Uso de un Modelo de Cochinillo para el Estudio de la Neurotoxicidad de Desarrollo inducida por Anestesia (AIDN): Un Enfoque de Neurociencia Translacional

El objetivo general de este procedimiento experimental es evaluar los efectos de los anestésicos en el cerebro neonatal en un modelo de lechón traslacional clínicamente relevante. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurotoxicidad inducida por la anestesia, como la forma en que se produce la toxicidad y los cambios en el desarrollo que acompañan a dicha toxicidad. La principal ventaja de esta técnica es que proporciona un modelo animal traslacionalmente relevante para el estudio de la neurotoxicidad del desarrollo inducida por la anestesia en el que la homeostasis fisiológica se mantiene a lo largo de la experimentación.

Durante la inducción de la anestesia y durante todo el procedimiento, controle lo siguiente: oximetría de pulso, presión arterial no invasiva, electrocardiografía y temperatura. El paso más crítico durante este procedimiento es el mantenimiento de la homeostasis fisiológica. Esto incluye monitoreo, manejo de temperatura, ventilación mecánica y análisis de química sanguínea.

Para preparar al lechón para la cirugía, primero coloque un catéter intravenoso periférico de calibre 24 en la vena marginal del oído. Calentar el lechón con aire forzado caliente. Controle su temperatura con un termómetro rectal e infunda continuamente dextrosa que contenga líquido isotónico a una tasa de mantenimiento.

A continuación, coloque el lechón en decúbito dorsal para una intubación traqueal. A continuación, rocíe las cuerdas vocales con 0,5 mililitros de lidocaína al 2% para evitar espasmos durante la intubación y luego avance un tubo traqueal con manguito de tres milímetros en la tráquea. Asegure el tubo y luego verifique si hay sonidos respiratorios bilaterales mediante auscultación torácica con un estetoscopio y verifique si hay dióxido de carbono sostenido al final de la marea.

A continuación, aplique una pomada oftálmica en los ojos. Justo antes de comenzar la cirugía, administre un antibiótico de amplio espectro a través de la vía intravenosa periférica para prevenir la infección del sitio quirúrgico. Ahora, esterilice ambas ingles usando al menos dos exfoliantes con clorhexidina para asegurar un campo estéril adecuado.

Pida al personal de cirugía que use gorros, mascarillas, guantes y protección para los ojos. A continuación, cubre al animal. Para empezar, palpa el pulso femoral en el pliegue inguinal.

Y luego, con un bisturí, hacer una incisión craneocaudal superficial de 1,5 centímetros. A continuación, haz una disección roma entre las dos cabezas del músculo gracilis. Ahora, localiza el haz neurovascular femoral.

Por lo general, se encuentra entre los dos músculos. Luego, con asas vasculares o ataduras de seda, aísle la arteria en el extremo proximal y distal. A continuación, utilizando el asa en el extremo proximal, tire de la arteria hasta el nivel de la piel distalmente y ejerza tracción sobre la atadura proximal para interrumpir el flujo sanguíneo.

Mientras mantiene la tracción, use tijeras de tenotomía para hacer una pequeña arteriotomía. A continuación, avance el catéter o el tubo de polietileno directamente en el vaso. El retorno de sangre debe observarse de inmediato.

Ahora, conecte y asegure inmediatamente un catéter conectado a un transductor de presión. A continuación, cubra la incisión completada con una gasa estéril y enjuague el catéter con solución salina normal. A lo largo de la exposición anestésica, controle los signos vitales del lechón.

Busque perturbaciones que puedan indicar hipotensión, arritmia, hipotermia o hipoxia. Al menos una vez por hora durante el experimento, extraiga una muestra de sangre arterial del catéter de la arteria femoral. A continuación, utilice un sistema de análisis automatizado para recoger los valores sanguíneos de la muestra.

Después de una exposición suficiente al anestésico, retire el catéter de la arteria femoral y ate cuidadosamente la sutura de seda vascular proximal para ocluir permanentemente la arteria femoral y evitar el sangrado. A continuación, irrigar la incisión con 10 a 20 mililitros de solución salina para ayudar a prevenir infecciones. Una vez confirmada la hemostasia completa, cierre la incisión con una sutura de seda 3-0 en un patrón interrumpido simple.

Ahora, infiltre la herida con bupivacaína y epinefrina para controlar el dolor. A continuación, cubra la incisión con un adhesivo cutáneo quirúrgico estéril, suspenda la anestesia y permita que el lechón se despierte. Se estudiaron 40 lechones machos.

Entre el grupo control y el experimental, no hubo diferencias significativas con respecto a su edad o peso. Todos fueron monitoreados exhaustivamente durante el procedimiento y todos lo toleraron bien. Los valores medios de laboratorio durante la experimentación en el grupo de isoflurano ilustran la consistencia interna y la reproducibilidad del procedimiento.

La consistencia se observó en un lapso de dos años con los datos agrupados de diferentes operadores. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo usar un modelo de lechón traslacional fisiológicamente apropiado para responder a casi cualquier pregunta de investigación pediátrica preclínica. No olvide que trabajar con agentes anestésicos puede ser peligroso y siempre se deben tomar precauciones como la eliminación adecuada de gases anestésicos al realizar este procedimiento.