Name: Técnica ratón Microcirugía de infusión para Targeted Sustancia de entrega en el SNC vía La arteria carótida interna (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Aprenda microcirugía de infusión en ratón para entrega de sustancias al SNC vía arteria carótida interna. Esta técnica minimiza trauma y preserva la integridad neuronal mientras logra altas concentraciones en cerebro.

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Nos gustaría agradecer al Dr. Lei Chen (Escuela de Medicina Icahn en Mount Sinai, NY) quien estableció por primera vez el uso de este modelo en nuestro laboratorio, y a la Dra. Gretchen Wolff (Centro Alemán de Investigación del Cáncer, Heidelberg, Alemania) por difundir la técnica en nuestro laboratorio. Apoyado en parte por HL126559, DA039576, MH098891, MH63022, MH072567, DA027569 y NSC 2015/17/B/NZ7/02985.

Los procedimientos involucrados en el siguiente protocolo han sido aprobados por la Universidad de Miami Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión (IACUC). Además, todos los procedimientos se llevan a cabo en las instalaciones aprobadas por la Asociación para la Evaluación y Acreditación de Laboratorio Animal Care International (AAALAC). 1. Preparación de los ratones para la cirugía <ol><li> Anestesiar al ratón con isoflurano mezclado con oxígeno, utilizando un sistema de anestesia de laboratorio. Utilice isoflurano a establecer entre 4-5% y el flujo de oxígeno a 2 L / min en la máquina comercial (Ver Tabla de Materiales). Transferir el animal a la superficie de la cirugía, bajo un microscopio estereoscópico, y mantener la anestesia utilizando un cono de morro (utilizar la configuración 1.5 isoflurano - 2,5 y el oxígeno en el flujo de 2 L / min). <ol><li> Asegúrese de que la frecuencia respiratoria del ratón es de alrededor de 1 - 2 respiración / seg sin jadear. Además, asegúrese de que el animal no presenta reacción estimulación barbas y el pedal reflex (dedo del pie pellizco). Controlar la frecuencia y el esfuerzo de respiración durante la cirugía, por lo menos cada 5 minutos. Siga específica Institucional Cuidado de Animales y el empleo y las directrices veterinarios para el control de roedores anestesia. </li></ol></li><li> Aplicar una gota de lubricante oftálmica en cada ojo utilizando un hisopo estéril con el fin de evitar la sequedad. Se recomienda la administración de anti-inflamatorio y analgésico para aliviar el malestar. </li><li> Con el animal tumbado sobre su espalda, mantener la anestesia utilizando un cono de nariz. </li><li> Limpiar la zona del cuello del animal limpiando la zona tres veces con etanol 70% y clorhexidina. Afeitarse el área de la cirugía del animal usando una navaja de afeitar (que se detallan a continuación). </li></ol> 2. La disección de la arteria carótida común (CCA) <ol><li> Realizar todo el procedimiento de microcirugía bajo un microscopio estereoscópico. Con unas tijeras quirúrgicas y las pinzas realizar una incisión en la línea media de poca profundidad en el cuello, por encima del esternón hasta por debajo de tél mordaza (alrededor de 3 a 4 cm). </li><li> El uso de pinzas graso cuidadosamente separado y el tejido conectivo para exponer la tráquea. </li><li> Coloque una almohada (objeto redondo, alrededor de 0,5 cm de diámetro) en la parte posterior del cuello del ratón para extender el cuello, exponiendo aún más el área. </li><li> Separar el tejido usando un retractor de tejidos o ganchos. </li><li> En el lado izquierdo del animal de la tráquea, pinzas cuidadosamente con el tejido conectivo para exponer la CCA izquierda. </li><li> Utilizando unas pinzas eliminan cuidadosamente todo el tejido conectivo para exponer la bifurcación CCA, y el comienzo de ambas arterias carótidas externa e interna. </li></ol> 3. Preparación de la CCA para la infusión de sustancias <ol><li> Inserte dos segmentos de sutura de nylon (aproximadamente 1 cm cada uno) en virtud de la arteria carótida externa (ACE), el uso de fórceps. </li><li> Coloque un nudo permanente en el punto más alto posible de la ECA. </li><li> En el punto más bajo posible de la ECA, inmediatamente por encima de la bifurcación de la ACC, lugarun nudo extraíble. Este nudo debe estar floja en comparación con el nudo superior. </li><li> Cierre la CCA utilizando una grapa de vaso, en el punto más bajo posible. </li><li> Cierre la arteria carótida interna (ACI) utilizando una grapa de vaso. </li><li> Utilizando tijeras de primavera de microdisección realizar un pequeño corte en el ECA (aproximadamente 2 mm), entre los dos nudos. </li></ol> 4. La infusión de sustancias a través de la ACI <ol><li> Montar un sistema de infusión. Adjuntar 6 pulgadas de tubo capilar (dimensiones ideales: 2,5 mm x 1,2 mm) a una jeringa de tuberculina que contiene 250 l de la sustancia a infundir (fármacos, agentes patógenos, vesículas extracelulares, entre otros) e inserte la punta capilar suavemente en la incisión realizada en el paso 3.6. </li><li> Continuar a deslizarse por el capilar hasta que alcanza un punto medio entre la bifurcación y el clip de cierre de la CCA. </li><li> Atar el nudo CEPA inferior. Compruebe que el nudo es suficiente para permitir la fluidez capilar suelto y lo suficientemente apretado para evitar leakingramo. </li><li> Retire el clip de la ACI. </li><li> aplicar una suave presión a la infusión de sustancias permitiendo émbolo de la jeringa en aproximadamente 10 l por segundo. </li></ol> 5. Procedimientos después de la infusión <ol><li> Coloque el clip de nuevo en el ICA. </li><li> Retire con cuidado el tubo capilar. </li><li> Atar el nudo CEPA inferior por completo. </li><li> Retire los clips de la ACI y el CCA. </li></ol> 6. Cierre la incisión y el cuidado post-operatorio <ol><li> Retire retractor de tejido o ganchos y almohada. </li><li> área de sutura limpia usando una solución salina estéril. </li><li> Cerrar la incisión utilizando nylon sutura / aguja y pinzas. </li><li> Administrar anti-inflamatorio y analgésico para aliviar el malestar post-operatorio. </li><li> Lugar de los animales en la jaula colocada en la pista de calentamiento durante al menos 1 hora y la recuperación del monitor. </li></ol>

<ol><li>Chen, L., Swartz, K. R., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vessel+microport+technique+for+applications+in+cerebrovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Res%22%5BJournal%5D)">Vessel microport technique for applications in cerebrovascular research.</a> J Neurosci Res. 87 (7), 1718-1727 (2009).</li>
<li>Frisella, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+injection+of+recombinant+adeno-associated+virus+improves+cognitive+function+in+a+murine+model+of+mucopolysaccharidosis+type+VII%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intracranial injection of recombinant adeno-associated virus improves cognitive function in a murine model of mucopolysaccharidosis type VII.</a> Mol Ther. 3 (3), 351-358 (2001).</li>
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<li>Sugiyama, Y., Kusuhara, H., Suzuki, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetic+and+biochemical+analysis+of+carrier-mediated+efflux+of+drugs+through+the+blood-brain+and+blood-cerebrospinal+fluid+barriers%3A+importance+in+the+drug+delivery+to+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Kinetic and biochemical analysis of carrier-mediated efflux of drugs through the blood-brain and blood-cerebrospinal fluid barriers: importance in the drug delivery to the brain.</a> J Control Release. 62 (1-2), 179-186 (1999).</li>
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<li>Vantyghem, S. A., Postenka, C. O., Chambers, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estrous+cycle+influences+organ-specific+metastasis+of+B16F10+melanoma+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Estrous cycle influences organ-specific metastasis of B16F10 melanoma cells.</a> Cancer Res. 63 (16), 4763-4765 (2003).</li>
<li>Huang, R. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+gene+delivery+targeted+to+the+brain+using+a+transferrin-conjugated+polyethyleneglycol-modified+polyamidoamine+dendrimer%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Efficient gene delivery targeted to the brain using a transferrin-conjugated polyethyleneglycol-modified polyamidoamine dendrimer.</a> FASEB J. 21 (4), 1117-1125 (2007).</li>
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<li>Kumar, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transvascular+delivery+of+small+interfering+RNA+to+the+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Transvascular delivery of small interfering RNA to the central nervous system.</a> Nature. 448 (7149), 39-43 (2007).</li>
<li>Wrobel, J. K., Wolff, G., Xiao, R., Power, R. F., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dietary+Selenium+Supplementation+Modulates+Growth+of+Brain+Metastatic+Tumors+and+Changes+the+Expression+of+Adhesion+Molecules+in+Brain+Microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Trace+Elem+Res%22%5BJournal%5D)">Dietary Selenium Supplementation Modulates Growth of Brain Metastatic Tumors and Changes the Expression of Adhesion Molecules in Brain Microvessels.</a> Biol Trace Elem Res. , (2015).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La microcirugía de infusión descrito aquí se ha demostrado ser muy exitoso en la entrega de sustancias exógenas de diversas características biológicas en el SNC, la prevención de la difusión no deseada a través del cuerpo 1, 12. La interrupción de la barrera sangre-cerebro es una característica patológica de diversas enfermedades relacionadas con el SNC; por lo tanto, la evaluación de la relación de sustancias exógenas con la barrera sangre-cerebro es de gran im...

En modelos in vivo del sistema nervioso central (SNC) requieren un suministro eficaz de sustancias exógenas, tales como medicamentos, agentes patógenos, o exosomas, en el cerebro. Por lo tanto, un método de entrega ideal debe causar un trauma mínimo para el animal, preservar la integridad de la red neuronal, y alcanzar altas concentraciones de sustancia en el cerebro 1. Se han descrito varios métodos quirúrgicos de entrega sustancia local, incluyendo intra-vaina, intracerebral, y las inyecciones intraventriculares o implantes 2, 3, 4, 5. Estos enfoques, sin embargo, se consideran traumática en el sistema nervioso central, y permiten la administración de sólo volúmenes bajos de la sustancia de interés. Por otra parte, se ha sugerido que las sustancias exógenas pueden eliminarse rápidamente por el líquido cefalorraquídeo 6 </sup&gt;, y una gama baja penetración en el parénquima cerebral se ha observado 7 cuando se emplean las técnicas antes mencionadas. Métodos de administración sistémicas, tales como administración oral, pulmonar, subcutánea, intravenosa, y se utilizan más comúnmente en modelos animales, a pesar de que exhiben una baja eficacia en la entrega de las sustancias en el sistema nervioso central, debido a la absorción por otros órganos 8, 9. Por lo tanto, estas vías de administración requieren dosis elevadas de las sustancias administradas, aumentando el riesgo de efectos secundarios y toxicidad 10, 11. A continuación, describimos una técnica de microcirugía infusión de ratón, que permite suministrar sustancias directamente en el cerebro a través de la arteria carótida interna. Además de dirigirse a la entrega al sistema nervioso central, esta técnica no pasa por alto las barreras fisiológicas normales y por lo tanto es de gran importancia para biological procesos involucrados en los pasajes de la terapéutica o patógenos en el cerebro.

<table><tbody><tr><td>instrumento de anestesia</td><td>Vetequip</td><td>901806</td><td></td></tr><tr><td>tijeras quirúrgicas</td><td>Fine Science Tool</td><td>14558-09</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas quirúrgicas de punta recta</td><td>Fine Science Tool</td><td>00108-11</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas quirúrgicas con punta angular</td><td>Fine Science Tool</td><td>00109-11</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de resorte</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de nylon</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S 104</td><td></td></tr><tr><td>Tubo capilar (Micro-Renathane 0.010" x 0.005" por pie)&nbsp;</td><td>Braintree Scientific</td><td>MRE01050</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de cierre</td><td>VWR</td><td>95057-036</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de isoflurano</td><td>Piramal</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-trifeniltetrazolio</td><td>FisherScientific</td><td>50-121-8005</td><td></td></tr></tbody></table>

técnica ratón microcirugía de infusión para targeted sustancia de entrega en el snc vía la arteria carótida interna

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Los modelos animales de enfermedades del sistema nervioso central (SNC) y, en consecuencia, de enfermedades de alteración de la barrera hematoencefálica, requieren la entrega de sustancias exógenas al cerebro. Estas sustancias exógenas pueden inducir efectos nocivos o constituir una estrategia terapéutica. Los métodos más comunes de administración de sustancias exógenas en el cerebro se basan en entregas sistémicas, como vías subcutáneas o intravenosas. Aunque se usan comúnmente, estos enfoques tienen varias limitaciones, incluida la baja eficacia de la administración en el cerebro. Por el contrario, los métodos quirúrgicos que administran localmente sustancias en el SNC son más específicos e impiden la absorción de las sustancias exógenas por otros órganos. Existen varios métodos quirúrgicos para el parto del SNC; sin embargo, suelen ser muy traumáticos. Aquí, describimos una técnica de microcirugía de infusión de ratón, que administra eficazmente sustancias al cerebro a través de la arteria carótida interna, con un trauma mínimo y sin interferencia con la funcionalidad normal del SNC.

La técnica de microcirugía infusión de ratón descrito aquí es muy versátil y se ha utilizado para suministrar diferentes sustancias directamente en el cerebro, incluyendo la entrega de células tumorales en un modelo representativo de la formación de metástasis cerebral 1, 12. Esta técnica también es adecuado para evaluar los aspectos patológicos de diferentes patógenos...

El presente protocolo describe una técnica de infusión de microcirugía para ratones, que administra sustancias directamente en el cerebro a través de la arteria carótida interna.

Técnica ratón Microcirugía de infusión para Targeted Sustancia de entrega en el SNC vía La arteria carótida interna

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

El objetivo general de esta técnica quirúrgica es administrar sustancias exógenas en el cerebro del ratón sin penetrar en el cráneo. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en neurociencia sobre la acción de medicamentos, patógenos y exosomas en el cerebro. La principal ventaja de esta técnica es que causa un trauma mínimo al animal, preserva la integridad de la red neuronal y logra altas concentraciones de la sustancia en el cerebro.Comience administrando isoflurano mezclado con oxígeno para anestesiar al ratón en una cámara de inducción. Después de la inducción de la anestesia, transfiera al animal a la superficie quirúrgica bajo un microscopio estereoscópico y coloque el cono de la nariz para mantener un plano quirúrgico de anestesia. Asegúrese de que la frecuencia respiratoria esté alrededor de una o dos respiraciones por segundo sin jadear.Además, asegúrese de que el animal no reaccione a la estimulación de los bigotes o a un pellizco en los dedos de los pies. Use un hisopo estéril para aplicar una gota de lubricante oftálmico en cada ojo para prevenir la sequedad. Después de afeitar el sitio quirúrgico con una navaja, prepare el área con etanol al 70% y clorhexidina.Mientras mira a través del microscopio estereoscópico, use tijeras quirúrgicas y pinzas para crear una incisión en la línea media del cuello desde arriba del esternón hasta debajo de la mandíbula. Use fórceps para separar cuidadosamente el tejido graso y conectivo para exponer la tráquea. A continuación, coloque un objeto blando y redondo de aproximadamente cero punto cinco centímetros de diámetro debajo de la parte posterior del cuello para extender el cuello y exponer aún más el área.A continuación, separe el tejido alrededor de la tráquea con ganchos o un retractor de tejido. En el lado izquierdo de la tráquea, separe con cuidado el tejido conectivo para exponer la arteria carótida común izquierda, o CCA. Con pinzas, extraiga con cuidado todo el tejido conectivo para exponer la bifurcación de la CCA en el comienzo de las arterias carótidas externas e internas.Una vez que la ECA y la ICA estén expuestas, use fórceps para colocar un segmento de sutura de nailon de un centímetro debajo de la arteria carótida externa. Luego coloque un segundo segmento de un centímetro. A continuación, haz un nudo permanente en el punto más alto posible del ECA.En el punto más bajo posible del ECA, inmediatamente por encima de la bifurcación del CCA, haga un nudo más suelto y extraíble. A continuación, utilice clips de recipiente para cerrar el CCA en el punto más bajo posible y para cerrar el ICA. Cerrar correctamente la arteria carótida interna antes de hacer una pequeña incisión en la arteria carótida externa evitará el sangrado.Ahora, usando tijeras de resorte de microdisección, haga un corte de dos milímetros en el ECA entre los dos nudos. Es importante mantener los cortes pequeños, ya que un corte grande provocará fugas de la sustancia que se va a infundir. Ensamble el sistema de infusión conectando seis pulgadas de tubo capilar a una jeringa de tuberculina que contenga 250 microlitros de la sustancia a infundir.A continuación, inserte suavemente la punta del tubo capilar en la incisión en el ECA. Siga avanzando la punta hasta que llegue a la mitad del camino entre la bifurcación y el clip en el CCA. Ata el nudo inferior de ECA.Verifique que el nudo esté lo suficientemente suelto para permitir la fluidez capilar y lo suficientemente apretado para evitar fugas. A continuación, retire el clip del ICA. Aplique presión suavemente al pistón de la jeringa, permitiendo la infusión de la sustancia a aproximadamente 10 microlitros por segundo.Después de la infusión de la sustancia problema, vuelva a colocar el clip en el ICA. Retire suavemente el tubo capilar. A continuación, ata completamente el nudo inferior de la ECA.Retire el clip del ICA y del CCA. A continuación, retire el retractor o los ganchos de papel y la almohada. Limpie el área a suturar con solución salina estéril y luego cierre la incisión con suturas de nylon.Después de administrar un agente antiinflamatorio y analgésico aprobado para aliviar las molestias postoperatorias, coloque al animal en una jaula sobre una almohadilla térmica durante al menos una hora y controle la recuperación. Este histograma muestra la detección del VIH mediante PCR en tiempo real siete días después de la infusión viral a través de la arteria carótida interna izquierda. Como era de esperar, los niveles del virus son más altos en el hemisferio izquierdo.Esta imagen de inmunofluorescencia muestra una sección de cerebro de ratón que representa la etiqueta GFP CD63, un marcador de exosomas, después de la infusión de vesículas extracelulares a través de la arteria carótida interna. Las vesículas extracelulares que expresan CD63, mostradas en verde, están asociadas con el microvaso cerebral del ratón. Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en 20 minutos si se realiza correctamente.Tras su desarrollo, esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de las enfermedades neurodegenerativas exploraran las interacciones de fármacos, patógenos y exosomas en ratones.

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Investigación

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Neurociencia

Como la investigación neurociencia se vuelve más sofisticada, la investigación de las estructuras del cerebro y los circuitos requiere mejorar los niveles de precisión y alta resolución. Hemos desarrollado un método para la preparación e implantación de un sistema de infusión crónica en el cerebro utiliza una micro cánula de borosilicato con un diámetro de la punta de 50 micras.

La construcción y la implantación de un Sistema de microinfusión para la entrega sostenida de agentes neuroactivos.

Fuente: Zamboni, M., et al., Inducción de la modificación de las células leptomeníngeas mediante inyección intracisternal. J. Vis. Exp. (2020)Este video demuestra el procedimiento de administración de un fármaco inductor en la cisterna magna de un ratón anestesiado. La inyección induce selectivamente la expresión de marcadores fluorescentes en las células de la superficie cerebral accesibles a través del líquido cefalorraquídeo, confirmado por imágenes de fluorescencia.

Administración dirigida de fármacos en un modelo de ratón mediante inyección de cisterna magna

Fuente: Lim, M., et al. Modelado de metástasis cerebrales mediante inyección de células cancerosas en la arteria carótida interna. J. Vis. Exp. (2022)En este video, un ratón anestesiado se somete a un procedimiento quirúrgico en el que se inyectan células cancerosas en la arteria carótida común (CCA) para facilitar la entrega dirigida al cerebro. El procedimiento implica la sutura y manipulación precisas de las arterias carótidas para dirigir las células inyectadas hacia la arteria carótida...

Modelado de metástasis de tumores cerebrales mediante la inyección de células cancerosas en la arteria carótida interna

Fuente: Leda, A. R., et al. Técnica de infusión de microcirugía de ratón para la administración de sustancias dirigidas en el SNC a través de la arteria carótida interna. J. Vis. Exp. (2017)Este video muestra un procedimiento microquirúrgico diseñado para facilitar la infusión dirigida de una sustancia de prueba en el cerebro a través de la arteria carótida interna (ICA). El procedimiento implica suturas precisas y manipulación vascular para restringir temporalmente el flujo sanguíneo,...

Administración de sustancias dirigidas al cerebro del ratón mediante infusión en la arteria carótida interna

Hematoencefálica interrupción de la barrera ayuda a la entrega de ciertos medicamentos para el cerebro. Manitol entregado intraarterial células se contrae los vasos sanguíneos circundantes con el fin de perturbar físicamente la barrera.

Modelo de rata de ruptura de la barrera sangre-cerebro para permitir dirigida Therapeutics neurovascular

metástasis cerebral se ha convertido en una necesidad médica insatisfecha urgente, ya que su incidencia ha aumentado mientras que las opciones terapéuticas se han mantenido paliativos. La creación de modelos animales experimentales de metástasis en el cerebro a través de la inyección arterial intracarotídea de las células cancerosas facilita estudios sobre el mecanismo de la biología de la enfermedad y la evaluación de nuevos regímenes de intervención.

Intracarotídea inyección de las células del cáncer para Producción de ratón Modelos de metástasis cerebral

Se ha notificado un método para la entrega de células madre neurales, adaptable para inyectar soluciones o suspensiones, a través de la arteria carótida común (ratón) o la arteria carótida externa (rata) después de un accidente cerebrovascular isquémico. Las células inyectadas se distribuyen ampliamente por todo el parénquima cerebral y se pueden detectar hasta 30 d después del parto.

Entrega intra-arterial de células madre neuronales a la rata y el cerebro del ratón: aplicación a la isquemia cerebral

La metástasis cerebral es una causa de morbilidad y mortalidad graves en pacientes con cáncer. La mayoría de los modelos de ratón con metástasis cerebral se complican con metástasis sistémicas que confunden el análisis de la mortalidad y los resultados de la intervención terapéutica. Aquí se presenta un protocolo para la inyección carótida interna de células cancerosas que produce tumores intracraneales consistentes con tumores sistémicos mínimos.

Modelado de metástasis cerebrales mediante inyección de células cancerosas en la arteria carótida interna

La reparación de la arteria intracarótida en un modelo de ratón después de la inyección devuelve el flujo sanguíneo a la arteria sin afectar negativamente la distribución del material inyectado. La reparación en el lugar de la inyección facilita las inyecciones posteriores a través de la misma arteria y previene la isquemia cerebral en cepas de ratón que carecen de un Círculo de Willis completo.

Facilitación de la repetición de inyecciones intracarotídeas en modelos de ratón mediante una novedosa técnica de reparación en el lugar de la inyección

Aquí, presentamos un protocolo para evaluar la función de las células inmunitarias después de un accidente cerebrovascular isquémico utilizando el análisis de citometría de flujo en un modelo de mini-accidente cerebrovascular. Este método permite un examen detallado de las interacciones neuroinmunes y puede adaptarse para el estudio de otras enfermedades neurodegenerativas, mejorando nuestra comprensión de las respuestas inmunes en la patología del ictus.

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