Name: Simple y eficaz administración y visualización de micropartículas en el sistema circulatorio de peces pequeños con inyección de riñón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 28 s
Description: Aprende a inyectar micropartículas fluorescentes en el riñón de pez cebra adulto para visualizarlas en las branquias mediante imagen intravital. Este método permite medir el pH sanguíneo in vivo de forma repetida y mínimamente invasiva.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores reconocen grandemente la ayuda de Bogdan Osadchiy y Evgenii Protasov (Universidad Estatal de Irkutsk, Rusia) en la preparación del Protocolo de video. Esta investigación fue apoyada por la Fundación rusa de la ciencia (#15-14-10008) y la Fundación rusa de investigación básica (#15-29-01003).

Todos los procedimientos experimentales se llevaron a cabo con arreglo a la Directiva 2010/63/UE para experimentos con animales y han sido aprobados por Animal temas investigación Comité del Instituto de biología en la Universidad Estatal de Irkutsk.
1. fabricación de microcápsulas
Nota: Microcápsulas con un colorante fluorescente se preparan con un conjunto de capa por capa de polielectrolitos cargados opuestamente7,8. Todos los procedimientos fueron realizados a temperatura ambiente.
<ol><li>Para sintetizar poroso CaCO3 microcores adjuntando el tinte fluorescente, mezclar 2 mL de la solución de SNARF-1-dextrano (se puede utilizar más tinte fluorescente polímero enlazado como FITC-BSA) a una concentración de 2 mg/mL con 0.6 mL cada una de las soluciones de CaCl2 1 mol/L y Na2CO3 bajo rápida agitación. Nota: Preste atención a las diferentes sensibilidades de los tintes fluorescentes fotoblanqueo; Si se utiliza una sonda fluorescente sensible a la luz (como SNARF-1), la manipulación y el almacenamiento de las micropartículas deben realizarse con poca luz como sea posible.</li>
	<li>Después de 5-10 s de agitación, transferir la suspensión a tubos de microcentrífuga de 2 mL y centrifugar durante 15 s a 10.000-12.000 g de CaCO3 microcores de pellets.</li>
	<li>Desechar el sobrenadante y lavar los corazones con 2 mL de agua desionizada, Resuspender el precipitado agitando.</li>
	<li>Repita el procedimiento de centrifugado-lavado tres veces en total. Después de la última centrifugación, descartar el sobrenadante.</li>
	<li>Incubar microcores durante 1 min en un baño ultrasónico para reducir su agregación. PRECAUCIÓN: No olvide proteger oídos con los auriculares.</li>
	<li>Para depositar la primera capa polímero en las plantillas, resuspender los corazones en 2 mL de una solución de 4 mg/mL de poly(allylamine hydrochloride) (PAH) en NaCl 1 mol/L.<ol>
<li>Mantener la microcores en la solución durante ~ 5 min con agitación constante.</li>
		<li>Después de 15 s de centrifugación, descartar el sobrenadante con la PAH no consolidado. Lave el microcores cubierto con agua desionizada por lo menos 3 veces por centrifugación múltiples y pasos de lavado. Después de la última centrifugación, descartar el sobrenadante.</li>
		<li>Incubar microcores durante 1 min en un baño ultrasónico para reducir su agregación. Nota: Si el colorante fluorescente aplicado es catiónico, partir de poli (4-styrenesulfonate de sodio) (PSS) en NaCl 1 mol/L (véase el paso 1.7).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita el paso 1.6 con 2 mL de una solución de 4 mg/mL de PSS (también contiene 1 mol/L NaCl) para depositar la segunda capa polímero en las plantillas.</li>
	<li>Repita los pasos seis veces de 1,6 y 1,7 para depositar capas poliméricas 12. Nota: Se recomienda no tomar un descanso largo (~ 12 h o más) en el procedimiento hasta ~ 3-5 se han depositado capas porque CaCO3 microcores sin cobertura puede tender a recristalizan. Cuenta que la cobertura PSS causa una mayor agregación de las microcores, y la pausa larga es recomendable que sólo cuando la PAH o poli-l-lisina injertadas con polietilenglicol (PLL-g-PEG) es la capa mayor.</li>
	<li>Incubar la cubierta microcores en PLL-g-PEG (~ 1 mL por microtubo) 2 mg/mL durante al menos 2 h.<ol>
<li>Lave microcores con agua a través de pasos de resuspensión y centrifugación secuencial. Después de la última centrifugación, descartar el sobrenadante.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para obtener microcápsulas hueco, disolver el CaCO3 plantillas, añadir 2 mL de 0.1 mol/L etilendiaminotetracético (EDTA) solución ácida (ajustado a pH 7.1 con NaOH) a la cubierta microcores.<ol>
<li>Después de ~ 5 min de incubación, centrifugar las microcápsulas para 45 s y descartar el sobrenadante con el EDTA.</li>
		<li>Repita los pasos 1.10 1.10.1 dos veces.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lavar las microcápsulas con 0.9% NaCl tres veces mediante centrifugación múltiples pasos en 45 s seguido de pasos de lavado. Después el último paso de centrifugación, descartar el sobrenadante. Nota: La solución final de la microcápsula inyectable debe conservarse estéril (por ejemplo añadiendo ampicilina, 0,1 mg/mL), y los medios de comunicación deben ser biocompatibles con el objeto de investigación (isotónicos medios con pH neutro).</li>
	<li>Calcular la concentración de las microcápsulas preparadas en un hemocitómetro bajo un microscopio de fluorescencia. Tomar una serie de fotos de las microcápsulas, medir el diámetro de cerca de cien microcápsulas con ImageJ9 o equivalente software e investigar la distribución mediante un histograma.</li>
	<li>Tienda los obtenidos había encapsulado sonda en la oscuridad. Nota: después de varios lavados en estéril 0,9% NaCl, las microcápsulas pueden guardarse durante meses a 4 ° C. No se recomienda el secado completo de las microcápsulas durante el almacenamiento.</li>
</ol>2. preparación de óptica configuración y calibración de microencapsulado SNARF-1
Nota: Las mediciones pH áspero con microencapsulado SNARF-1 se puede hacer uso de imágenes en dos canales de un microscopio de fluorescencia7, pero en el presente Protocolo un microscopio de fluorescencia de un canal conectado a un espectrómetro de fibra se aplicó.
<ol><li>Coloque el conjunto requiere de filtros de fluorescencia para el microscopio de fluorescencia según las características del tinte fluorescente aplicada y encender la lámpara fluorescente.<ol>
<li>Tire la palanca de los oculares. PRECAUCIÓN: Exceso luz puede dañar la matriz del espectrómetro. Por lo tanto, asegúrese de que la palanca esté en el modo de "ocular" cuando no se utiliza el espectrómetro.</li>
		<li>Conecte un extremo de la fibra óptica en el espectrómetro y el otro extremo a un colimador. Uso de adaptadores, colocar el colimador en el foco del tubo de cámara u otro puerto disponible del microscopio fluorescente.</li>
		<li>Encienda el espectrómetro. Ejecute el programa de control del espectrómetro y preparar el espectrómetro para la medición.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para la calibración del lote de microcápsula, colocar ~ 5 μl de la suspensión de la microcápsula (microcápsulas de ~ 10 000 por μl de agua desionizada) en un portaobjetos de microscopio y secar la gota en un lugar oscuro (por ejemplo, en un termostato a 35 ° C).<ol>
<li>Para calibrar las características espectrales de los microencapsulados SNARF-1, utilice una serie de buffers con valores diferentes de pH en el rango ~ 6-9. Caer ~ 10 μl de un buffer a las microcápsulas secos con SNARF-1-dextran y cubrir con un cubreobjetos.</li>
		<li>Coloque el portaobjetos de cristal de la platina del microscopio. Localizar las microcápsulas con un objetivo 40 ×.</li>
		<li>Gire la palanca del microscopio para el puerto de la cámara. Registrar la fluorescencia con el espectrómetro. Gire la palanca hacia los oculares. Nota: Asegúrese de que la señal espectral está más allá del nivel de fondo y asegurar que las microcápsulas en el campo de visión no están en una burbuja (cambiando a una ampliación más baja si es necesario). Evitar iluminación prolongada de las microcápsulas de la misma. SNARF-1 es sensible al fotoblanqueo.</li>
		<li>Repita el paso 2.2.3 microcápsulas diferentes 10 - 15 veces.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Calcular los cocientes del pico de fluorescencia (por ejemplo, con R o Scilab) para todos los espectros registrados y determinar la recta de regresión entre la ratio mediana (para cada búfer) y pH del medio mediante la fórmula siguiente: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/57491/57491eq1.jpg"> Nota: SNARF-1 tiene un espectro con dos picos correspondientes a la emisión del colorante protonada y deprotonated y la relación entre los picos es sensible a lo pH del medio. En este estudio, se utiliza la relación entre la intensidad de fluorescencia para 605 y 660 nm. Estas longitudes de onda son elegidos según el sistema de filtro utilizado. a y b son coeficientes a determinar por regresión no lineal (por ejemplo, usando R). Son valores de 0.15 y 1.1, respectivamente, los valores mínimos y máximos de I605/I660 observadas durante la calibración.</li>
	<li>Recoger alrededor de 10 μl de sangre de pescado de aproximadamente 5 animales adultos. Coloque el pescado en una placa Petri con 1 μl/mL suspensión de aceite de clavo para la anestesia del agua y esperar hasta que el animal se convierte en su lado y deja de responder a pellizcos de la aleta (generalmente 2-3 min). Transferencia de los peces en un portaobjetos de vidrio. Cortar la cola de pez con una lanceta y recoger aproximadamente 2 μl de sangre de peces de la vena de la cola. Nota: Para evitar la coagulación de la sangre, tratar la incisión con heparina (5000 U/mL) y utilice capilares de vidrio heparinizado de microtitular y tubos para recoger la sangre.<ol>
<li>Goteo 10 μl de sangre con una pipeta en la punta del microelectrodo y determinar el pH con un medidor de pH.</li>
		<li>Dejar caer la sangre sobre una diapositiva con microcápsulas secos y registrar el cociente de la intensidad de fluorescencia que se describen para los buffers de calibración (pasos 2.2-2.3).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ajustar el coeficiente lineal de la curva de calibración para la curva coincida con las mediciones en la sangre de peces (para más detalles vea Borvinskaya et al. 20175).</li>
</ol>3. preparación para la inyección
<ol><li>Suelte la aguja desde la punta de la pluma de insulina (o jeringa) quitando el plástico con una lanceta afilada de acero. Nota: Cualquier aguja delgada (Ø0.33 mm o menos) o capilar de vidrio (generalmente Ø1 mm) se puede preparar para microinyección10,11.</li>
	<li>Introduzca la aguja hasta la mitad en el microcapillary de vidrio; rápidamente y suavemente de la soldadura usando un soplete de gas.</li>
	<li>Conectar la microcapillary de vidrio a la microinyectora y lavarlo con agua destilada tres veces. Asegúrese de que el líquido fluye a través de la aguja.</li>
	<li>Llenar el sistema con agua destilada. Nota: Asegúrese de que hay no hay burbujas en el sistema.</li>
</ol>4. inyección
<ol><li>Agite la suspensión preparada de microcápsulas (en estéril 0,9% NaCl, o cualquier otro medio utilizado para las inyecciones, con una concentración de 0.5 a 6 millones de microcápsulas por microlitro) usando el baño ultrasónico durante 1 minuto. Nota: Ya que las microcápsulas tienden a precipitar, durante la siguiente inyección, agitar el frasco con las microcápsulas mecánicamente (mediante un rotor) o manualmente cada pocos minutos para resuspenderlos y evitar su agregación.</li>
	<li>Coloque el pescado en una placa Petri con anestésico (0,1 mL/L de aceite de clavo suspendido en agua) para ~ 2-3 minutos, espere hasta que el pescado se convierte en su lado y deja de responder a una ligera pizca de la aleta.</li>
	<li>Con una cuchara, transferir el pescado fuera de la anestesia y colóquela suavemente sobre una esponja húmeda en una posición lateral con la cabeza hacia la izquierda (para una persona diestra) o hacia la derecha (para zurdo).</li>
	<li>Justo antes de la inyección, chupar 1-2 mm de aire en el capilar de vidrio conectado con microinyector. Entonces, carga con aproximadamente 2 μl de las microcápsulas dispersas. Nota: Antes de la inyección, la solución de la microcápsula debe ajustarse a la temperatura a la que se mantienen los peces.</li>
	<li>Estabilizar con suavidad el cuerpo de los peces en la esponja con la mano no dominante.<ol>
<li>Encontrar la línea lateral del pez. Mentalmente Seleccione un segmento que se extiende desde el opérculo hasta el final de la cavidad abdominal. Encontrar la media de este segmento. Poner la aguja 1 mm inferior en dirección ventral.</li>
		<li>Con un movimiento de rascado, mueva suavemente el pescado a un lado las escalas y hace una punción. Inserte la aguja en el cuerpo en un ángulo de 45° a la superficie de la mesa.</li>
		<li>Empuje la aguja hacia la columna vertebral hasta que quede con cuidado contra él.</li>
		<li>Libera aproximadamente 1 μl de la suspensión de las microcápsulas en el riñón y retire lentamente la aguja. Nota: Para encontrar el sitio de punción adecuada más fácilmente, es útil encontrar el riñón tronco transilluminating los peces utilizando una luz de fondo, como se muestra en la figura 2A y 2Bpráctica.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Enjuague el pescado desde la cabeza hasta la cola con un chorro de agua para remover cualquier derramados microcápsulas en el sitio de inyección.</li>
</ol>5. visualización en Vivo
<ol><li>Utilice las tijeras de disección para quitar el opérculo de la cabeza de pescado y raspar las branquias de peces. Enjuague las agallas con agua.</li>
	<li>Con una cuchara, transferir el pescado a un portaobjetos y coloque sobre la platina del microscopio fluorescente. Nota: Asegúrese de que las branquias de los peces no se resequen durante procedimientos sucesivos. Para evitar esto, periódicamente humedecerlos con agua usando una pipeta de Pasteur (aproximadamente cada 1-2 min).</li>
	<li>Oscurecer la habitación y utilizar bajos aumentos (x 10 objetivo) Inspeccione las agallas para encontrar las microcápsulas fluorescentes. Nota: Cuando el procedimiento se utiliza para la introducción de algunas partículas fluorescentes en sistema circulatorio de peces, se recomienda inspeccionar las agallas de varias personas para partículas fluorescentes inesperadas antes de las inyecciones. Branquias de pez cebra de tipo salvaje no tienen autofluorescencia, pero en algunos casos esporádicas partículas fluorescentes (como piezas de comida o unicelulares simbiontes) pueden estar presentes en las agallas. Si es necesario, estas partículas pueden ser reconocidas basados en su forma específica (por ejemplo, piezas de comida tienen forma irregular, a diferencia de microcápsulas esféricas) o espectro de fluorescencia (es decir, color).<ol>
<li>Cambiar la lente a una magnitud mayor (objetivo de × 40) y coloque una microcápsula o un grupo de microcápsulas en el centro del campo de visión.</li>
		<li>Gire la palanca hacia el puerto con un espectrómetro de conectado. Registro de la señal espectral.</li>
		<li>Gire la palanca hacia el ocular.</li>
		<li>Repita las mediciones diferentes microcápsulas varias veces.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Transferencia de los peces en el acuario con adecuada aireación para la recuperación. Nota: Con un mínimo de práctica, es posible realizar la inyección y la señal de grabación a una velocidad aproximada de 2-3 min por pescado. La medición puede repetirse por un individuos varias veces con el uso de dosis repetidas de bajo, inofensivas de la anestesia o cualquier otro método de fijación. Para la observación a largo plazo, utilizar un sistema de anestesia continua12.</li>
</ol>

<ol><li>Rivas-Aravena, A., Sandino, A. M., Spencer, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoparticles+and+microparticles+of+polymers+and+polysaccharides+to+administer+fish+vaccines%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Res%22%5BJournal%5D)">Nanoparticles and microparticles of polymers and polysaccharides to administer fish vaccines.</a> Biol. Res. 46 (4), 407-419 (2013).</li>
<li>Yashchenok, A. M., Jose, J., Trochet, P., Sukhorukov, G. B., Gorin, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multifunctional+polyelectrolyte+microcapsules+as+a+contrast+agent+for+photoacoustic+imaging+in+blood%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Multifunctional polyelectrolyte microcapsules as a contrast agent for photoacoustic imaging in blood.</a> J. Biophotonics. 9 (8), 792-799 (2016).</li>
<li>Pugach, E. K., Li, P., White, R., Zon, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retro-orbital+injection+in+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Retro-orbital injection in adult zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (34), e1645(2009).</li>
<li>Gurkov, A., Shchapova, Е, Bedulina, D., Baduev, B., Borvinskaya, E., Timofeyev, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remote+in+vivo+stress+assessment+of+aquatic+animals+with+microencapsulated+biomarkers+for+environmental+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Remote in vivo stress assessment of aquatic animals with microencapsulated biomarkers for environmental monitoring.</a> Sci. Rep. 6, e36427(2016).</li>
<li>Borvinskaya, E., Gurkov, A., Shchapova, E., Baduev, B., Shatilina, Z., Sadovoy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+in+vivo+monitoring+of+pH+in+gill+capillaries+and+muscles+of+fishes+using+microencapsulated+biomarkers%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Open%22%5BJournal%5D)">Parallel in vivo monitoring of pH in gill capillaries and muscles of fishes using microencapsulated biomarkers.</a> Biol. Open. 6 (5), 673-677 (2017).</li>
<li>Diep, C. Q., Davidson, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+cells+directly+into+the+kidney+of+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Transplantation of cells directly into the kidney of adult zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (51), e2725(2011).</li>
<li>Kreft, O., Javier, A. M., Sukhorukov, G. B., Parak, W. J. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2007/jm/b705419j#!divAbstract">Polymer microcapsules as mobile local pH-sensors.</a> J. Mater. Chem. 17 (42), 4471-4476 (2007).</li>
<li>Sadovoy, A., Teh, C., Korzh, V., Escobar, M., Meglinski, I. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.7452/lapl.201210020">Microencapsulated bio-markers for assessment of stress conditions in aquatic organisms in vivo.</a> Laser Phys. Lett. 9 (7), 542-546 (2012).</li>
<li>Ferreira, T., Rasband, W. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerreira%2C+T+%22ImageJ+User+Guide+-+Version+1.44%22">ImageJ User Guide - Version 1.44</a>. , 
 <a target="_blank" href="imagej.nih.gov/ij/docs/guide/ ">imagej.nih.gov/ij/docs/guide/ </a> (2012).</li>
<li>Poland, R. S., Bull, C., Syed, W. A., Bowers, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+brain+microinjection+to+study+molecular+substrates+of+motivated+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Rodent brain microinjection to study molecular substrates of motivated behavior.</a> J. Vis. Exp. (103), e53018(2015).</li>
<li>Liu, L., Duff, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+serial+collection+of+cerebrospinal+fluid+from+the+cisterna+magna+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A technique for serial collection of cerebrospinal fluid from the cisterna magna in mouse.</a> J. Vis. Exp. (21), e960(2008).</li>
<li>Johnston, L., Ball, R. E., Acuff, S., Gaudet, J., Sornborger, A., Lauderdale, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+recording+in+the+brain+of+intact+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological recording in the brain of intact adult zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (81), e51065(2013).</li>
<li>Gerlach, G. F., Schrader, L. N., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+the+adult+zebrafish+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Dissection of the adult zebrafish kidney.</a> J. Vis. Exp. (54), e2839(2011).</li>
<li>McKee, R. A., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+renal+pathology%3A+Emerging+models+of+acute+kidney+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Pathobiol+Rep%22%5BJournal%5D)">Zebrafish renal pathology: Emerging models of acute kidney injury.</a> Curr Pathobiol Rep. 3 (2), 171-181 (2015).</li>
<li>Donath, E., Sukhorukov, G. B., Caruso, F., Davi, S. A., Möhwald, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+hollow+polymer+shells+by+colloid-templated+assembly+of+polyelectrolytes%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem.+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">Novel hollow polymer shells by colloid-templated assembly of polyelectrolytes.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 37 (17), 2201-2205 (1998).</li>
<li>Antipov, A. A., Shchukin, D., Fedutik, Y., Petrov, A. I., Sukhorukov, G. B., Möhwald, H. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S092777570300195X">Carbonate microparticles for hollow polyelectrolyte capsules fabrication.</a> Colloids Surf. A. 224, 175-183 (2003).</li>
<li>Gaponik, N., Radtchenko, I. L., Gerstenberger, M. R., Fedutik, Y. A., Sukhorukov, G. B., Rogach, A. L. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/nl0259333">Labeling of biocompatible polymer microcapsules with near-infrared emitting nanocrystals.</a> Nano Lett. 3 (3), 369-372 (2003).</li>
<li>Volodkin, D. V., Larionova, N. I., Sukhorukov, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+encapsulation+via+porous+CaCO3+microparticles+templating%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Protein encapsulation via porous CaCO3 microparticles templating.</a> Biomacromolecules. 5 (5), 1962-1972 (2004).</li>
<li>Tzaneva, V., Perry, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Time+differential+staining+technique+coupled+with+full+bilateral+gill+denervation+to+study+ionocytes+in+fish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A Time differential staining technique coupled with full bilateral gill denervation to study ionocytes in fish.</a> J. Vis. Exp. (97), e52548(2015).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Para demostrar la inyección de micropartículas en el riñón del pez cebra, utilizamos microcápsulas semipermeables cargadas con un colorante indicador. Así, el protocolo contiene las instrucciones para la fabricación de las microcápsulas con el conjunto de capa por capa de polielectrolitos cargados opuestamente7,8,15,16,17 ,18</sup...

La administración de partículas micro-tamaño en un organismo animal es una tarea importante en áreas tales como drogas y vacunas entrega1, vasculatura visualización2, célula transgénica implantación3e implantación minúsculo sensor óptico 4 , 5. sin embargo, el procedimiento de implantación para las partículas de la microescala en el sistema vascular de los animales de laboratorio pequeños es difícil, especialmente para los organismos acuáticos delicados. Para muestras de investigación populares como el pez cebra, se recomienda que estos procedimientos aclararse utilizando protocolos de videos.
Intracardiacos y capilares microinjertos requieren microcirugía únicas instalaciones y personal capacitado para la entrega de microobjects en sangre de pez cebra. Previamente, una inyección manual retro orbital3 fue sugerido como un método fácil y eficaz para la administración de células enteras. Sin embargo, en nuestra experiencia, debido a la pequeña área de la red capilar del ojo, toma mucha práctica para lograr el resultado deseado de esta técnica.
Adjunto, describimos un método para la implantación de micropartículas sólidas y eficientes en el sistema circulatorio por inyección manual directamente en el tejido del riñón del pez cebra adulto, que es rico en capilares y los vasos renales. Esta técnica se basa en el protocolo de video para la célula en el pez cebra riñón6, pero fueron eliminados los pasos microcirugía traumáticos y requiere mucho tiempo. El método propuesto se caracteriza por la baja mortalidad (0-20%) y alta eficiencia (70-90% de éxito) y es fácil de Instituto con equipamiento disponible comúnmente.
Una parte importante del protocolo propuesto es la visualización de las implantados micropartículas (si son fluorescentes o coloreada) en los capilares branquiales, que permite la verificación de la calidad de la inyección, una evaluación relativa aproximada del número de las partículas inyectadas y la detección de la señal espectral para medidas fisiológicas de la sangre circulante. Como ejemplo de las posibles aplicaciones de la técnica descrita, demostramos el protocolo para la medición en vivo de pH de la sangre del pez cebra con una sonda fluorescente microencapsulada, SNARF-1, originalmente sugerido en Borvinskaya et al. 20175.

<table><tbody><tr><td>SNARF-1-dextrano, 70000 MW</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D3304</td><td>Sonda fluorescente. Se puede utilizar cualquier otro colorante fluorescente unido a polímero apropiado como relleno de microcápsulas</td></tr><tr><td>Conjugado de isotiocianato de albúmina-fluoresceína (FITC-BSA)</td><td>SIGMA</td><td>A9771</td><td>Sonda fluorescente</td></tr><tr><td>Isotiocianato de rodamina B-Dextrano (RITC-dextrano)</td><td>SIGMA</td><td>R9379</td><td>Sonda fluorescente</td></tr><tr><td>Cloruro de calcio</td><td>SIGMA</td><td>C1016</td><td>Formación</td></tr> <tr><td>de plantillas de CaCO3Carbonato de sodio</td><td>SIGMA</td><td>S7795</td><td>CaCO3 formación de plantillas</td></tr><tr><td>Clorhidrato de poli(alilamina), MW 50000 (PAH)</td><td>SIGMA</td><td>283215</td><td>Polímero catiónico</td></tr><tr><td>Poli(4-estirenosulfonato de sodio), MW 70000 (PSS)</td><td>SIGMA</td><td>243051</td><td>Polímero aniónico</td></tr><tr><td>Poly-L-lisina [20 kDa] injertado con polietilenglicol [5 kDa], g = 3,0 a 4,5 (PLL-g-PEG)</td><td>SuSoS</td><td>PLL(20)- g[3.5]-PEG(5)</td><td>Polímero final para aumentar la biocompatibilidad de las microcápsulas</td></tr><tr><td>Cloruro de sodio</td><td>SIGMA</td><td>S8776</td><td>Para disolver polímeros aplicados</td></tr><tr><td>Sistema de purificación de agua</td><td>Millipore</td><td>SIMSV0000</td><td>Para preparar agua desionizada</td></tr><tr><td>Agitador magnético</td><td>Stegler</td><td></td><td>Para la formación</td></tr> <tr><td>de plantillas de CaCO3Eppendorf&nbsp; Investigación&nbsp; pipeta plus, 1000 y micro; L</td><td>Eppendorf</td><td></td><td>Soluciones de dosificación</td></tr><tr><td>Eppendorf&nbsp; Investigación&nbsp; pipeta plus, 10 y micro; L</td><td>Eppendorf</td><td></td><td>Soluciones de dosificación</td></tr><tr><td>Puntas de pipeta, rango de volumen de 200 a 1000 y micro; L</td><td>F.L. Medical</td><td>28093</td><td>Soluciones de dosificación</td></tr><tr><td>Puntas de pipeta, rango de volumen 0,1-10&nbsp; &mu; L</td><td>Eppendorf</td><td>Z640069</td><td>Soluciones de dosificación</td></tr><tr><td>Minicentrífuga Microspin 12, BioSan</td><td></td><td></td> de alta velocidad <td>Para el procedimiento de centrifugación-lavado de microcápsulas</td></tr><tr><td>Microtubos de centrífuga, 2 mL</td><td>Eppendorf</td><td>Z666513</td><td>Síntesis y almacenamiento de microcápsulas</td></tr><tr><td>Agitador Intelli-mezclador RM-1L</td><td>ELMY Ltd.</td><td></td><td>Para reducir la agregación de microcápsulas</td></tr><tr>Limpiador <td></td><td></td><td>ultrasónico</td><td>Para reducir la agregación de microcápsulas Auriculares</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Para proteger los oídos de los ultrasonidos</td></tr><tr><td>Ácido etilendiaminotetraacético</td><td>SIGMA</td><td>EDS</td><td>Para disolver las plantillas de CaCO3</td></tr><tr><td>Fosfato monosódico</td><td>SIGMA</td><td>S9638</td><td>Preparación de tampones de pH</td></tr><tr><td>Fosfato disódico</td><td>SIGMA</td><td>S9390</td><td>Preparación de tampones de pH</td></tr><tr><td>Hidróxido de sodio</td><td>SIGMA</td><td>S8045</td><td>Para ajustar el pH de la solución de EDTA y los tampones</td></tr><tr><td>Cámara del termostato</td><td></td><td></td><td>Para secar microcápsulas en portaobjetos de vidrio</td></tr><tr><td>Hemotómetro Cámara</td><td></td><td></td> de recuento de células sanguíneas <td>Para investigar el tamaño, la distribución y la concentración de las microcápsulas preparadas</td></tr><tr><td>Microscopio fluorescente Mikmed 2</td><td>LOMO</td><td></td><td>Visualización in vivo de microcápsulas en sangre</td></tr> <tr><td>de pescadoJuego de filtros fluorescentes para SNARF-1 (debe elegirse en función del modelo de microscopio; se proporciona un ejemplo)</td><td>Chroma</td><td>79010</td><td>Visualización de microcápsulas con sondas fluorescentes</td></tr><tr><td>Espectrómetro de fibra QE Pro</td><td>Ocean Optics</td><td></td><td>Calibración de microcápsulas bajo microscopio</td></tr><tr><td>Fibra óptica QP400-2-VIS NIR, 400 &mu; m, 2 m</td><td>Ocean Optics</td><td></td><td>Para conectar el espectrómetro con el puerto del microscopio</td></tr><tr><td>Colimador F280SMA-A</td><td>Thorlabs</td><td>Para conectar el espectrómetro con el puerto del</td><td></td> microscopio</tr><tr><td>Portaobjetos de vidrio para microscopio Fisherbrand</td><td></td><td>12-550-A3</td><td>Calibración de microcápsulas bajo microscopio</td></tr><tr><td>Cubreobjetos, 22 x 22 mm</td><td>Pearl</td><td>MS-SLIDCV</td><td>Calibración de microcápsulas bajo microscopio</td></tr><tr><td>Microcapilares de vidrio Intra MARK, 10 y micro; L</td><td>Blaubrand</td><td>BR708709</td><td>Para recoger sangre de pescado</td></tr><tr><td>Aceite de clavo</td><td>SIGMA</td><td>C8392</td><td>Anestesia de pescado</td></tr><tr><td>Lanceta nº 11</td><td>Apexmed international B.V.</td><td>P00588</td><td>Para cortar la cola de pescado y liberar la aguja de acero de la punta del autoinyector de insulina</td></tr><tr><td>Heparina, 5000 U/mL</td><td>Calbiochem</td><td>L6510-BC</td><td>Para tratar todas las superficies que entran en contacto con la sangre de los peces durante la extracción de sangre de los peces</td></tr><tr><td>Seven 2 Go Pro Medidor de pH con un microelectrodo</td><td>Mettler Toledo</td><td></td><td>Para determinar el pH de la sangre de los peces</td></tr><tr><td>Agujas de la pluma de insulina Micro-Fine Plus, 0,25 x 5 mm</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td></td><td>Para el procedimiento de inyección. Cualquier aguja fina (&Oslash; 0,33 mm o menos) es apropiada</td></tr><tr><td>Capilares de vidrio, 1 x 75 mm</td><td>Hirschmann Laborger&auml; te GmbH & Co</td><td>9201075</td><td>Para el procedimiento de inyección</td></tr><tr><td>Antorcha</td><td></td><td></td> de gas <td>Para soldar aguja de acero a capilar de vidrio</td></tr><tr><td>Microinyector IM-9B</td><td>NARISHIGE</td><td></td><td>Para la dosificación precisa de microcápsulas suspensión</td></tr><tr><td>Placas de Petri, 60 mm x 15 mm, poliestireno</td><td>SIGMA</td><td>P5481</td><td>Para manipulaciones con peces bajo anestesia</td></tr><tr><td>Cuchara</td><td></td><td></td> <td>de plásticoPara manipulaciones con peces bajo anestesia</td></tr><tr><td>Esponja</td><td></td><td></td> húmeda <td>Para manipulaciones con peces bajo anestesia</td></tr><tr><td>Tijeras de disección</td><td>Thermo Scientific</td><td>31212</td><td>Para quitar la cubierta branquial de la cabeza de pescado</td></tr><tr><td>Pipeta Pasteur, 3,5 mL</td><td>MARCA</td><td>Z331767</td><td>Para humedecer las branquias de los peces</td></tr></tbody></table>

simple y eficaz administración y visualización de micropartículas en el sistema circulatorio de peces pequeños con inyección de riñón

Simple and Effective Administration and Visualization of Microparticles in the Circulatory System of Small Fishes Using Kidney Injection

La administración sistémica de tamaño de micro partículas en un organismo vivo puede aplicarse para la visualización de la vasculatura, drogas y vacunas entrega, implantación de células transgénicas y diminutos sensores ópticos. Sin embargo, microinyecciones intravenosa en animales pequeños, que se utilizan principalmente en laboratorios biológicos y veterinarios, son muy difíciles y requieren de personal capacitado. Aquí, demostramos un método robusto y eficiente para la introducción de micropartículas en el sistema circulatorio del adulto pez cebra (Danio rerio) por inyección en el riñón de peces. Para visualizar las micropartículas introducidas en la vasculatura, proponemos una simple técnica de imagen intravital en branquias de peces. En vivo monitoreo del pH de sangre del pez cebra se logró mediante un fluorescente microencapsulado inyectado sonda, SNARF-1, para demostrar una de las posibles aplicaciones de la técnica descrita. Este artículo proporciona una descripción detallada de la encapsulación de tinte pH-sensible y demuestra los principios de la inyección rápida y visualización de las microcápsulas obtenidas para la grabación en vivo de la señal fluorescente. El método de inyección propuesto se caracteriza por una tasa de mortalidad baja (0-20%) y alta eficiencia (70-90% de éxito) y es fácil de Instituto con equipamiento disponible comúnmente. Pueden realizarse todos los procedimientos descritos en otras especies de peces pequeños, como lebistes y medaka.

Los resultados obtenidos provienen de una de las tres categorías principales del protocolo presentado: la formación de micropartículas fluorescentes por encapsulación de un colorante fluorescente (figura 1), la inyección de riñón de microcápsulas con mayor visualización en Gill capilares (figura 2 y 3) y, finalmente, la en vivo espectral grabación de SNARF-1 fluorescencia para monitorear...

Este artículo demuestra los principios de una inyección rápida, mínimamente invasiva de micropartículas fluorescentes en el circulatory system de peces pequeños y la visualización en vivo de las micropartículas en sangre de peces.

Simple y eficaz administración y visualización de micropartículas en el sistema circulatorio de peces pequeños con inyección de riñón

The systemic administration of micro-size particles into a living organism can be applied for vasculature visualization, drug and vaccine delivery, ...

El objetivo general de este procedimiento es demostrar una técnica para la introducción de micropartículas en el sistema circulatorio del pez cebra adulto mediante la inyección en el riñón del pez. Las micropartículas introducidas se visualizan aún más en la vasculatura mediante una técnica simple de imágenes intravitales en las branquias de los peces. Este procedimiento se puede utilizar, por ejemplo, para realizar mediciones repetidas del pH de la sangre de los peces in vivo mediante la introducción de sondas fluorescentes microencapsuladas para el pH.Para ello, en la primera etapa, el colorante sensible al pH SNARF-1 conjugado con dextrano se encapsula en la capa de polielectrolito semipermeable utilizando un enfoque capa por capa. El tinte fluorescente se coprecipita en micronúcleos porosos de carbonato de calcio, y los núcleos se recubren con múltiples capas de polímeros no biodegradables de carga opuesta y se recubren con un polímero biocompatible que contiene polietilenglicol. A continuación, los núcleos de carbonato de calcio se resuelven para obtener microcápsulas completas que encierran SNARF-1.En la segunda etapa de la anestesia y fijación de los peces, las microcápsulas preparadas se inyectan directamente en el riñón del animal para administrar el tinte encapsulado en el sistema circulatorio del pez. A continuación, se necesita una cirugía mínima para eliminar la cubierta branquial y desnudar los capilares de las branquias de los peces. Luego, la visualización de microcápsulas en la sangre y el registro del espectro fluorescente se pueden realizar in vivo mediante microscopía intravital para monitorear el pH de la sangre.Cuando la inyección funcionó correctamente, es posible observar microcápsulas fluorescentes en las branquias de los peces inmediatamente después del procedimiento. El espectro de fluorescencia de la sonda encapsulada se puede registrar utilizando un espectrómetro acoplado a un microscopio fluorescente. SNARF-1 tiene dos picos de emisión, y la relación entre dos longitudes de onda correspondientes a esos picos se puede utilizar para medir el pH.El procedimiento propuesto permite administrar microcápsulas fluorescentes en el sistema circulatorio de los peces y monitorear de forma remota la fluorescencia en la sangre de los peces in vivo. En el caso de la investigación fisiológica, la principal ventaja de este método son las mediciones repetidas de los parámetros sanguíneos en pequeños animales de laboratorio, que suelen ser difíciles de realizar. Si se utiliza una sonda fluorescente sensible a la luz, es aconsejable realizar todo el procedimiento en una habitación con poca luz.Mezcle dos mililitros de solución de un colorante fluorescente unido a un polímero elegido aquí, SNARF-1-dextrano, con 0,6 mililitros de una solución de cloruro de calcio molar y 0,6 mililitros de una solución de carbonato de sodio molar bajo agitación rápida. En este paso, se sintetizan micronúcleos porosos de carbonato de calcio que encierran el tinte fluorescente. Después de cinco o 10 segundos de agitación, transfiera la suspensión a microtubos de dos mililitros y centrifugue durante 15 segundos para pellets micronúcleos de carbonato de calcio.Deseche el sobrenadante, lave los núcleos con unos dos mililitros de agua desionizada y agite la suspensión. Repita el procedimiento de centrifugación y lavado tres veces. Incubar la suspensión durante un minuto en un baño ultrasónico para reducir la agregación de los micronúcleos.Resuspender los micronúcleos de carbonato de calcio en aproximadamente dos mililitros de una solución de cuatro microgramos por mililitro del polímero catiónico PAH para depositar la primera capa polimérica en las plantillas. Mantenga los micronúcleos en la solución de pH durante unos cinco minutos con agitación constante. Después de 15 segundos de centrifugación, deseche el sobrenadante con HAP no unido y lave los micronúcleos con agua tres veces mediante múltiples pasos de centrifugación y lavado.Repita el mismo procedimiento con una solución de cuatro miligramos por mililitro de polímero aniónico PSS para depositar la segunda capa polimérica en las plantillas. Justo antes de añadir la siguiente capa, es aconsejable aplicar un minuto de incubación en baño ultrasónico. Repita secuencialmente la deposición de polímeros catiónicos y aniónicos seis veces para obtener una cubierta de microcápsulas de 12 capas.A continuación, incube los micronúcleos con cáscaras en la poli-L-lisina injertada en polietilenglicol durante al menos dos horas. A continuación, lavar los micronúcleos cubiertos una vez con agua mediante centrifugación secuencial y resuspensión. Finalmente, disolver las plantillas de carbonato cálcico en dos mililitros de solución de EDTA 0,1 molar, ajustada a un pH aproximado de 7,1, para obtener microcápsulas huecas.Deseche el sobrenadante después de 45 segundos de centrifugación y repita el lavado con EDTA dos veces. Deseche el sobrenadante después de 45 segundos de centrifugación y agregue dos mililitros de solución salina. Repita los pasos de centrifugación de lavado con solución salina tres veces.Investigar el tamaño, la distribución y la concentración de las microcápsulas preparadas en un hemocitómetro bajo un microscopio fluorescente. Utilice ImageJ o un software equivalente para el análisis del tamaño de las partículas. Guarde la sonda encapsulada obtenida en la oscuridad.Para preparar el sistema óptico, coloque el conjunto requerido de filtros fluorescentes en el microscopio fluorescente de acuerdo con las características del tinte fluorescente aplicado y encienda la lámpara fluorescente. Tire de la palanca hasta los oculares. Conecte la fibra óptica desde un extremo al espectrómetro y en el otro extremo a un colimador.Usando adaptadores, toque el colimador en el foco del tubo de la cámara u otro puerto disponible del microscopio fluorescente. Para la calibración de las microcápsulas preparadas, coloque unos cinco microlitros de la suspensión de microcápsulas en un portaobjetos de microscopio y seque la gota en un lugar oscuro. Encienda el espectrómetro.Ejecute el programa de control del espectrómetro y prepare el espectrómetro para las mediciones. Para calibrar las características espectrales del SNARF-1 microencapsulado, utilice series de tampones con diferente pH. Deje caer unos 10 microlitros de tampón de sodio sobre las microcápsulas secas con SNARF-1 y cúbralas con un cubreobjetos.Coloque un portaobjetos de vidrio en la platina del microscopio. Localice las microcápsulas con un aumento de aproximadamente 400. Gire la palanca del microscopio hasta el puerto de la cámara.Registre la fluorescencia con el espectrómetro. Asegúrese de que la señal espectral esté mucho más allá del nivel de fondo y observe que las microcápsulas no están en una burbuja. Evite la iluminación prolongada de las mismas microcápsulas, ya que SNARF-1 es sensible al fotoblanqueo.Vuelva a girar la palanca hacia los oculares. Calcule la relación de la intensidad de fluorescencia de SNARF-1 encapsulado en la longitud de onda correspondiente a los picos de emisión del colorante protonada y desprotonada. Construya una curva de calibración de la relación en función del pH del medio.Recolecta alrededor de 10 microlitros de sangre de peces sacrificados. Determine su pH mediante un medidor de pH con un microelectrodo. A continuación, deje caer la sangre en un portaobjetos con microcápsulas secas y registre la relación de la intensidad de fluorescencia como se describe para los tampones de calibración.Dado que debe tener en cuenta la influencia de los componentes de la sangre en la lectura del SNARF-1 encapsulado, ajuste el coeficiente lineal de la curva de calibración para que la curva coincida con las mediciones en la sangre de los peces. Para preparar la aguja para la inyección, suelte una aguja de acero de la punta de la jeringa de insulina retirando el plástico con una lanceta afilada. Inserte la aguja hasta la mitad en el microcapilar de vidrio.Suéldelo rápida y suavemente con un soplete de gas. Conecte el microcapilar de vidrio al microinyector y enjuáguelo con agua estéril durante tres veces. Asegúrese de que el líquido fluya a través de la aguja.Llene el sistema con agua. Asegúrese de que no haya burbujas en el sistema. El día del experimento, tome la suspensión preparada de microcápsulas en solución salina estéril que contenga de medio a seis millones de microcápsulas por microlitro.Vuelva a suspenderlo mediante el baño ultrasónico durante un minuto. Durante la siguiente inyección, agitar el vial periódicamente para resuspender las microcápsulas y evitar su agregación. Con una cuchara, saque el pez de la anestesia y colóquelo suavemente sobre una esponja húmeda en posición lateral con la cabeza hacia la izquierda si es diestro o hacia la derecha si es zurdo.Justo antes de la inyección, aspire uno o dos milímetros de aire en el capilar de vidrio conectado con el microinyector. A continuación, cárgalo con aproximadamente dos microlitros de las microcápsulas dispersas. Estabiliza suavemente el cuerpo del pez sobre la esponja con la mano no dominante.Encuentra la línea lateral de los peces. Coloque la aguja un mililitro por debajo del punto medio de un segmento abdominal de la línea lateral. Luego, con un movimiento de raspado, mueva la escama de pescado a un lado y haga una perforación.Inserte la aguja en el cuerpo en un ángulo de 45 grados con respecto a la superficie de la mesa. Empuje la aguja hacia la columna vertebral hasta que descanse cuidadosamente contra la columna. Luego, libere lentamente aproximadamente un microlitro de la suspensión de microcápsulas en el riñón y retire lentamente la aguja.Enjuague el pescado de la cabeza a la cola con un chorro de agua para eliminar las microcápsulas derramadas en el lugar de la inyección. Use tijeras de disección para quitar la cubierta branquial de la cabeza del pez y desnudar las branquias del pez. Enjuague las branquias con agua.Con una cuchara, transfiera el pez a un portaobjetos de microscopio y colóquelo en la platina de un microscopio fluorescente. Cuando realice los siguientes procedimientos, asegúrese de que las branquias del pescado no se sequen. Para ello, humedézcalos periódicamente con agua utilizando una pipeta Pasteur.Oscurece la habitación y, con un aumento bajo, inspecciona las branquias para encontrar microcápsulas fluorescentes. Cuando lo encuentres, cambia la lente a una magnitud más alta y colócala en el centro del campo de visión. Gire la palanca hasta el puerto con un espectrómetro conectado.Registre la señal espectral. Vuelva a girar la palanca hacia los oculares. Repita varias veces las mediciones de las diferentes microcápsulas.Transfiera los peces al acuario con la aireación adecuada para su recuperación. El procedimiento de medición se puede repetir para un individuo varias veces con el uso de anestesia repetida u otro método de fijación. La imagen muestra un ejemplo representativo de mediciones in vivo de sangre de pez cebra e hipercapnia mediante colorante fluorescente encapsulado SNARF-1.En condiciones de control, el pH de la sangre permanece estable durante cuatro horas después de la inyección de microcápsulas, mientras que la exposición de cinco minutos bajo niveles elevados de dióxido de carbono provoca la acidificación de la sangre de los peces. Al llevar a cabo el procedimiento, es importante minimizar el estrés animal causado por la manipulación y la cirugía. Con un poco de práctica, tanto la inyección como el registro de la señal tardan en promedio unos dos o tres minutos, por lo que este protocolo permite completar las manipulaciones antes de que el pez se despierte de una anestesia leve.Durante el procedimiento, asegúrese de que las branquias del pescado estén siempre humedecidas. Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo realizar una implantación simple y efectiva de micropartículas en el sistema circulatorio de peces pequeños. Como se ha demostrado, esta técnica es muy conveniente para registros repetidos in vivo del pH de la sangre en peces cebra adultos utilizando microcápsulas llenas de una sonda fluorescente.

simple-effective-administration-visualization-microparticles

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Aquí te mostramos cómo hacer retro-orbital de la inyección en adultos de pez cebra.

Retro-orbital de inyección en adultos de pez cebra

Se describe una técnica de microinyección de los aminoglucósidos, la gentamicina, en 2 días después de la fetilization (DPF) de larvas de pez cebra para inducir insuficiencia renal aguda (IRA). También describe un método para montar toda la inmunohistoquímica, plástico inclusión y corte de las larvas de pez cebra para visualizar el daño mediado por IRA.

Microinyecciones intravenosa de larvas de pez cebra para el Estudio de la lesión renal aguda

El método aquí descrito permite realizar un análisis cronológico del desarrollo de órganos en embriones de pez cebra mediante el uso de un microscopio de fluorescencia de disección capaces de realizar seccionamiento óptico y estrategias simples de reajuste para corregir la deriva focal y plana.

Análisis para el Desarrollo de riñón de pez cebra con time-lapse de uso de un microscopio de disección equipado para seccionamiento óptico

Las lesiones renales efectuados desde nefrotóxicos, que incluyen medicamentos que van desde antibióticos a los agentes quimioterapéuticos, pueden dar lugar a trastornos complejos cuya patogénesis se conoce por completo. Este protocolo se muestra cómo el pez cebra se puede utilizar para el modelado de la enfermedad de estas condiciones, que se pueden aplicar a la identificación de medidas renoprotective.

Nefrotoxina Microinyección en pez cebra para modelar la lesión renal aguda

Este protocolo describe un método para inyectar ADN plásmido en el riñón de ratón a través de la pelvis renal para producir la expresión del transgen específicamente en el riñón.

Inyección hidrodinámica la Pelvis Renal para la no expresión de proteínas en el riñón

Microinyección de embriones de pez cebra y larvas es una técnica difícil pero crucial en muchos modelos de pez cebra. Aquí, presentamos una gama de herramientas de microescala para ayudar en la estabilización y la orientación del pez cebra para la microinyección y la proyección de imagen.

Dispositivos microestructurados para microinyección optimizado y la proyección de imagen de larvas de pez cebra

Presentamos uso de microscopia de 2 fotones a una micropipeta dentro del espacio urinario de Bowman en los ratones, la combinación de 2 técnicas fundamentales de la fisiología renal. Uso de la microscopia de 2 fotones supera críticas limitaciones de la microscopia convencional para estudios de micropunción fisiología renal.

Micropunción del espacio de Bowman en ratones por 2 fotones microscopía

Este método se basa en la inyección de 0,5 − 3 μL de solución en el tórax del pez cebra adulto. El procedimiento proporciona eficientemente proteínas y compuestos químicos en la proximidad del corazón del pez cebra sin dañar el órgano. El enfoque es adecuado para probar los efectos de factores exógenos en varios tejidos del corazón.

Inyección intratorácica para el estudio del corazón de pez cebra adulto

Se describe un nuevo método de inyección intraperitoneal (IP) en pez cebra adulto. Cuando se manipulan compuestos tóxicos como la doxorrubicina, este procedimiento es más eficaz que los dos métodos IP descritos anteriormente. La técnica está diseñada para ser fácilmente adoptada por investigadores con experiencia limitada en el modelo de pez cebra.

Una técnica de inyección intraperitoneal en peces cebra adultos que minimiza el daño corporal y la mortalidad asociada

Aquí, presentamos un protocolo optimizado y efectivo para la inyección intravenosa de células o agentes farmacológicos en peces cebra adultos, lo que resulta en un mayor injerto celular y mayores tasas de supervivencia del pez cebra tratado.

Inyección intravenosa optimizada en pez cebra adulto

Aprende a inyectar micropartículas fluorescentes en el riñón de pez cebra adulto para visualizarlas en las branquias mediante imagen intravital. Este método permite medir el pH sanguíneo in vivo de forma repetida y mínimamente invasiva.

Simple y eficaz administración y visualización de micropartículas en el sistema circulatorio de peces pequeños con inyección de riñón (Video) | JoVE Journal

Simple y eficaz administración y visualización de micropartículas en el sistema circulatorio de peces pequeños con inyección de riñón

Explorar más videos