Name: Dispositivos microestructurados para microinyección optimizado y la proyección de imagen de larvas de pez cebra (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Aprende microinyección optimizada en larvas de Danio rerio usando dispositivos microestructurados para inmovilización precisa. Esta técnica facilita el acceso a tejidos específicos y mejora la eficiencia en estudios de infección y modelos de cáncer.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Los autores desean agradecer a David Langenau por generosamente proporciona espacio de acuario; Eric Stone, John C. Moore y Qin Tang para ayudar a mantenimiento de pez cebra y reactivos y Anne Robertson y Elliott Hagedorn del laboratorio de Leonard Zon para procurar la variedad de pez cebra utilizada aquí. También le gustaría agradecer a Octavio Hurtado para asesoramiento sobre técnicas photolithographic. FE fue financiado por becas del Hospital de Shriner para los niños y la Asociación Americana de Australia. Este trabajo fue financiado por los NIH grant GM92804.

Microinyección de larvas fue aprobado por la Subcomisión de Hospital General de Massachusetts en investigación Animal cuidado bajo protocolo 2011N000127.
1. fabricación de dispositivo
Nota: Todos asistida por ordenador (CAD) archivos para diseñar máscaras de fotolitografía aquí descritos (figura 1) están disponibles para su descarga. Véase tabla de materiales para los enlaces.
<ol><li>Fabricación de la oblea del molde principal en una sala limpia de clase 1.000 utilizando técnicas photolithographic estándar7. De los canales y arreglos de discos de microestructura, patrón el photoresist negativo epoxy-basado secuencialmente en 3 capas con 3 máscaras separadas, según las instrucciones del fabricante: 100 μm para las características superficiales, 200 μm para las características de medio y 400 μm para las características profundas. Para el dispositivo de proyección de imagen, patrón de dos capas con 400 μm para las características superficiales y 600 μm para las características de profundidad.</li>
	<li>La oblea completa a la base de una placa de Petri para el bastidor (figura 2) de 15 cm de cinta.</li>
</ol>2. preparación de matrices superficie microestructuradas - PDMS
<ol><li>Para hacer que los dispositivos utilizables, la fundición de polidimetilsiloxano (PDMS), mediante la oblea del maestro como un molde. 50 g de monómero PDMS se combinan con 5 g de iniciador y homogeneizar en un plato de pesaje con un tenedor de plástico de plástico.</li>
	<li>Vierte cuidadosamente la mezcla sobre el molde.</li>
	<li>Degas en un desecador de vacío en 16-25 inHg (54-85 kPa) durante 1 hora.</li>
	<li>Para curar el PDMS, cuece al horno a 65 ° C durante al menos 3 horas. El PDMS debe curar a un sólido firme pero flexible.</li>
	<li>Corte con cuidado alrededor del dispositivo en la oblea del maestro con un bisturí, asegurándose de mantener contacto entre la punta del bisturí y la superficie de la oblea. Con unas pinzas, quite la réplica PDMS de la oblea y la transferencia a un limpio 10 cm plato de Petri, lado de la característica (figura 3).</li>
	<li>Tratar el dispositivo con plasma de oxígeno usando un horno de plasma de 35 s para reducir la hidrofobicidad.</li>
	<li>Cubrir con medio de embrión de pez cebra (E3) que contiene 168 mg/L de metanosulfonato de etilo 3-aminobenoate (MS-222, pH 7.5). Quite las burbujas de las características más por las corrientes de agua sobre la superficie del dispositivo usando una pipeta de transferencia.</li>
</ol>3. preparación de matrices superficie microestructuradas - agarosa
<ol><li>Para hacer un molde negativo de PDMS, tratar en primer lugar un dispositivo PDMS con plasma de oxígeno.</li>
	<li>
Tratar el dispositivo PDMS con 1H, 1H, 2H, 2H- Perfluorooctyltriethoxysilane (PFDTS) vapor de silano para crear una superficie inerte8. Brevemente:
	<ol>
<li>Lugar el PDMS ser tratada característica hacia arriba en una cámara de vacío en una campana de humos.</li>
		<li>Al lado de los PDMS, coloque un pequeño recipiente de vidrio o aluminio abierto y cuidadosamente pipetee 200 μL de PFDTS (silano 98%) en el plato. PRECAUCIÓN: PFDTS silano es altamente volátil, reacciona violentamente con el agua, es inflamable y causa daño severo de la piel y los ojos al contacto. Leer MSDS en detalle antes de su uso.</li>
		<li>Cierre la cámara de vacío y aplique vacío durante 15-30 minutos, o hasta que el silano PFDTS se evapora completamente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque el dispositivo en una caja Petri y utilizar como molde para PDMS fresco, preparado como se describe en el paso 2.1-2.3.</li>
	<li>Cueza al horno a 65 ° C durante al menos 3 h, luego pelar toda la capa de PDMS fresca desde el dispositivo de tratamiento y en un fresco plato de Petri. Esto puede entonces usarse como molde negativo a agarosa.</li>
	<li>Para preparar la agarosa, hervir una solución de 2% de baja agarosa temperatura gelificación en E3 en el microondas hasta que la agarosa se disuelva completamente.</li>
	<li>Verter la agarosa caliente sobre el molde negativo de PDMS y eliminar las posibles burbujas en la agarosa cubriendo el dispositivo por agarosa caliente que fluye sobre las características con una pipeta de transferencia.</li>
	<li>Una vez que las burbujas se quitan, refrigerar a 4 ° C para establecer la agarosa.</li>
	<li>Desmoldar el bloque de agarosa negativo PDMS deformando el PDMS de debajo con la mano, transferir el bloque de agarosa a una nueva placa de Petri y mojado con E3 con MS-222.</li>
</ol>4. elaboración de PDMS dispositivos de imágenes
<ol><li>Para hacer que los dispositivos utilizables, la fundición de PDMS, uso de la oblea del maestro como un molde. 50 g de monómero PDMS se combinan con 5 g de iniciador (el mismo que utilizan en el paso 2.1) y mezclar cuidadosamente en un plástico plato de pesaje con un tenedor de plástico.</li>
	<li>Vierte cuidadosamente la mezcla sobre el molde.</li>
	<li>Degas en un desecador de vacío en 16-25 inHg (54-85 kPa) durante 1 hora.</li>
	<li>Para curar el PDMS, cuece al horno a 65 ° C durante al menos 3 horas. El PDMS debe curar a un sólido firme pero flexible.</li>
	<li>Cortar los dispositivos de la oblea del maestro y perfore puertos mediante un golpe de 1,5 mm.</li>
	<li>Tratar los dispositivos y un fondo de cristal 6-bien bien la placa con plasma de oxígeno para 35 s, como se describe en el paso 2.6.</li>
	<li>Enlazar un dispositivo característica hacia abajo a cada cubreobjetos de cristal de la placa de la pozo 6 colocando sobre una placa de 85 ° C durante 10 minutos. Nota: Para confirmar la vinculación exitosa, aplique una presión firme al lado del servidumbre dispositivo usando fórceps. El dispositivo debe permanecer pegado al vidrio cubreobjetos.</li>
</ol>5. pez cebra cultura
<ol><li>Embriones de pez cebra de cultura para 2 PD utilizando técnicas estándar3.</li>
	<li>Dechorionate embriones utilizando fórceps o 1 mg/mL de proteasa la mezcla (ver la tabla de materiales)3 por lo menos 30-60 minutos antes de cargar en el dispositivo, para que puedan enderezar.</li>
	<li>Anestesie embriones con solución stock (168 mg/L) MS-222 (pH 7.5), añadir 1 mL de 25 X a la E3 en su placa de Petri.</li>
</ol>6. orientación del pez cebra en superficie microestructurada - arreglos de discos de hierba
<ol><li>Preparar el bloque PDMS de paso 2.7 (Figura 3A) en su placa de Petri que está cubierto por una capa delgada (1-2 mm) de E3, que permite la fácil manipulación de los embriones.</li>
	<li>Transferencia número de embriones (generalmente 10-20 por condición) sobre la superficie del bloque PDMS con una pipeta de transferencia.</li>
	<li>Utilizando una herramienta de micromanipulación (lazo del pelo o similar), introduzca los embriones de los divots microestructuradas (Figura 3A). Uso de chuletas es particularmente adecuada a las orientaciones de la dorsales y ventrales. Nota: Para las chuletas con un mayor ajuste (dorsal y ventral), trate de colocar los embriones en la superficie del bloque en paralelo a la hierba y luego los balanceo en posición usando un lazo del pelo. Empujándolos más profundos en la hierba ayudará a mantenerlos estables.</li>
</ol>7. orientación del pez cebra en superficie microestructurada - canales microestructurados
<ol><li>Extraer el bloque PDMS estampado con microestructurada canales (figura 3B) utilizando una pipeta de transferencia hasta el nivel de E3 cae por debajo del borde del bloque, pero aún está presente en el embalse y canales y en una capa delgada en el PDMS a E3.</li>
	<li>Transferencia 10 embriones de paso 5.3 en el depósito usando una pipeta de transferencia, teniendo cuidado de no desbordar los bordes.</li>
	<li>Usando un lazo del pelo, manipular cada embrión en el embudo a la entrada de la canal y orientar de tal manera que la cabeza del embrión es hacia el canal y el embrión tiene la orientación adecuada al entrar en el canal.</li>
	<li>Deslice cada embrión por el canal usando un lazo del pelo hasta llegar a la orientación microfeatures en las paredes del canal que ayudan a mantener en su lugar. Particularmente se recomienda el uso de canales microestructurados para la orientación lateral. Nota: Para reducir el deslizamiento durante la microinyección de embriones, trate de ajustar la cantidad de tensión superficial dibujando E3 del depósito.</li>
</ol>8. microinyección del pez cebra
<ol><li>
Preparar la aguja de la microinyección.
	<ol>
<li>Hacer el vidrio de borosilicate microcapillary agujas usando un extractor de micropipeta como se describió anteriormente4. Las agujas resultantes deben ser afiladas a un punto en un extremo, con una forma cónica longitud de aproximadamente 10 mm.</li>
		<li>Preparar la solución que se inyecta, en este caso 100 nM chemoattractant (N-formilmetionina-leucina-fenilalanina (fMLP) o leucotrieno B4 (LTB4)) y 100 nM de 70 kDa trazador de dextrano de rodamina en PBS.</li>
		<li>5 μl de solución de carga dentro de la aguja con una pipeta fina afilada punta (véase tabla de materiales).</li>
		<li>Monte la aguja en un micromanipulador montados en un soporte magnético y conectado a una microinyectora picopump.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Romper la punta de la aguja a un ángulo de 45 ° por pellizcar la punta cónica con fórceps.</li>
	<li>Ajustar tamaño de bolo de inyección 1 nL ajustando el tiempo de inyección en el controlador picopump.</li>
	<li>Ajuste el ángulo de la aguja de la microinyección. Un ángulo de la aguja de 45 ° en el controlador de micromanipulación es generalmente un buen punto de partida, con la aguja paralela a la longitud del embrión. Un ángulo más escarpado puede utilizarse para minimizar el movimiento lateral del embrión durante la microinyección.</li>
	<li>Control de la placa de Petri con la mano izquierda y el micromanipulador de aguja con la derecha, llevar la aguja lo más cerca posible al sitio previsto de la microinyección, en este caso la vesícula ótica. Nota: La vesícula ótica puede ser identificada como el órgano oblongo posterior a la vista que contiene dos más pequeñas oscuras oblongas estructuras distintas (otolitos).</li>
	<li>Utilizar el controlador de micromanipulación, penetrar en el tejido objetivo (en este caso la vesícula ótica) tal que la punta de la aguja está dentro de la vesícula e inyectar el volumen preestablecido mediante el pedal de picopump. Nota: Si el tejido resiste la penetración, prueba golpeando suavemente la perilla del regulador de micromanipulación.</li>
	<li>Para liberar los embriones, flujo E3 sobre la superficie de arriba hacia abajo utilizando una pipeta de transferencia, o agitando el plato que los embriones se liberan en el E3 circundante.</li>
	<li>Transfiera los embriones a un plato de recuperación del E3 sin MS-222 con una pipeta de transferencia.</li>
</ol>9. cribado de embriones utilizando el dispositivo de la proyección de imagen de PDMS
<ol><li>Preparar el dispositivo de paso 4.7 flujo E3 (+ MS-222) a través del puerto. Esto puede hacerse utilizando una pipeta de 1000 μl o una pipeta de punta estrecha.</li>
	<li>Llenar el pozo con E3 + MS-222 hasta el aparato.</li>
	<li>Entregar 4 embriones inyectados de paso 8.7 en cada pocillo con una pipeta de transferencia. Embriones se puede previamente anestesiados si desean incubar en E3 + MS-222 1-2 min antes de la carga (paso 5.3).</li>
	<li>Utilizando una herramienta de micromanipulación (lazo del pelo o similar), acomode los embriones en las entradas de los canales de proyección de imagen en la orientación deseada (primero de cola o cefálico, dependiendo del dispositivo utilizado) y empujar parcialmente en el dispositivo (Figura 4A). Esto le ayudará a dibujar en el dispositivo de manera uniforme.</li>
	<li>Dibujar E3 a través del dispositivo desde el puerto con una pipeta o pipeta μL 1.000 hasta que los embriones son introducidos a los canales en la orientación correcta para la proyección de imagen (Figura 4B). Nota: Tenga cuidado de no aspirar los embriones más allá del punto de captura, esto dañará los embriones y cambiar su orientación.</li>
	<li>Transferir la placa de la pozo al microscopio para la proyección de imagen (figura 4).</li>
	<li>
Imagen con un microscopio fluorescente invertido.
	<ol>
<li>Ajustar magnificación seleccionando la lente adecuada. 10 X es generalmente un aumento útil para migración neutrófilo pez cebra la proyección de imagen.</li>
		<li>Ajuste intensidad fuente de luz y tiempo de exposición para cada canal de modo que cada señal es clara, pero no saturado.</li>
		<li>Captura de imágenes para cada canal. Aquí, se utilizaron proteína verde fluorescente (GFP, Ex: 470/22, Em: 525/50), rojo de Texas (TxRed, Ex: 585/29, Em: 628/32) y canales de transmisión. Imágenes multicanales pueden combinarse durante el procesamiento posterior (Figura 4B-I).</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Lieschke, G. J., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+human+disease%3A+zebrafish+swim+into+view%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Animal models of human disease: zebrafish swim into view.</a> Nat Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).</li>
<li>Dang, M., Fogley, R., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identifying+Novel+Cancer+Therapies+Using+Chemical+Genetics+and+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Exp+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Identifying Novel Cancer Therapies Using Chemical Genetics and Zebrafish.</a> Adv Exp Med Biol. 916, 103-124 (2016).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+zebrafish+book%3A+a+guide+for+the+laboratory+use+of+zebrafish+%28Danio+rerio%29%22">The zebrafish book: a guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio)</a>. , University of Oregon. (2000).</li>
<li>Benard, E. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infection+of+zebrafish+embryos+with+intracellular+bacterial+pathogens%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Infection of zebrafish embryos with intracellular bacterial pathogens.</a> J Vis Exp. (61), (2012).</li>
<li>Ellett, F., Irimia, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microstructured+Surface+Arrays+for+Injection+of+Zebrafish+Larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Microstructured Surface Arrays for Injection of Zebrafish Larvae.</a> Zebrafish. 14 (2), 140-145 (2017).</li>
<li>Bischel, L. L., Mader, B. R., Green, J. M., Huttenlocher, A., Beebe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+Entrapment+By+Restriction+Array+%28ZEBRA%29+device%3A+a+low-cost%2C+agarose-free+zebrafish+mounting+technique+for+automated+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Zebrafish Entrapment By Restriction Array (ZEBRA) device: a low-cost, agarose-free zebrafish mounting technique for automated imaging.</a> Lab Chip. 13 (9), 1732-1736 (2013).</li>
<li>Brower, K., White, A. K., Fordyce, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-step+Variable+Height+Photolithography+for+Valved+Multilayer+Microfluidic+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices.</a> J Vis Exp. (119), (2017).</li>
<li>Shao, G., Wu, J., Cai, Z., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0924424712000581">Fabrication of elastomeric high-aspect-ratio microstructures using polydimethylsiloxane (PDMS) double casting technique.</a> Sens Actuators A Phys. 178, 230-236 (2012).</li>
<li>Bhuiyan, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acinetobacter+baumannii+phenylacetic+acid+metabolism+influences+infection+outcome+through+a+direct+effect+on+neutrophil+chemotaxis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Acinetobacter baumannii phenylacetic acid metabolism influences infection outcome through a direct effect on neutrophil chemotaxis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (34), 9599-9604 (2016).</li>
<li>Henry, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PhagoSight%3A+an+open-source+MATLAB%C2%AE+package+for+the+analysis+of+fluorescent+neutrophil+and+macrophage+migration+in+a+zebrafish+model%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">PhagoSight: an open-source MATLAB® package for the analysis of fluorescent neutrophil and macrophage migration in a zebrafish model.</a> PloS one. 8 (8), e72636(2013).</li>
<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dynam%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev Dynam. 203 (3), 253-310 (1995).</li>
<li>Hemmilä, S., Cauich-Rodríguez, J. V., Kreutzer, J., Kallio, P. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S016943321201094X">Rapid, simple, and cost-effective treatments to achieve long-term hydrophilic PDMS surfaces.</a> Applied Surface Science. 258 (24), 9864-9875 (2012).</li>
<li>Masselink, W., Wong, J. C., Liu, B., Fu, J., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-cost+silicone+imaging+casts+for+zebrafish+embryos+and+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Low-cost silicone imaging casts for zebrafish embryos and larvae.</a> Zebrafish. 11 (1), 26-31 (2014).</li>
<li>Yang, F., Gao, C., Wang, P., Zhang, G. J., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fish-on-a-chip%3A+microfluidics+for+zebrafish+research%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Fish-on-a-chip: microfluidics for zebrafish research.</a> Lab Chip. 16 (7), 1106-1125 (2016).</li>
<li>Wielhouwer, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+embryo+development+in+a+microfluidic+flow-through+system%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Zebrafish embryo development in a microfluidic flow-through system.</a> Lab Chip. 11 (10), 1815-1824 (2011).</li>
<li>Shen, Y. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+student+team+in+a+University+of+Michigan+biomedical+engineering+design+course+constructs+a+microfluidic+bioreactor+for+studies+of+zebrafish+development%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">A student team in a University of Michigan biomedical engineering design course constructs a microfluidic bioreactor for studies of zebrafish development.</a> Zebrafish. 6 (2), 201-213 (2009).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+on+a+chip%3A+a+novel+platform+for+real-time+monitoring+of+drug-induced+developmental+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Zebrafish on a chip: a novel platform for real-time monitoring of drug-induced developmental toxicity.</a> PLoS One. 9 (4), e94792(2014).</li>
<li>Akagi, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniaturized+embryo+array+for+automated+trapping%2C+immobilization+and+microperfusion+of+zebrafish+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Miniaturized embryo array for automated trapping, immobilization and microperfusion of zebrafish embryos.</a> PLoS One. 7 (5), e36630(2012).</li>
<li>Akagi, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0925400512012154">Fish on chips: Microfluidic living embryo array for accelerated in vivo angiogenesis assays.</a> Sens Actuators B Chem. 189, 11-20 (2013).</li>
<li>Lin, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+mapping+of+brain-wide+activity+in+awake+and+drug-responsive+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">High-throughput mapping of brain-wide activity in awake and drug-responsive vertebrates.</a> Lab Chip. 15 (3), 680-689 (2015).</li>
<li>Noori, A., Selvaganapathy, P. R., Wilson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+in+a+microfluidic+format+using+flexible+and+compliant+channels+and+electroosmotic+dosage+control%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Microinjection in a microfluidic format using flexible and compliant channels and electroosmotic dosage control.</a> Lab Chip. 9 (22), 3202-3211 (2009).</li>
</ol>

Los autores no declaran conflictos de interés.

Aquí, describimos el uso de los dispositivos recientemente desarrollado para facilitar 2 PD pez cebra microinyección5e introducir un dispositivo de montaje libre de agarosa simple imagen conveniente de embriones. Estas herramientas destacan la utilidad de técnicas photolithographic para la fabricación de dispositivos útiles para técnicas de pez cebra.
Hemos encontrado dispositivos MSA particularmente útil para la inyección de células o partículas tienden a la agregación...

Pez cebra se han convertido en un poderoso modelo para muchos campos, de los estudios de desarrollo biología fundamental a escala genética y química pantallas1,2. Rutina manipulaciones genéticas, como la sobreexpresión del gen, caída, CRISPR/Cas9 mutagénesis y transgénesis dependen de microinyección de material genético en el zigoto unicelular, que ha llevado al desarrollo de simple, fácil de usar, comercialmente herramientas disponibles para orientar y estabilizar huevos para inyección3. Otros enfoques, como el trasplante y la infección, a menudo requieren microinyección en la posterior etapa embriones y larvas con mayor calibre capilar agujas4. Sin embargo, el uso de agujas de calibre más grandes presenta importantes retos técnicos, ya que es más difícil penetrar el tejido sin empujar o rodando el embrión. En estas condiciones, obteniendo la tensión de agua apropiada requerida para estabilizar el embrión mientras que evitar durante el procedimiento de secado es difícil y embriones no sean idealmente orientado para la inyección en el tejido diana.
Tras la microinyección, es a menudo útil embriones inyectados para seleccionar aquellos que han sido inyectados con éxito y para capturar imágenes del momento inicial de la pantalla. Para enfrentar estos desafíos, hemos desarrollado una gama de dispositivos microestructuradas que ayudan a estabilizar 2 embriones de dpf en varias orientaciones para microinyección5y para después de la inyección rápida proyección basada en imágenes.
Para obtener suficiente resolución estructural en estos dispositivos, utilizamos técnicas photolithographic. Se utilizan en las industrias microelectrónicas y más recientemente extrapolarse para la fabricación de microfluidos, estos enfoques pueden alcanzar estructuras verticales que van desde 1-1.000 μm, con una escala adecuada para manipulación de larvas y embriones de pez cebra. Todos los dispositivos fueron fabricados con polidimetilsiloxano (PDMS), que es barato, robusto físicamente, biológicamente inerte y transparente.
Arreglos de superficie microestructuradas (MSAs) fueron el formato de bloques de PDMS con una superficie modelada, análogo a los canales simple en bloques de agarosa utilizadas para microinyección de huevos. Para la investigación después de la inyección, 6 dispositivos de imágenes puede ser vestida en una placa de 6 pozos con fondo de cristal estándar. Estos dispositivos están diseñados para facilitar la carga de los embriones, mientras que el procedimiento de descarga convenientemente permite rescate de embriones específicos, facilitando imágenes evaluación enfoques de una manera más fácil de utilizar que los dispositivos desarrollado previamente por el Beebe laboratorio6.

<table><tbody><tr><td>Dow Corning Sylgard 184 Polydimethylsiloxane (PDMS)</td><td>Ellsworth Adhsives</td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td><td>Para la fundición de los dispositivos. El kit incluye monómero PDMS e iniciador</td></tr><tr><td>Agarosa de baja temperatura de gelificación</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9414-10G</td><td>Para la fundición de dispositivos de agarosa</td></tr><tr><td>PFDTS silano</td><td>Sigma Aldrich</td><td>448931-10G</td><td>Para la fundición de moldes PDMS negativos</td></tr><tr><td>Tricaína (MS-222)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E10521-10G</td><td>Para anestesiar pez cebra</td></tr><tr><td>Rodamina Dextrano 70.000 Da</td><td>ThermoFisher</td><td>D1818</td><td>Para rastrear microinyecciones</td></tr><tr><td>Leucotrieno B4 (LTB4)</td><td>Cayman Chemicals</td><td>20110</td><td>Quimioatrayente de neutrófilos</td></tr><tr><td>N-Forilmetionina-leucil-fenilalanina (fMLP)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F3506-50MG</td><td>Quimioatrayente de neutrófilos</td></tr><tr><td>15 cm Placa de Petri</td><td>Fisher scientific</td><td>08-757-148</td><td>Para fundición de la oblea maestra</td></tr><tr><td>Placas de 6 pocillos con fondo de vidrio</td><td>MatTek</td><td>P06G-0-20-F</td><td>Para dispositivos de imagen</td></tr><tr><td>Microcapilares de vidrio de borosilicato</td><td>World Scientific Instruments</td><td>TW-100-4</td><td>Para agujas de microinyección</td></tr><tr><td>Pipetas de transferencia</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z350796</td><td>Para la transferencia de embriones de pez cebra Puntas</td></tr> de <tr><td>microcargador</td><td>Fisher Scientific</td><td>E5242956003</td><td>Para cargar las agujas de microinyección</td></tr><tr><td>Punzón Harris Uni-Core de 1,5 mm</td><td>Ted Pella Inc.</td><td>15111-15</td><td>Para perforar puertos en dispositivos de imagen PDMS</td></tr><tr><td>Nº 11 Bisturí</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>10011-00</td><td>Para cortar PDMS</td></tr><tr><td>Dumont Nº 5 Pinzas</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>11252-10</td><td>Para la descorionación de embriones y la rotura de puntas de aguja de microinyección</td></tr><tr><td>Marzhauser Micromanipulador</td><td>ASI</td><td>MM33-R</td><td>Para la manipulación de aguja de microinyección</td></tr><tr><td>Soporte</td> <td>magnéticoMSC</td><td>SPI - 87242624</td><td>Para el montaje del micromanipulador</td></tr><tr><td>MPPI-3 Controlador Picopump</td><td>ASI</td><td>MPPI-3</td><td>Para controlar el volumen y la temporización de la microinyección</td></tr><tr><td>Microscopio fluorescente invertido EVOS</td><td>ThermoFisher</td><td>EVOS FL</td><td>Para obtener imágenes de embriones inyectados Microscopio</td></tr><tr><td>de disección</td><td>Nikon</td><td>SMZ745</td><td>Para la visualización de la microinyección</td></tr>, <tr><td>AutoCAD Software</td><td>Autodesk</td><td></td><td>Descargue archivos de AutoCAD desde: https://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.4282853 y en la página wiki de protocolos de la comunidad ZFIN: https://wiki.zfin.org/display/prot/ZFIN+ Protocol+Wiki &nbsp;</td></tr></tbody></table>

dispositivos microestructurados para microinyección optimizado y la proyección de imagen de larvas de pez cebra

Microstructured Devices for Optimized Microinjection and Imaging of Zebrafish Larvae

Pez cebra han emergido como un poderoso modelo de varias enfermedades humanas y una herramienta útil para una gama cada vez mayor de estudios experimentales, que abarca la biología del desarrollo fundamental a través de las pantallas genéticas y químicas a gran escala. Sin embargo, muchos experimentos, especialmente los relacionados con infección y modelos de xenoinjerto, dependen de la microinyección y la proyección de imagen de los embriones y larvas, que son técnicas laboriosas que requieren habilidades y conocimientos. Para mejorar la precisión y el rendimiento de las técnicas de microinyección actuales, hemos desarrollado una serie de dispositivos microestructuradas para orientar y estabilizar embriones de pez cebra en 2 días post fertilización (dpf) en posición ventral, dorsal o lateral antes del procedimiento. Para ayudar en la proyección de imagen de los embriones, también hemos diseñado un dispositivo simple con los canales que Oriente 4 pez cebra lateralmente en paralelo contra un cubreobjetos de vidrio. Juntos, las herramientas que presentamos aquí demuestran la efectividad de enfoques photolithographic generar dispositivos útiles para la optimización de las técnicas de pez cebra.

El enfoque descrito aquí muestra el diseño (figura 1) y la fabricación de dispositivos para el uso con 2 pez cebra de la PD, utilizando técnicas de (figura 3) litografía suave y photolithographic (figura 2). Este método permite la prueba rápida de muchas iteraciones de diseño y las modificaciones y alteraciones y optimización de dimensiones microestructura para uso con el pez cebra en otras etapas de...

Microinyección de embriones de pez cebra y larvas es una técnica difícil pero crucial en muchos modelos de pez cebra. Aquí, presentamos una gama de herramientas de microescala para ayudar en la estabilización y la orientación del pez cebra para la microinyección y la proyección de imagen.

Dispositivos microestructurados para microinyección optimizado y la proyección de imagen de larvas de pez cebra

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning ...

El objetivo general de esta metodología es hacer que la microinyección de larvas de pez cebra sea más fácil y precisa. Este método ayuda a los investigadores que utilizan sistemas modelo de pez cebra a inmovilizar larvas de pez cebra en orientaciones específicas en grandes conjuntos. La técnica permite un acceso más fácil a tejidos específicos para la microinyección y la obtención de imágenes, y es muy eficaz cuando se requiere un gran número de larvas para aplicaciones como modelos de cáncer de infección o xenoinjerto.Mis estrategias de fabricación en modelos de pez cebra son altamente complementarias. Uno es hecho por el hombre y simple. La otra es viva y compleja.Ambos comparten la misma escala de tamaño. Ambos son transparentes. Y ambos permiten observaciones con una resolución de una sola célula.Como se muestra aquí, se pueden combinar fácilmente y podrían tener aplicaciones en el estudio de prácticamente cualquier enfermedad importante. Después de preparar un bloque de PDMS en una placa de Petri cubierta por una película delgada de E-3, de acuerdo con el protocolo de texto, use una pipeta de transferencia para transferir el número requerido de embriones a la superficie del bl

microstructured-devices-for-optimized-microinjection-imaging

Research

Investigación

JoVE Journal

Developmental Biology

Biología del Desarrollo

Microinyección es un método bien establecido y eficaz para la introducción de sustancias extrañas en embriones de pez cebra fecundado. Este sentido, demuestran una sólida técnica de microinyección para la realización de la sobreexpresión de ARNm, y morpholino oligonucleótidos estudios caída de genes en el pez cebra.

Microinyección de ARNm y oligonucleótidos antisentido Morpholino en embriones de pez cebra.

Este vídeo muestra cómo morfolino o ARNm puede ser inyectado en embriones de pez cebra en el estadio de una célula para aumentar o disminuir el nivel de productos específicos de genes durante el desarrollo posterior.

Microinyección de embriones de pez cebra para analizar la función génica

Un dispositivo microfluídico simple ha sido desarrollado para realizar anestésico...

Simples dispositivos de microfluidos para<em&gt; In vivo</em&gt; Imágenes de<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; Y pez cebra

En este artículo se demuestra un método para la manipulación de la expresión génica en las células ventriculares del telencéfalo adultos de pez cebra utilizando oligonucleótidos antisentido morpholino. Se presenta este método como un protocolo eficiente y rápida que puede ser utilizado para los estudios funcionales en el cerebro de los vertebrados adultos.

Micromanipulación de la expresión génica en el cerebro de pez cebra adulto Uso Microinyección cerebroventricular de oligonucleótidos Morpholino

Obtener imágenes del comportamiento dinámico de orgánulos y otras estructuras subcelulares in vivo puede arrojar luz sobre su función en condiciones fisiológicas y de enfermedad. Aquí, presentamos métodos para marcar genéticamente dos orgánulos, centrosomas y mitocondrias, e imágenes de su dinámica en embriones vivos de pez cebra utilizando microscopía confocal y de campo amplio.

La formación de imágenes estructuras subcelulares en el embrión vivo de pez cebra

El método aquí descrito permite realizar un análisis cronológico del desarrollo de órganos en embriones de pez cebra mediante el uso de un microscopio de fluorescencia de disección capaces de realizar seccionamiento óptico y estrategias simples de reajuste para corregir la deriva focal y plana.

Análisis para el Desarrollo de riñón de pez cebra con time-lapse de uso de un microscopio de disección equipado para seccionamiento óptico

el seguimiento en directo de la retina progenitores WT individuales en los antecedentes genéticos distintos permite la evaluación de la contribución de la señalización no autónomo celular durante la neurogénesis. Aquí, una combinación de gen desmontables, la generación de quimera a través de la transferencia de embriones y la imagen de lapso de tiempo confocal in vivo se utilizó para este propósito.

En vivo de imágenes de transgénicos de la Expresión Génica en el Estimado de retina progenitores en embriones de pez cebra quiméricos para estudiar celulares Influencias no autónomos

Este manuscrito describe la zWEDGI (pez cebra herir y el dispositivo de captura para el crecimiento y la proyección de imagen), que es un dispositivo compartimentado diseñado para orientar y restringir las larvas de pez cebra. El diseño permite el corte transversal de la cola y a largo plazo colección de imágenes de alta resolución microscopia fluorescente de la cicatrización de heridas y regeneración.

Dispositivo de proyección de imagen de vivo a largo plazo para mejor manipulación Experimental de larvas de pez cebra

Este protocolo describe un enfoque para el etiquetado in toto y la imagen multidimensional del desarrollo temprano del ojo del pez cebra. Describimos el etiquetado, la incrustación y las imágenes de cuatro dimensiones (4D) utilizando microscopía confocal de barrido láser, y las consideraciones para optimizar la adquisición de conjuntos de datos para diseccionar los mecanismos de la morfogénesis de la copa óptica.

Imágenes en 4 dimensiones de la morfogénesis de la copa óptica del pez cebra

Un método innovador para fabricar dispositivos microfluídicos utilizando la laminación de tereftalato de polietileno (PET) reduce significativamente el costo y la complejidad de atrapar e obtener imágenes de múltiples embriones vivos de pez cebra.

Diseños microfluídicos de laminación de tereftalato de polietileno de bajo costo para imágenes multiplexadas de pez cebra

Aprende microinyección optimizada en larvas de Danio rerio usando dispositivos microestructurados para inmovilización precisa. Esta técnica facilita el acceso a tejidos específicos y mejora la eficiencia en estudios de infección y modelos de cáncer.

Dispositivos microestructurados para microinyección optimizado y la proyección de imagen de larvas de pez cebra

Explorar más videos