda tres, el plásmido linealizado con BamH uno y XHO uno en la banda cuatro, y el plásmido linealizado obtenido mediante extracción en gel y purificación en la banda cinco. Las cargas mutacionales se ajustaron mediante el muestreo de bibliotecas mutantes con diferentes paisajes, calculando el número de clones con menos del 10 % de la actividad enzimática parental y posterior verificación mediante secuenciación de una muestra aleatoria de variantes activas e inactivas. Una evaluación del límite de detección de este ensayo mostró que el ensayo fue lineal en presencia de sorbitol, representado por círculos negros.En ausencia de sorbitol, representada por los cuadrados blancos, la linealidad fue más persistente pero la respuesta fue más débil. Se observó una correlación lineal entre la concentración de AAO y la absorbancia. Se construyó y analizó una biblioteca de mutantes de 2.000 clones con este ensayo.El cuadrado sombreado indica los mutantes de AAO con una secreción y actividad notablemente mejoradas frente al alcohol p-metoxibencílico. Una vez dominado, se pueden generar bibliotecas de mutantes en aproximadamente cuatro horas si se realiza adecuadamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar asignar áreas de solapamiento adecuadas para cada familia de PCR y el vector linealizado para la empalme y clonación in vivo en un solo paso de transformación.Tras seguir un enfoque similar, se pueden realizar otros métodos como muestreo de ADN in vivo, biblioteca de mutagénesis por saturación o ensamblaje de ADN con el fin de construir bibliotecas de mutantes y/o vías metabólicas. Tras su desarrollo, esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la bioingeniería exploraran actividades, estabilidades o incluso inventaran infinitos tipos de interacciones. Tras ver este video, deberías tener una buena comprensión de cómo aprovechar este dispositivo de Saccharomyces cerevisiae para la construcción y cribado de bibliotecas.

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Investigación

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Biología

Aquí se demuestra un protocolo sencillo para crear una biblioteca de mutantes al azar de una secuencia objetivo determinado. Se muestra cómo este método, que se realiza en vivo en Escherichia coli, se pueden acoplar con la selección funcional para desarrollar nuevas actividades enzimáticas.

Mutagénesis y funcional protocolos de selección de la evolución dirigida de proteínas en E. coli</em

Hemos desarrollado completa e imparcial en todo el genoma para comprender las pantallas de genes de drogas y las interacciones genético-ambientales. Métodos para la detección de estas colecciones mutantes se presentan.

Pantallas competitiva Genómica de Bibliotecas de levadura con código de barras

Un nuevo método de evolución dirigida específicamente al ámbito de la ingeniería termoestabilidad fue desarrollado y validado tanto para las enzimas bacteriolíticas. Después de sólo una ronda de mutagénesis al azar, una enzima bacteriolítica evolucionado, PlyC 29C3, muestra mayor que el doble de la actividad residual en comparación con la proteína de tipo salvaje después de incubación a temperatura elevada.

Un método de screening para la evolución dirigida de enzimas termoestables bacteriolítica

Este artículo describe una metodología detallada para la mutagénesis al azar de un gene de la blanco en la levadura de fisión. Por ejemplo, apuntamos rpt4 +, que codifica una subunidad del proteasoma 19S y defender para las mutaciones que desestabilizan la heterocromatina.

Gene-dirigido mutagénesis al azar para seleccionar a mutantes de proteasoma desestabilizadoras de la heterocromatina en la levadura de fisión

Este artículo presenta un método basado en el acoplamiento para facilitar la detección de sobreexpresión en levadura de florecimiento utilizando una biblioteca de plásmidos vestida.

Proyección de biblioteca sobreexpresión basado en apareamiento en levaduras

Presentamos un protocolo de pantalla simple supresor en fisión levaduras. Este método es eficiente, libre de mutágeno y selectivo para las mutaciones que ocurren a menudo en un locus genómico.  El protocolo es conveniente para aislar los supresores que paliar defectos de crecimiento en cultivo líquido que son causados por una mutación o una droga.

Una pantalla de supresor asistida por secuenciación profunda, espontánea en la levadura de fisión Schizosaccharomyces pombe

Las endonucleasas de restricción con nueva especificidad de secuencia se pueden desarrollar a partir de enzimas que reconocen una secuencia parcialmente degenerada. Aquí proporcionamos un protocolo detallado que utilizamos con éxito para alterar la especificidad de la secuencia de la enzima NlaIV. Los ingredientes clave del protocolo son la compartimentación in vitro de la reacción de transcripción/traducción y la selección de variantes con nuevas especificidades de secuencia.

In Vitro dirigió la evolución de una endonucleasa de restricción con una especificidad más estricta

Este trabajo describe un protocolo para un cribado genético supresor multicopia en Schizosaccharomyces pombe. Esta pantalla utiliza una biblioteca de plásmidos de todo el genoma para identificar clones supresores de un fenotipo de pérdida de función asociado con una cepa mutante de consulta. Los nuevos supresores genéticos del mutante nulo ell1 se identificaron utilizando esta pantalla.

Cribado genético para la identificación de supresores multicopia en Schizosaccharomyces pombe

Las interacciones de las biomoléculas, como las interacciones proteína-proteína, son la base molecular de las funciones biológicas. Si se pueden aislar mutantes nulos/deteriorados por interacción que carecen específicamente de la interacción relevante, serán de gran ayuda para comprender las funciones de esta interacción. Este artículo presenta una forma eficiente de aislar mutantes nulos o deteriorados por interacción.

Aislamiento de mutantes nulos o alterados de interacción mediante el ensayo de dos híbridos de levadura

Este protocolo describe los pasos esenciales para llevar a cabo campañas de selección de exhibición de superficie de levadura para enriquecer las variantes de proteínas que se unen a un antígeno de interés.

Ingeniería de proteínas por visualización de superficie de levadura

Aprende a construir y evaluar bibliotecas mutantes en Saccharomyces cerevisiae para evolución dirigida de proteínas. Este método computacional permite identificar regiones específicas del enzima AAO mediante algoritmos de selección.

Dirigida Método Evolución en

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