Name: Nefrotoxina Microinyección en pez cebra para modelar la lesión renal aguda (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Aprende a modelar lesión renal aguda mediante microinyección de nefrotoxinas en embriones de pez cebra. Este método permite la imagen en tiempo real del daño celular y la regeneración renal para estudios de nefrotoxicidad.

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Este trabajo fue apoyado en parte por la subvención NIH DP2OD008470. Además, la memoria RAM fue apoyado en parte por los fondos proporcionados por la Universidad de Notre Dame Graduate School. Agradecemos a los funcionarios del Departamento de Ciencias Biológicas, el Centro de Investigación de pez cebra, y el Centro de Células Madre y Medicina Regenerativa de la Universidad de Notre Dame. Agradecemos especialmente a los miembros del laboratorio para enganchar las discusiones acerca de la biología del riñón y sus útiles comentarios sobre este trabajo.

Los procedimientos para trabajar con embriones de pez cebra que se describen en este protocolo fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Notre Dame. 1. Preparación de soluciones <ol><li> Hacer una solución 50x social de los medios de embriones E3 mezclando 73,0 g de NaCl, 3,15 g de KCl, 9,15 g de CaCl2, y 9,95 g MgSO4 en 5 litros de agua destilada, y se almacena a temperatura ambiente. </li><li> Para el cultivo de los embriones de pez cebra, se diluye la solución de 50x social de E3 del medio de impresión de embrión a una solución de trabajo 1x con agua destilada, a continuación, añadir 200 l de 0,05% de azul de metileno para cada 1 l de 1x E3 para actuar como un fungicida, y almacenar a RT. </li><li> Hacer una solución de bloqueo de los medios de pigmentación embrión E3 con 0,003% de 1-fenil-2-tiourea (PTU) mediante la combinación de 40 ml de la Bolsa de 50x E3 con 0,06 mg PTU. A continuación, llevar el volumen a un total de 2 L con agua destilada. </li><li> Se agita la O E3 / PTU / N a temperatura ambiente para obtener el polvo de PTU en la solución. A continuación, almacenar el E3 / PTU por elRT. Nota: El E3 / PTU tiene una vida útil de aproximadamente una semana, y las soluciones mayores serán menos eficaces en el bloqueo de desarrollo pigmentación en larvas de pez cebra. </li><li> Hacer una solución anestésica de 0,2% tricaína (MS-222) mediante la adición de 1 g de tricaína a 500 ml de agua destilada y ajustar el pH a 7,2 con 1 M Tris, pH 9,5. </li><li> Prepárese para hacer una solución de metilcelulosa al 2% para formación de imágenes mediante la colocación de una solución de 1x E3 (sin azul de metileno), con 1/10 volumen de 0,2% tricaína añadió a 4 ° C. Nota: La solución de metilcelulosa es una solución espesa, clara que se utiliza para estabilizar suavemente embriones vivos para la microscopía. Después se llevan a cabo las manipulaciones de los embriones se pueden lavar en 1x E3 para disolver la metilcelulosa sin herir el animal y permitiendo microscopía en las etapas posteriores en la misma muestra. </li><li> Cuando se enfría a 4 ° C, se agita la solución 1x E3 / Tricaína vigorosamente en una placa de agitación y añadir poco a poco la cantidad apropiada de metilopolvo de celulosa mientras se continúa agitando vigorosamente. Añadir poco a poco el polvo a la solución para prevenir la formación de agregados insolubles de metilcelulosa. </li><li> Después de que todo el polvo se mezcla en la solución de metilcelulosa / E3 / tricaína 2%, se agita la solución de compuesto en el 4 ° C habitación fría O / N. Nota: La temperatura fría es mejor para disolver completamente el polvo. Si la solución no es clara después de una noche, se agita durante una jornada adicional y / o un segundo O / N. </li><li> Para eliminar las burbujas de aire de la metilcelulosa 2% / solución / tricaína E3, alícuota de la mezcla en tubos de 1,5 ml y giro a alta velocidad (12.000 xg) a 4 ° C durante 30 minutos o hasta 2 horas. </li><li> Coloque la solución / E3 / tricaína metilcelulosa al 2% a 4 ° C para el almacenamiento a largo plazo. Nota: Antes de su uso, las alícuotas deben ser pre-calentado a la temperatura ambiente para trabajar con los especímenes de pez cebra. </li></ol> 2. Preparación de Herramientas <ol><li> Preparar una herramienta de embriones manipulador, que se utiliza para posicionar embriones para la microinyección, uniendo una punta de carga de gel en la punta de una aguja de disección recta 5 &quot;, y asegurar con cinta adhesiva o pegamento. </li><li> Preparar las agujas de microinyección usando un extractor de aguja, colocando primero un incendio pulido de 10 cm de vidrio de borosilicato con filamento en el instrumento y asegurar el vidrio de borosilicato apretando las asas. </li><li> Levante el vidrio de borosilicato a la moda agujas finas-cónicos. Utilice los siguientes parámetros: calor 540, tire 245, velocidad 200, 125 y la hora. </li><li> Pone las agujas dentro de una cápsula de Petri, suspenderlas en una tira de pasta de modelar para proteger las puntas de aguja, y mantener el plato cubierto para evitar la acumulación de polvo. </li><li> Para terminar la preparación de la aguja para microinyecciones, utilizar un borde de la cuchilla de afeitar o unas pinzas finas para cortar el extremo tirado de la aguja para crear una punta de inyección angular aguda con un diámetro de aproximadamente 0,05 a 0,1 mm. </li><li> Para hacer que la bandeja de microinyección, preparar una solución / E3 1,5% de agarosa en un 100 ml matraz de Erlenmeyer y disolver la agarosa por calentamiento de la E3 a ebullición en un horno de microondas, dejar enfriar a temperatura ambiente durante aproximadamente 10 min. </li><li> Verter la solución de agarosa / E3 enfriado en un plato de Petri para hacer una base con una profundidad de aproximadamente 0,5 cm. Cuando esto se ha solidificado verter una segunda capa con una profundidad de aproximadamente 0,3 cm y insertar el molde así embrión prefabricado y permitir que la agarosa solidifique a temperatura ambiente. Nota: Al insertar el molde dentro de la capa / E3 agar superior, colocando el molde en el agar en un ángulo para disminuir el número de burbujas de aire. </li><li> Cuando toda la bandeja de microinyección se ha puesto, levantar el embrión prefabricada así moldear a cabo lentamente y con cuidado utilizando un scoopula, a continuación, llenar el recipiente con solución E3 y se almacena a 4 ° C. </li></ol> 3. Preparación de embriones <ol><li> Configurar tanques de apareamiento de pez cebra mediante la colocación de separadores en las cámaras de apareamiento y se llenan de agua del sistema. </li><li> Colocar un pez en cada lado del divisor sran que cada cámara de acoplamiento contiene una hembra y un macho de pescado y cubrimos cada cámara de apareamiento. </li><li> A la mañana siguiente, quitar los separadores para permitir el desove. </li><li> Compruebe el pescado después de aproximadamente 30 minutos, y después de la devolución de los adultos al acuario, recoger sus embriones haciendo pasar el agua del tanque de apareamiento a través de una herramienta colador de alambre de malla fina. </li><li> Invertir el colador sobre una placa de Petri y enjuague con E3 para recoger los embriones. </li><li> Incubar los embriones a 28,5 ° CO / N. </li><li> Cuando los embriones han alcanzado la fase de 24 a 26 somite 26, se decanta la mayoría de los medios de comunicación E3 y luego dechorionate mediante la adición de 100 l de 50 mg / ml de pronasa a cada placa de embriones e incubando la placa a temperatura ambiente (23 ° C) durante aproximadamente 15 min. Nota: Se tarda aproximadamente 24-25 horas desde el momento de la fecundación de los embriones para llegar a la etapa 24-26 somite si se recogen en la forma descrita y se incubaron O / N a 28,5 ° C. </li><li> Llenar el recipiente conE3 y luego girar suavemente para desalojar a los chorions de los embriones. </li><li> Decantar el E3 / pronasa y enjuagar el recipiente con 25 ml de E3 fresco. Repita el paso de enjuague para eliminar toda la pronasa. </li><li> Para bloquear el desarrollo de la pigmentación, se decanta el E3 y reemplazar con 25 ml de frescas E3 / PTU cuando los embriones han llegado a las 24 horas después de la fecundación. Nota: Para los experimentos que abarca varios días, en lugar de la solución E3 / PTU por medio nuevo una vez al día para mantener el plato limpio. </li></ol> 4. La microinyección de solución nefrotoxina <ol><li> En el día de la inyección, preparar la solución nefrotoxina deseado junto con el vehículo de control apropiado. </li><li> Vortex o mezclar suavemente para asegurar el fármaco (s) es / son en solución, la comprobación de los lados del tubo y la parte superior de la columna de agua. Nota: Las soluciones nefrotoxina puedan estar preparados para contener trazas de dextrano conjugado con fluorescencia para monitorizar la eficacia de microinyección y también evaluar la depuración renal en subseqtiempo uente apunta 20,28. </li><li> Cargar una aguja de microinyección adornado con 2-3 ~ l de la nefrotoxina enroscando una punta de carga de gel fino en la parte posterior de la aguja y la suspensión de la aguja en posición vertical con un trozo de cinta para permitir que la solución para llenar la punta de la aguja recortado por la gravedad. </li><li> Una vez que la punta de la aguja está lleno, asegurar la aguja cargada en el micromanipulador. </li><li> Probar el volumen microinyección mediante la colocación de una gota de aceite mineral sobre un portaobjetos de micrómetro e inyectar en el aceite para evaluar el tamaño de gota. Un volumen de inyección de 500 pl tiene un diámetro de 0,1 mm. </li><li> Retire el plato de embriones a partir de la incubadora, y anestesiar mediante la adición de aproximadamente 5 ml de 0,2% tricaína al plato embrión. </li><li> Para asegurar la anestesia completa, toque suavemente embrión con la punta de la herramienta de embriones manipulador. La falta de movimiento indica suficiente anestesia. </li><li> Después de la anestesia con éxito, la transferencia de los embriones al molde de inyección con una transfpipeta er. </li><li> Maniobra de cada embrión en un pozo diferente del molde colocando la cabeza en la zona más profunda del pozo de tal manera que el tronco se apoya a lo largo de la depresión y la cola se pega a salir de la depresión. </li><li> Insertar la aguja se introduce en el micromanipulador y la posición de la punta de la aguja junto a un embrión. </li><li> Suavemente inserte la aguja en el recipiente de la cola moviendo el joystick hacia adelante y presione el pedal de pie para entregar la microinyección. Nota: El éxito de la inyección se puede medir observando el líquido entrar en circulación. Además, co-inyección de la nephrotoxicant con dextrano conjugado con fluorescencia permite al investigador para verificar la inyección con éxito después del procedimiento. </li><li> Tire suavemente hacia atrás en el joystick para extraer la aguja del embrión. </li><li> Después de la inyección, la transferencia de los embriones a un plato limpio y enjuague para eliminar el Tricaína y reemplazar con fresco E3 / PTU. </li><li> Incubar el embrión hasta el punto de tiempo deseado para evaluars morfología, que puede ser documentada por la fotografía en los medios de montaje metilcelulosa, o un proceso para el análisis experimental como se desee. Nota: Recuperación de embriones debe ser evaluado para determinar el porcentaje de individuos con edema, que comúnmente se indica lesión renal. </li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Un número diverso de agentes terapéuticos se han asociado con AKI 29. Ha habido avances en la investigación significativo en la comprensión el daño inducido por muchos compuestos individuales, tales como la gentamicina aminoglucósido 30 y el cisplatino quimioterapéutico ampliamente utilizado 31,32. Algunos cambios patológicos implicados en estas condiciones, sin embargo, siguen siendo objeto de estudio en curso. Uno de los retos emergentes sigue siendo la comprensión de cómo múltiples fá...

AKI es una pérdida abrupta de la función renal que puede conducir a consecuencias devastadoras para la salud 1. AKI es un problema importante de la salud en todo el mundo debido a su alta incidencia de aproximadamente el 20% de los pacientes hospitalizados, con tasas aún mayores de 30-50% en los casos de cuidados críticos y los ancianos, y las tasas de mortalidad de 50-70% 1-3. Desafortunadamente, la prevalencia de la LRA ha ido en aumento y se prevé que agravar más durante la próxima década, debido en parte a la diversidad de factores que pueden inducir lesión renal aguda, que incluyen el estrés post-operatorio, la isquemia, y la exposición a nefrotoxinas tales como antibióticos y fármacos quimioterapéuticos 4. AKI implica daño celular súbita en el riñón, que se producen comúnmente en las nefronas, que son las unidades funcionales esenciales, y se componen de un filtro de sangre y un túbulo segmentado que drena la orina en los conductos colectores centrales 1. Cuando un número significativo de nefronas sondañado durante AKI, los efectos inmediatos incluyen una interrupción en el aclaramiento de residuos de la circulación, y el flujo de fluido reducida o abrogada través de nefronas debido a la obstrucción de las células muertas y moribundas 1. Con el tiempo, la obstrucción tubular puede conducir a la degeneración de las nefronas enteras, lo que reduce de forma permanente de la función renal 1. Alteraciones fisiológicas en el riñón siguientes AKI también implican complejos eventos inflamatorios que pueden conducir a la cicatrización crónica 1. A pesar de estos resultados, las nefronas tienen cierta capacidad para someterse a la regeneración después de la IRA que reconstituye el 5,6 epitelio tubular. Si bien ha habido una comprensión cada vez mayor de la regeneración molecular nefrona, los mecanismos sigue siendo difícil en muchos aspectos y fuese necesario prolongar la investigación 7. El grado en que los resultados de AKI en el daño renal permanente También se desconoce. La investigación actual sugiere el potencial regenerativo para el riñón es elmás alta después de los casos menos graves de AKI, mientras que los episodios más pronunciados o repetidas conducen a la enfermedad renal crónica (ERC) y culminar en la enfermedad renal en etapa terminal (ESRD) que requiere el trasplante o diálisis 8,9 para salvar vidas. Además, las personas que ya sufren de enfermedad renal crónica corren un riesgo aún mayor de contraer un episodio grave de lesión renal aguda 8,9. Tomados en conjunto, está claro que continuó la investigación básica y clínica es vital para entender, tratar y prevenir la IRA. La investigación con modelos animales ha sido fundamental en la apreciación de la progresión de las alteraciones locales y ambientales que se producen durante AKI 10. Para ampliar esta comprensión, así como desarrollar nuevas terapias, el modelo animal de pez cebra se ha empleado en una variedad de maneras 11,12. Las nefronas del riñón pez cebra, tanto en el embrión y de adultos, muestran un alto grado de conservación con mamíferos 13-16. Además, la lesión epitelial nefrona en zebrafish se asemeja al proceso en los vertebrados superiores, por lo que la destrucción local de células tubulares es seguida por la proliferación intratubular y el restablecimiento de la arquitectura de nefronas 17-19. En el embrión, sin embargo, grandes daños túbulo de las nefrotoxinas tales como cisplatino está asociada con letalidad 20,21. En comparación, el pez cebra adultos sobreviven AKI y exhiben capacidades regenerativas de fondo en el riñón. Por ejemplo, tras la exposición a la gentamicina antibiótico aminoglucósido, pez cebra regenerar daño epitelial túbulo y crecer nuevas unidades de nefrones, así 22-24. Si bien estos estudios AKI gentamicina inducida han proporcionado valiosa información, la comprensión de daño renal de diversas nefrotoxinas sigue siendo fundamental para apreciar los efectos y la respuesta a los diferentes tipos de daños 25. El embrión de pez cebra, debido a su tamaño, la transparencia y la trazabilidad genética, tiene muchos beneficios para los estudios nefrotoxina &lt;sup&gt; 25, donde se utiliza el método de microinyección 20,21 para administrar la molécula (s) para su investigación. Nefronas están formados por 24 h después de la fecundación (HPF) y empiezan a filtrar la sangre en aproximadamente un 48 HPF 26,27. Por lo tanto, la rápida formación y la función del riñón embrionario facilita el análisis experimental. Sin embargo, el proceso de microinyección tiene desafíos técnicos y no puede haber una curva de aprendizaje para el dominio de la técnica. En este artículo de vídeo, se describe cómo realizar microinyecciones y proporcionar sugerencias para solucionar problemas con el fin de mejorar la tasa de éxito de las inyecciones.

<table><tbody><tr><td>Cloruro de sodio</td><td>AB01915 Cloruro</td><td></td><td></td></tr> de <tr><td>potasio</td><td>AB01652</td><td></td><td>bioanalítico americano</td></tr><tr><td>Cloruro de calcio</td><td>AB00366</td><td></td><td>bioanalítico americano</td></tr><tr><td>N-feniltiourea (PTU)</td><td>Aldrich Chemistry</td><td>P7629</td><td></td></tr><tr><td>3-aminobenzoato de etilo (tricaína)</td><td>Fluka Analytical</td><td>A5040</td><td></td></tr><tr><td>Vidrio de borosilicato</td><td>Sutter Instruments Co.</td><td>BF100-50-10</td><td></td></tr><tr><td>Tirador de micropipetas Flaming/Brown</td><td>Sutter Instruments Co.</td><td>Mo. P097</td><td></td></tr><tr><td>UltraPure Agarose</td><td>Invitrogen</td><td>15510-027</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de magnesio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>Azul de metileno</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M9140</td><td></td></tr><tr><td>Falcon Placas de Petri Diposables, Estériles, Corning:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>60 mm x 15 mm</td><td>VWR</td><td>25373-085</td><td></td></tr><tr><td>100 mm x 15 mm</td><td>VWR</td><td>25373-100</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;( bandeja de microinyección) 150 mm x 15 mm</td><td>VWR</td><td>25373-187</td><td></td></tr><tr><td>Incubadora de baja temperatura</td><td>Fischer Scientific</td><td>11 690 516DQ</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de microdisección</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>Micrómetro RS-5010</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>2280-24</td><td></td></tr></tbody></table>

nefrotoxina microinyección en pez cebra para modelar la lesión renal aguda

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

Los riñones son susceptibles al daño causado por la exposición a los productos químicos que se filtran desde el torrente sanguíneo. Esto puede conducir a una lesión de órganos asociada con una rápida disminución de la función y el desarrollo del síndrome clínico conocido como lesión renal aguda (IRA) renal. Los agentes farmacológicos utilizados para tratar las circunstancias médicas que van desde la infección bacteriana con el cáncer, cuando se administra individualmente o en combinación con otros fármacos, pueden iniciar AKI. El pez cebra son un modelo animal útil para estudiar los efectos químicos sobre la función renal in vivo, ya que forman un riñón embrionario compuesta de unidades funcionales de nefrones que se conservan con los vertebrados superiores, incluidos los humanos. Además, el pez cebra puede utilizarse para realizar cribados genéticos y químicos, que proporcionan oportunidades para dilucidar los aspectos celulares y moleculares de AKI y desarrollar estrategias terapéuticas tales como la identificación de moléculas nefroprotectores. Aquí, demostramos como la microinyección en elembrión de pez cebra puede ser utilizado como un paradigma para estudios nefrotoxina.

Una estación de microinyección configurar incluye un estereomicroscopio, micromanipulador y regulador de presión (Figura 1A). La transiluminación de la placa de inyección es preferible para ver las muestras durante este procedimiento (Figura 1B). Preparación de la aguja de inyección consiste en tirar el vidrio de borosilicato apropiado, seguido de la preparación del borde con el corte y finalmente de vuelta a cargar la aguja. De manera óptima, la punta d...

Las lesiones renales efectuados desde nefrotóxicos, que incluyen medicamentos que van desde antibióticos a los agentes quimioterapéuticos, pueden dar lugar a trastornos complejos cuya patogénesis se conoce por completo. Este protocolo se muestra cómo el pez cebra se puede utilizar para el modelado de la enfermedad de estas condiciones, que se pueden aplicar a la identificación de medidas renoprotective.

Nefrotoxina Microinyección en pez cebra para modelar la lesión renal aguda

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

El objetivo general de este protocolo es utilizar el pez cebra para observar el efecto de nefrotóxicos como la gentamicina o el cisplatino, con el fin de modelar una lesión renal aguda. La principal ventaja de esta técnica es que el modelo de pez cebra permite la obtención de imágenes en tiempo real del daño celular y la regeneración tras una lesión renal aguda. Para comenzar este procedimiento, prepare una herramienta para la manipulación de embriones destinada a posicionar los embriones para la microinyección, colocando una punta para carga de geles en el extremo de una aguja de disección recta de cinco pulgadas y fijándola con cinta adhesiva o pegamento instantáneo.A continuación, prepare algunas finas agujas de microinyección cónicas tirando de los vidrios borosilicatados pulidos al fuego con filamento utilizando un extractor de pipetas. Luego, use un filo de cuchilla de afeitar o de pinzas finas para cortar las puntas de las agujas y crear puntas de inyección angulares y afiladas. Posteriormente, coloque las agujas sobre una tira de arcilla modelable en una placa de Petri para proteger las puntas de las agujas.Para preparar la bandeja de microinyección, prepare una solución de agarosa E3 al 1,5 % en un matraz Erlenmeyer de 100 mililitros disolviendo la agarosa con E3 en el microondas. Luego, deje enfriar la mezcla a temperatura ambiente durante aproximadamente diez minutos. Vierta la solución de agarosa E3 enfriada en una placa de Petri para formar una base con una profundidad de aproximadamente 0,5 centímetros.Después de que se haya solidificado, vierta una segunda capa de solución de agarosa E3. Luego, inserte el molde pre-fabricado para pozos de embrión en el agar, en un ángulo para evitar la formación de burbujas de aire, y deje que la agarosa se solidifique a temperatura ambiente. Una vez que toda la bandeja para microinyección haya endurecido, retire lentamente y con cuidado el molde pre-fabricado para pozos de embrión y luego llene el recipiente con solución E3 y almacénelo a cuatro grados centígrados.En este procedimiento, prepare los tanques de apareamiento de pez cebra colocando divisores en las cámaras de apareamiento y llénelos con agua del sistema. A continuación, coloque un pez en cada lado del divisor, de modo que cada cámara de apareamiento contenga una hembra y un macho, y cubra ambas cámaras de apareamiento. A la mañana siguiente, retire los divisores para permitir la desove.Después de aproximadamente 30 minutos, revise si hay embriones en el fondo del tanque. A continuación, devuelva los peces al acuario y recolecte sus embriones pasando el agua del tanque de apareamiento a través de un colador de malla fina. Luego, invierta el colador sobre una placa de Petri y enjuáguelo con E3 para recolectar los embriones.Posteriormente, incubar los embriones a 28,5 grados celsius durante la noche. Cuando los embriones alcancen la etapa de 24 a 26 somitas, desechar la mayor parte del medio E3. Luego, descorionarlos agregando medio E3, seguido de 100 microlitros de pronasa a 50 miligramos por mililitro a cada placa de embriones, e incubar los embriones a 28 grados celsius durante 15 minutos.Después de 15 minutos, llene el recipiente con E3 y luego agite suavemente para desprender las corionas de los embriones. A continuación, vierta el E3 con pronasa y enjuague el recipiente con 25 mililitros de E3 fresco. Para bloquear el desarrollo de la pigmentación, reemplace el E3 con 25 mililitros de E3 fresco con PTU 24 horas después de la fertilización. Para experimentos que abarcan varios días, reemplace la solución de E3 con PTU con medio fresco una vez al día para mantener el recipiente limpio.El día de la inyección, prepare la solución deseada de nefrotóxico con el control de vehículo apropiado. Agite en vórtex o mezcle suavemente. Posteriormente, revise los lados del tubo y la parte superior de la columna de agua para asegurarse de que los fármacos estén disueltos en la solución.Cargue una aguja de microinyección recortada con dos o tres microlitros de nefrotoxina introduciendo suavemente una punta fina para carga de geles en la parte trasera de la aguja y suspenda la aguja verticalmente con un trozo de cinta adhesiva para permitir que la solución llene la punta recortada de la aguja por gravedad. Una vez que la punta de la aguja esté llena, asegure la aguja cargada en el micromanipulador. Pruebe el volumen de microinyección colocando una gota de aceite mineral sobre un portaobjetos micrométrico e inyecte en el aceite para evaluar el tamaño de la gota.A continuación, retire el plato de embriones del incubador y anestésielos añadiendo cinco mililitros de tricaina al 0,2 % al plato de embriones. Posteriormente, transfiera los embriones al molde de inyección mediante una pipeta de transferencia. Coloque cada embrión en un pocillo diferente del molde, situando la cabeza en la zona más profunda del pocillo de forma que el tronco quede alineado con la depresión y la cola sobresalga ligeramente.Ahora, inserte la aguja llena en el micromanipulador y coloque la punta de la aguja junto a un embrión. Inserte suavemente la aguja en la vena caudal para la microinyección. El paso más crítico del procedimiento es la microinyección.Para garantizar el éxito, la aguja debe cortarse en un ángulo agudo y debe moverse cuidadosamente a su posición junto al embrión. Si la inyección es exitosa, se debe observar el líquido entrando en la circulación. La coinyección del nefrotóxico junto con dextrina marcada con fluorescencia permitiría al investigador verificar la inyección exitosa después del procedimiento.Posteriormente, retire suavemente la aguja del embrión. Transfiera el embrión a un recipiente limpio y enjuáguelo para eliminar la tricaina con E3 PTU fresco. A continuación, incube el embrión hasta el punto temporal deseado para evaluar la morfología, lo cual puede documentarse mediante fotografía en medio de montaje de metilcelulosa.O procesar para análisis experimental según se desee. Tenga en cuenta que la recuperación de embriones debe evaluarse cada 12 a 24 horas tras la inyección para determinar el porcentaje de individuos con edema, lo cual comúnmente indica lesión renal. La transparencia del embrión de pez cebra facilita el procedimiento de microinyección y puede mejorarse aún más mediante tratamiento químico con PTU a las 24 hpf, para reducir el desarrollo de la pigmentación durante un curso experimental típico.Aquí, se permitió que los especímenes de embriones se desarrollaran hasta la etapa de 72 hpf y luego se inyectaron con un placebo, se microinyectaron con solución salina vehículo o se microinyectaron con 2,5 miligramos por mililitro de gentamicina. Se realizó una observación posterior en vivo a uno y dos días posteriores a la inyección, utilizando iluminación por transiluminación con un microscopio estereoscópico. En comparación con los embriones inyectados con placebo o con solución salina, solo los individuos inyectados con gentamicina mostraron desarrollo de edema.En este caso, el edema pericárdico sugiere una abolición de la funcionalidad renal normal, consistente con observaciones publicadas previamente. Tras este procedimiento, se pueden realizar otros métodos, como la hibridación C2 en preparaciones completas, con el fin de evaluar los cambios en la expresión génica tras la exposición a nefrotóxicos.

nephrotoxin-microinjection-in-zebrafish-to-model-acute-kidney-injury

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Investigación

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Biology

Biología

Se describe una técnica de microinyección de los aminoglucósidos, la gentamicina, en 2 días después de la fetilization (DPF) de larvas de pez cebra para inducir insuficiencia renal aguda (IRA). También describe un método para montar toda la inmunohistoquímica, plástico inclusión y corte de las larvas de pez cebra para visualizar el daño mediado por IRA.

Microinyecciones intravenosa de larvas de pez cebra para el Estudio de la lesión renal aguda

La lesión renal aguda (IRA) en los seres humanos es un problema clínico común causada por el daño a las células epiteliales que forman nefronas del riñón, y la lesión renal aguda se asocia con altas tasas de mortalidad del 50-70% 1. Tras la destrucción de las células epiteliales, las nefronas tienen una capacidad limitada de regeneración, aunque los mecanismos y las limitaciones que rigen este fenómeno se conoce bien. En este artículo de vídeo, describimos nuestra técnica de ablación láser...

La ablación con láser de la pronefros pez cebra para el Estudio de la regeneración epitelial renal

Este video muestra la microinyección intravenosa de nefrotoxinas en la vena de la cola de un embrión de pez cebra para estudiar sus efectos químicos sobre la función renal.

Microinyección intravenosa de nefrotoxinas en embrión de pez cebra: una técnica para administrar agentes nefrotóxicos en el torrente sanguíneo de un embrión de pez cebra

El riñón adultos de pez cebra es un sistema excelente para estudios de regeneración y enfermedad renal. Un aspecto esencial de este tipo de investigación es la evaluación de la estructura y función de nefronas. Este protocolo describe varios métodos que se pueden aplicar para evaluar la composición de túbulos nefrona y para evaluar la reabsorción renal.

Análisis de Composición Nephron y función en el riñón adultos de pez cebra

Aquí presentamos un método fiable para estudiar la regeneración renal adulta mediante la inducción de una lesión renal aguda mediante la inyección de gentamicina. Demostramos que la lesión depende de la dosis de gentamicina y de la temperatura ambiental utilizando hibridación in situ para marcar lhx1a+ desarrollando nuevas nefronas.

La regeneración renal en adultos de pez cebra por gentamicina lesión inducida

Este trabajo presenta un nuevo modelo in vivo de lesión renal segmentaria utilizando el pez cebra transgénico GFP de riñón. El modelo permite la inducción de la ablación específica de las células epiteliales del riñón para mostrar los mecanismos celulares de la lesión nefrona y la reparación.

Enfoque preciso de la ablación celular para modelar lesiones renales agudas en el desarrollo de pez cebra

Este protocolo describe los procedimientos para inducir lesiones renales agudas (AKI) en peces cebra adultos utilizando cisplatino como agente nefrotoxico. Detallamos los pasos para evaluar la reproducibilidad de la técnica y dos técnicas para analizar la inflamación y la muerte celular en el tejido renal, la citometría de flujo y tunel, respectivamente.

Modelo de lesión renal aguda inducida por cisplatino en pez cebra adulto

El trasplante de médula del riñón entero en adultos de pez cebra

Microinyección es un método bien establecido y eficaz para la introducción de sustancias extrañas en embriones de pez cebra fecundado. Este sentido, demuestran una sólida técnica de microinyección para la realización de la sobreexpresión de ARNm, y morpholino oligonucleótidos estudios caída de genes en el pez cebra.

Microinyección de ARNm y oligonucleótidos antisentido Morpholino en embriones de pez cebra.

Este vídeo muestra cómo morfolino o ARNm puede ser inyectado en embriones de pez cebra en el estadio de una célula para aumentar o disminuir el nivel de productos específicos de genes durante el desarrollo posterior.

Microinyección de embriones de pez cebra para analizar la función génica

Aprende a modelar lesión renal aguda mediante microinyección de nefrotoxinas en embriones de pez cebra. Este método permite la imagen en tiempo real del daño celular y la regeneración renal para estudios de nefrotoxicidad.

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