Name: Cuantificación de la distensibilidad y distensibilidad de la vena cava inferior en un modelo ovino in vivo mediante angiografía 3D (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-04-26T14:50:00.000+00:00
Duration: 7 min 53 s
Description: Aprende a cuantificar la distensibilidad venosa in vivo mediante cateterismo y angiografía 3D en un modelo ovino. Este método permite evaluar injertos vasculares para mejorar resultados en cardiopatías congénitas.

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Este trabajo contó con el apoyo de R01 HL163065 y W81XWH1810518. Extendemos nuestro agradecimiento al dedicado personal del Centro de Investigación Animal. También queremos expresar nuestro agradecimiento a Carmen Arsuaga por su inestimable experiencia y cuidado vigilante durante todo el estudio.

El protocolo del estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Instituto de Investigación Abigail Wexner del Hospital Nacional de Niños (AR22-0004). Todos los animales recibieron cuidados humanitarios de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, publicada por los Institutos Nacionales de Salud.
1. Preparación animal
<ol><li>Haga que un equipo veterinario evalúe a las ovejas 1 semana antes del cateterismo, incluido un examen físico y un análisis de los signos vitales, para garantizar que el animal pueda recibir anestesia de manera segura.</li>
	<li>Ayuna al animal durante la noche, o hasta 12 horas antes del procedimiento, para limitar el riesgo de aspiración del contenido del estómago tras la inducción de la anestesia.</li>
	<li>Presione el botón de encendido en el panel de control para encender el arco en C y el sistema de angiografía 3D (Figura 1A). Espere hasta que el sistema esté completamente cargado. NOTA: Asegúrese de que la fluoroscopia esté en pausa hasta que esté lista para tomar imágenes y de que todo el personal lleve puesto un cable protector.</li>
	<li>Prepare solución salina heparinizada para usar en el procedimiento agregando 1 mL de heparina (1,000 unidades USP/mL de concentración) a 1,000 mL de solución salina al 0.9%.</li>
	<li>Afeita el lado izquierdo del cuello y frota con alcohol. Administrar sedación inyectando una combinación de ketamina (4 mg/kg), butorfanol (0,1 mg/kg) y diazepam (0,5 mg/kg) en la vena yugular izquierda.</li>
	<li>Coloque a la oveja sedada en una cama de hospital y colóquela en decúbito esternal para la intubación. Intubar con un tubo endotraqueal (ET) de 9-14 mm, según el tamaño de la oveja, presionando la lengua y la epiglotis con un laringoscopio e insertando el tubo ET en la tráquea.</li>
	<li>Coloque la oveja en una posición lateral derecha. Conecte el tubo endotraqueal a un ventilador y ventile mecánicamente con oxígeno al 100% a 1-3 L/min.</li>
	<li>Mantener la anestesia con isoflurano inhalado al 1-3%. Ajuste la frecuencia respiratoria a 15-30 respiraciones/min y el volumen corriente final a 8-10 mL/kg.</li>
	<li>Coloque un equipo de monitoreo estándar, que incluye un manguito de presión arterial en la pata delantera derecha, una pinza para monitorear la saturación de oxígeno en el oído derecho, una sonda de temperatura en el esófago y un monitor de CO2 al final de la espiración en el tubo endotraqueal. Afeita la lana de la cara caudal de cada pezuña entre los espolones y el talón. Coloque los ganglios del electrocardiograma (ECG) y asegúrelos con cinta adhesiva.</li>
	<li>Lubrique ambos ojos aplicando una pomada oftálmica e inserte una sonda orogástrica para asegurar la evacuación de gases y alimentos.</li>
	<li>Establecer una vía intravenosa en el IJV izquierdo para permitir la administración de infusión de propofol a tasa constante (IRC) (20-40 mg∙kg-1∙h-1), líquidos de mantenimiento (10 mL∙kg-1∙h-1) y el bolo salino.</li>
	<li>Coloque la oveja en decúbito lateral izquierdo. Afeitar el lado derecho del cuello para acceder al sitio del cateterismo (Figura 2A). Limpie el área con un exfoliante de clorhexidina y alcohol.</li>
	<li>Desconéctelo del equipo de monitoreo y del ventilador y traslade las ovejas a la mesa del laboratorio de cateterismo. De nuevo, sitúe al animal en decúbito lateral izquierdo (Figura 3A).</li>
	<li>Vuelva a conectarlo al ventilador y al equipo de monitoreo (cables de ECG, sonda de temperatura, manguito de presión arterial, oxímetro de pulso).</li>
	<li>Mantener la anestesia durante el procedimiento administrando isoflurano inhalado al 1-3% con 100% deO2, y/o propofol CRI (20-40 mg∙kg-1∙h-1). NOTA: Evalúe el plano de la anestesia midiendo el movimiento del animal, la respuesta a estímulos dolorosos, la frecuencia respiratoria, la frecuencia del pulso y la presión arterial. Realice ajustes en la sedación según corresponda, como el uso de un bolo de 5 a 10 ml de propofol para inducir un plano más profundo de anestesia.</li>
	<li>Mida el ancho de la oveja en el área del corazón usando calibradores grandes. Divida el ancho por 2 para configurar el transductor de presión.</li>
	<li>Limpie asépticamente el sitio quirúrgico y cúbralo de manera estéril (Figura 2B,C).</li>
</ol>2. Cateterismo
<ol><li>Mueva el brazo en C de la posición de estacionamiento al pecho de la oveja y eleve la mesa según sea necesario. Presione los botones 7 y 3 en el panel de control y luego mantenga presionado el botón Inicio para usar los ajustes preprogramados para posicionar automáticamente la mesa y el arco en C en el lado izquierdo de la mesa (Figura 1A).</li>
	<li>Acceda al IJV correcto con una aguja de micropunción de 21 G y una jeringa Luer Slip de 10 cc; acceder al IJV en dirección craneal/caudal a través de la piel mientras tira hacia atrás del émbolo de la jeringa. Asegúrese de que se aspire sangre para confirmar que la aguja está en el vaso (Figura 2A, B).</li>
	<li>Desconecte con cuidado la jeringa mientras sostiene la aguja firmemente.</li>
	<li>Inserte una guía de alambre de acero inoxidable (SS) de 0.018 pulgadas a través de la aguja en el recipiente aproximadamente hasta la mitad. Retire la aguja de la parte superior del alambre de acero inoxidable.</li>
	<li>Coloque un dilatador de 5 French (Fr) sobre el alambre de acero inoxidable y dentro del vaso. Retire la pieza interior del dilatador y el alambre de acero inoxidable. Introduzca una guía de 0,038 pulgadas a través del dilatador en el vaso hasta aproximadamente la mitad y retire el dilatador.</li>
	<li>Use un bisturí de 11 hojas para cortar la piel por encima de la vena por donde entra el alambre. Introduzca una funda de 9 Fr sobre la guía y dentro del recipiente. Retire la sección interior de la funda y la guía.</li>
	<li>Confirme la colocación correcta de la vaina aspirando sangre y luego enjuagando la vaina con solución salina heparinizada.</li>
	<li>Repita los pasos 2.2-2.7 de modo que queden dos vainas de 9 Fr en el IJV derecho.</li>
	<li>Administrar 150 U/kg de heparina por vía intravenosa para prevenir la formación de coágulos.</li>
	<li>Utilice el pedal para iniciar la fluoroscopia (Figura 1B). Inserte un catéter Judkins Right (JR) a través de la vaina, siguiendo la VCI torácica a través del diafragma hasta la VCI abdominal.</li>
	<li>Pase un alambre de Rosen a través del catéter JR hasta que llegue a la VCI abdominal y la punta salga del catéter JR. Mientras sostiene el alambre Rosen en su lugar, retire suavemente el catéter JR.</li>
	<li>Repita los pasos 2.10-2.11 con la segunda funda.</li>
	<li>Pase un catéter Multitrack de 7 Fr sobre cada alambre Rosen.</li>
	<li>Bajo la guía de fluoroscopia, coloque un catéter angiográfico multipista en la VCI abdominal para la inyección de contraste.</li>
	<li>Mediante fluoroscopia, coloque otro catéter angiográfico multipista en la región específica de interés (p. ej., el centro del injerto) para medir la presión (Figura 2C).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig01.jpg"> Figura 1: Panel de control. (A) Panel de control del sistema de angiografía 3D (B) Pedales de fluoroscopia <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig02v3.jpg"> Figura 2: Cateterismo animal. (A) El sitio quirúrgico clave, preparado para el cateterismo. (B) Técnica para visualizar la vena yugular interna derecha (flechas negras). (C) Se colocan dos catéteres angiográficos multipista a través de la vena yugular interna derecha (flecha azul: medición de la presión en el injerto; flecha roja: inyección de contraste en la VCI abdominal; flecha blanca: alambres rígidos). Abreviatura: IVC = vena cava inferior. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig02largev2.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
3. Recopilación de los datos previos
<ol><li>Conecte la multipista centrada en la región de interés al transductor de presión mediante una llave de paso de tres vías. Con la llave de paso abierta a la multipista, tire hacia atrás con una jeringa de 10 ml hasta que se eliminen las burbujas de aire y se vea sangre.</li>
	<li>Con la jeringa de 10 ml volteada al revés, devuelva la sangre a las ovejas con cuidado de no empujar el aire de regreso a la multipista. Enjuague la multipista con solución salina heparinizada.</li>
	<li>Gire la posición de apagado de la llave de paso a la jeringa para que el transductor de presión y la multipista estén abiertos entre sí.</li>
	<li>Prepare el inyector de contraste agregando un agente de contraste. El volumen mínimo para una angiografía 3D es de 60 mL y el contraste total no puede exceder los 5 mL/kg o 250 mL.</li>
	<li>Conecte el inyector de contraste a la multipista centrada en la VCI abdominal. Con el inyector de contraste, gire la perilla lentamente en sentido contrario a las agujas del reloj para extraer las burbujas de aire de la multipista hasta que se vea sangre. Gire la perilla en el sentido de las agujas del reloj para empujar el contraste hacia adelante lentamente en la multipista.</li>
	<li>Utilice la fluoroscopia para confirmar cuándo el contraste ha alcanzado la punta de la multipista.</li>
	<li>Tome el contraste total utilizado para la angiografía 3D y divídalo por 5 para obtener mL/s. Establezca el aumento de velocidad en 0 y 600 psi.</li>
	<li>Configure el arco en C en el modo preprogramado haciendo clic en el botón Programa en la parte superior derecha de la pantalla y el botón 3D DSA 110 de 8'' (angiografía 3D con un SID de 110 cm y vista de campo a 8 pulgadas).</li>
	<li>Aleje todos los objetos y personas de la parte delantera o lateral de la mesa. Inicie el programa C-Arm haciendo clic en el botón numerado 3 en el panel de control. Coloque la región objetivo (por ejemplo, injerto medio) en el centro del plano x-y (Figura 3A-C).</li>
	<li>Avance al segundo programa haciendo clic en el botón numerado 4 en el panel de control. Ajuste la altura de la tabla en consecuencia para centrar la región de interés.</li>
	<li>Presione el botón número 5 y tome la imagen de prueba.</li>
	<li>Pruebe previamente el rango de movimiento del arco en C haciendo clic en el botón Confirmar condiciones | Inicio (Figura 3D,E).</li>
	<li>Pida al anestesiólogo que mantenga la ventilación y tome una angiografía rotacional 3D con inyección de contraste iniciando el programa con el pedal de adquisición central. Al mismo tiempo, mida y registre la presión media de la región objetivo.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig03.jpg"> Figura 3: Posición del brazo en C y rango de movimiento. (A) Posicionamiento de las ovejas para el inicio del procedimiento (B) Primera posición para el programa de angiografía 3D (C) Brazo C movido en el eje xy (D) Brazo C movido en el eje z (E) Brazo C completando la prueba-giro con rango completo de movimiento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
4. Administración del bolo salino y recogida de datos
<ol><li>Preparación 20 mL/kg de solución salina al 0,9%.</li>
	<li>Para preparar la bolsa presurizada en bolo, agregue una bolsa de 1,000 mL de solución salina al 0.9% en una unidad de bolsa presurizada. Utilice una segunda unidad si es necesario para alcanzar el volumen total a administrar.</li>
	<li>Apriete la bombilla de inflado hasta que el manómetro suba a la zona verde, inmediatamente antes de la línea roja (presión 250-300 mmHg). Enjuague la solución salina a través de la línea y elimine las burbujas de aire.</li>
	<li>Conecte la bolsa de solución salina presurizada a una funda de 9 Fr y mantenga 250-300 mmHg para mantener una velocidad constante del bolo. Deje que fluya hasta que la oveja haya recibido un bolo equivalente a 20 mL/kg o hasta que la presión media alcance los 15 mmHg.</li>
	<li>Mientras el bolo fluye, registre las presiones intravasculares de la región diana cada minuto.</li>
	<li>Tenga el arco en C listo para una segunda angiografía rotacional en 3D repitiendo los pasos 3.9-3.12. Tan pronto como termine el bolo, antes de que la presión comience a disminuir, tome la segunda angiografía 3D y la medición simultánea de la presión intravascular iniciando como se describe en el paso 3.13.</li>
</ol>5. Recuperación
<ol><li>Después de completar la imagen, vuelva a colocar el arco en C en la posición de estacionamiento preprogramada ingresando el número 77 y manteniendo presionado el botón de inicio hasta que el arco en C se posicione.</li>
	<li>Retire los catéteres de angiografía multipista y los alambres Rosen.</li>
	<li>Retire ambas vainas mientras aplica presión directa sobre los sitios de inserción con un parche de hemostasia durante al menos 7 minutos para detener el sangrado.</li>
	<li>Envuelva un rollo de gasa estéril alrededor de los parches y el cuello de manera que la envoltura esté segura para mantener la presión, pero no demasiado apretada para correr el riesgo de cortar la circulación o impedir la respiración.</li>
	<li>Apague los anestésicos (isoflurano y/o propofol CRI).</li>
	<li>Mantenga a las ovejas en el ventilador con 100% deO2 hasta que respiren constantemente por sí mismas. NOTA: Las señales de que la oveja se está despertando incluyen movimiento, parpadeo, respuesta a estímulos dolorosos, tono de la mandíbula o intentos de masticar, y respiración sin la ayuda de un ventilador.</li>
	<li>Una vez que la oveja sea capaz de respirar por sí misma, extubar (retirar la sonda endotraqueal) y retirar la sonda orogástrica.</li>
	<li>Retire todo el equipo de monitoreo y transfiera a las ovejas a una cama de hospital. Muévalo de regreso a la habitación de la vivienda.</li>
	<li>Ayude a las ovejas a permanecer en decúbito esternal o cuando intenten ponerse de pie hasta que la oveja pueda mantener el equilibrio por sí misma. Evita que se topen con las paredes.</li>
	<li>Una vez que parezcan lo suficientemente despiertos, dele pequeñas cantidades de heno o grano.</li>
</ol>6. Análisis de datos
<ol><li>Exporte los datos originales de angiografía 3D sin procesar del software de imágenes de angiografía en formato de archivo DICOM.</li>
	<li>Inicie el software de visualización DICOM. Arrastre y suelte el archivo de angiografía 3D en el visor para abrirlo (Figura 4A).</li>
	<li>Dentro del software de visualización DICOM, seleccione la herramienta 3D MPR (reconstrucción multiplanar) para generar una vista reconstruida en 3D de los datos de la angiografía. Esto presentará tres vistas 2D distintas desde tres ángulos diferentes: planos axial, sagital (Figura 4B) y coronal (Figura 4C).</li>
	<li>Ajuste la ubicación y la orientación de la región objetivo en los planos sagital y coronal para lograr la posición vertical deseada colocando la región objetivo en el centro y girando la dirección de las líneas de referencia en cada plano con una herramienta manual (Figura 4D).</li>
	<li>Utilice la herramienta de lápiz dentro del visor DICOM para delinear la pared del recipiente en la vista axial de la región objetivo (Figura 4E). El software calcula y muestra automáticamente tanto el área como el perímetro (circunferencia) de la región en el centro de la vista axial.</li>
	<li>Utilice la ecuación (1) para calcular el cumplimiento, donde A es el área de la sección transversal (cm2) y P es la presión (mmHg): <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66724/66724eq01.jpg" style="margin: auto;">(1)</li>
	<li>Emplee la ecuación (2) para calcular la distensibilidad donde C es la circunferencia (cm) y P es la presión (mmHg): <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/66724/66724eq02.jpg" style="margin: auto;">(2)</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig04.jpg"> Figura 4: Análisis de datos en el visor DICOM. (A) Datos brutos de angiografía 3D cargados en el visor DICOM. (B) La sección sagital del injerto. C) La sección coronal. (D) Se visualiza una sección transversal real después de ajustar el ángulo en las secciones sagital y coronal. (E) La herramienta de lápiz se utiliza para delinear el vaso objetivo para realizar mediciones de la circunferencia y el área de la sección transversal. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Angiografía 3D para la evaluación de la distensibilidad venosa en ovejas

<ol><li>Hagler, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fate+of+the+Fontan+connection%3A+Mechanisms+of+stenosis+and+management%5BTitle%5D)+AND+%22Congenit+Heart+Dis%22%5BJournal%5D)">Fate of the Fontan connection: Mechanisms of stenosis and management.</a> Congenit Heart Dis. 14 (4), 571-581 (2019).</li>
<li>Nezerati, R. M., Eifert, M. B., Dempsey, D. K., Cosgriff-Hernandez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrospun+vascular+grafts+with+improved+compliance+matching+to+native+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+B+Appl+Biomater%22%5BJournal%5D)">Electrospun vascular grafts with improved compliance matching to native vessels.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 103 (2), 313-323 (2015).</li>
<li>Bates, O., Semple, T., Krupickova, S., Bautisa-Rodriguez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Case+report+of+a+Gore-Tex+TCPC+conduit+dissection+causing+severe+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J+Case+Rep%22%5BJournal%5D)">Case report of a Gore-Tex TCPC conduit dissection causing severe stenosis.</a> Eur Heart J Case Rep. 5 (11), 1-6 (2021).</li>
<li>Sathananthan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+importance+of+Fontan+Circuit+thrombus+in+the+adult+population%3A+Significant+association+with+increased+risk+of+cardiovascular+events%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Clinical importance of Fontan Circuit thrombus in the adult population: Significant association with increased risk of cardiovascular events.</a> Can J Cardiol. 35 (12), 1807-1814 (2019).</li>
<li>Kumar, P., Bhatia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Computed+tomography+in+the+evaluation+of+Fontan+Circulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Computed tomography in the evaluation of Fontan Circulation.</a> J Cardiovasc Imaging. 29 (2), 108-122 (2021).</li>
<li>Abbott, W. M., Megerman, J., Hasson, J. E., L'Italien, G., Warnock, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+compliance+mismatch+on+graft+patency%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Effect of compliance mismatch on graft patency.</a> J Vasc Surg. 5 (2), 376-382 (1987).</li>
<li>Weston, M. W., Rhee, K., Tarbell, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compliance+and+diameter+mismatch+affect+the+wall+shear+rate+distribution+near+an+end-to-end+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Compliance and diameter mismatch affect the wall shear rate distribution near an end-to-end anastomosis.</a> J Biomech. 29 (2), 187-198 (1996).</li>
<li>Ballyk, P. D., Walsh, C., Butany, J., Ojha, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compliance+mismatch+may+promote+graft-artery+intimal+hyperplasia+by+altering+suture-line+stress%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Compliance mismatch may promote graft-artery intimal hyperplasia by altering suture-line stress.</a> J Biomech. 31 (3), 229-237 (1997).</li>
<li>Lemson, M. S., Tordoir, J. H. M., Daemen, M. J. A. P., Kitslaar, P. J. E. H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intimal+hyperplasia+in+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Vasc+Endovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Intimal hyperplasia in vascular grafts.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 19 (4), 336-350 (2000).</li>
<li>Blum, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+vascular+grafts+transform+into+autologous+neovessels+capable+of+native+function+and+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Commun+Med%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered vascular grafts transform into autologous neovessels capable of native function and growth.</a> Commun Med. 2, 3(2022).</li>
<li>Turner, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+vascular+grafts+are+resistant+to+the+formation+of+dystrophic+calcification%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered vascular grafts are resistant to the formation of dystrophic calcification.</a> Nat Commun. 15, 2187(2024).</li>
</ol>

Este estudio fue patrocinado en parte por Gunze Ltd.

La distensibilidad y la distensibilidad son propiedades clave para la función de los vasos sanguíneos, que sirven como indicadores de posibles complicaciones e intervenciones. Cuantificar y comparar con precisión los cambios en estos parámetros es importante para evaluar la eficacia del injerto. Nuestro método in vivo supera las limitaciones del análisis ex vivo y mantiene resultados comparables. Comparando nuestros datos in vivo con los datos ex vivo presentados por Blum et al., ambos métodos demuestran marcadas diferencias entre el material de injerto sintético de interés y la veta nativa10. La significación estadística fue limitada por el bajo tamaño de la muestra. A pesar de centrarse en un conducto de injerto diferente, encontramos que los protocolos son científicamente comparables en lo que respecta a la producción de datos, siendo preferible el método in vivo por las razones mencionadas anteriormente.
Varios pasos críticos en este procedimiento exigen una atención cuidadosa, particularmente en la inserción del catéter y la administración del bolo. Si el acceso a la vena resulta difícil, puede ser beneficioso ajustar el ángulo de la cabeza de la oveja o usar ayudas de posicionamiento. La colocación del catéter JR en el área precisa de interés se puede facilitar mediante el uso de un cable deslizante. Otro paso crítico puede ocurrir al cambiar las bolsas de solución salina debido a un gran requerimiento de bolo. Un cambio rápido es esencial para evitar fluctuaciones significativas de la presión intravascular. Para evitar este problema, preparamos ambas bolsas de solución salina para que coincidieran exactamente con el volumen necesario y conectamos ambas a la funda con una llave de paso. Antes del inicio del bolo, presurizamos ambas bolsas, reduciendo el tiempo requerido para la transición del flujo de una bolsa a la otra. Es crucial mantener un enfoque eficiente en el tiempo, ya que los períodos prolongados de anestesia pueden afectar negativamente la recuperación de las ovejas.
Es fundamental probar el alcance del arco en C antes de iniciar el protocolo. Al probar el arco en C, asegúrese de que centre la región de interés con precisión. Reposicionar el arco en C correctamente garantizará una visualización completa del área de interés en la imagen final. El tiempo es fundamental para obtener una imagen del bolo de manera efectiva. Inicie la secuencia de imágenes tan pronto como se vacíe la bolsa presurizada. Asegurarse de que el giro de prueba del arco en C se realice antes de administrar líquido puede ayudar a detectar este momento crítico. 
Cabe destacar que las imágenes de angiografía 2D no son un sustituto adecuado de la angiografía 3D. Las ecuaciones de distensibilidad y distensibilidad requieren valores precisos de área y circunferencia de la sección transversal, que las imágenes 2D no pueden proporcionar debido a los ángulos naturales de los vasos y las variaciones en la morfología. La ecografía intravascular, aunque se considera, es técnicamente desafiante y carece de capacidad de ajuste posterior a la captura.
Este método es actualmente aplicable a la vasculatura venosa y requerirá modificación antes de ser aplicado a la circulación arterial. Las aplicaciones potenciales de este método incluyen la comparación de materiales trasplantados o injertados en el sistema venoso, así como la evaluación longitudinal de los cambios en el cumplimiento asociados con el envejecimiento. Antes de la administración de un bolo líquido, el método actual que utiliza la angiografía 3D no eliminaba el efecto de la pulsatilidad de la VCI de los latidos del corazón.

Los pacientes con anomalías cardíacas críticas requieren cirugía reconstructiva. La mayoría de las operaciones reconstructivas requieren el uso de materiales protésicos, incluidos los injertos vasculares. Los posibles conductos para salvar este espacio incluyen materiales sintéticos o biológicos. Inicialmente, los homoinjertos se utilizaron como conducto de Fontán, pero desde entonces se han abandonado debido a una alta incidencia de calcificación e incidentes de fase aguda1. En la actualidad, se utilizan injertos vasculares sintéticos derivados de polímeros inorgánicos. Sigue existiendo el reto de que estos injertos son menos dóciles que el vaso nativo en el que se implantan y tienen complicaciones a largo plazo, como estenosis, oclusión y calcificación 1,2,3,4,5.
La estructura de los injertos vasculares sintéticos se presta a la resistencia mecánica a la tracción, lo que lleva a su distensibilidad invariablemente menor en comparación con el tejido nativo2. La distensibilidad vascular, que define el cambio de volumen del vaso sobre un cambio en la presión, sirve como indicador de la capacidad de respuesta de un vaso a las cargas mecánicas. La diferencia entre el material del injerto y las propiedades del vaso nativo crea un desajuste de cumplimiento, que se ha demostrado que interrumpe los patrones de flujo sanguíneo, lo que resulta en áreas de recirculación y separación de flujo 2,6,7,8,9. Este fenómeno altera el esfuerzo cortante en la pared endotelial e induce hiperplasia íntima 2,7,8,9. Tales respuestas pueden conducir a complicaciones relacionadas con el injerto, que requieren reemplazo o reintervención del injerto6.
Dado que la distensibilidad vascular asume un papel clave en la determinación de los resultados del injerto, la medición precisa de esta propiedad es esencial. El estándar de oro actual para medir la distensibilidad vascular son las pruebas mecánicas biaxiales tubulares ex vivo . Este método consiste en extirpar un injerto o vaso de interés, conectarlo a tubos de látex y presurizarlo para evaluar el comportamiento circunferencial de tensión-estiramiento a través de varias presiones. La conformidad se determina comparando la presión con una medición del diámetro interior10. Sin embargo, los métodos ex vivo tienen algunas desventajas. Al evaluar la funcionalidad de los injertos implantados mediante el método ex vivo , es necesario sacrificar los animales y explantar los injertos, lo que imposibilita la realización de exámenes prolongados. Por lo tanto, hemos desarrollado un protocolo de medición de cumplimiento in vivo .
Nuestro grupo se centra en el desarrollo de injertos vasculares de ingeniería tisular (TEVG) para su uso en la cirugía de Fontan con el fin de mejorar el defecto cardíaco congénito del síndrome del corazón izquierdo hipoplásico (HLHS). Los avances recientes en el campo de la cirugía cardíaca congénita han mejorado los resultados postoperatorios, lo que ha llevado a una mayor esperanza de vida. Esto hace que las propiedades a largo plazo y el éxito del conducto vascular implantado sean cada vez más cruciales. Actualmente, no existe un modelo animal de HLHS, por lo que evaluamos nuestros injertos en un modelo de injerto de interposición acelerada de vena cava inferior (IVC) de animales grandes. Si bien este modelo no intenta crear el flujo de la circulación de Fontan, recapitula efectivamente las condiciones hemodinámicas únicas. Nuestro uso reciente de este protocolo in vivo demostró diferencias significativas en el cumplimiento del injerto entre nuestro TEVG y los injertos convencionales de politetrafluoroetileno expandido (PTFE)11. Como este estudio previo no se centró en la metodología, hemos realizado experimentos adicionales que detallan este novedoso método in vivo .
Implantamos el injerto sintético que actualmente sirve como estándar de atención, compuesto por politetrafluoroetileno expandido (PTFE), en animales de estudio de ovejas Dorset y lo comparamos con la VCI nativa en animales de control ingenuos quirúrgicamente. Este protocolo se realizó en el grupo de PTFE 5-7 años después de la implantación de un conducto de PTFE y animales control no operados de diferentes edades. Por lo tanto, en las secciones posteriores que describen el protocolo y los resultados representativos, ocasionalmente nos referiremos a la región de interés como, por ejemplo, la región media del injerto (injerto medio) del injerto de interposición IVC.
Este protocolo nos permite analizar la conformidad in vivo del conducto de PTFE, conocido por ser no conforme a largo plazo, con la veta nativa. Se optó por comparar el material clínico estándar, PTFE, con la vena nativa no operada. Seleccionamos un punto de tiempo a largo plazo porque se sabe que el conducto de PTFE sigue siendo inconforme y es propenso a calcificarse, lo que reduce aún más su cumplimiento11. Se optó por realizar todas las comparaciones in vivo, ya que los cambios hemodinámicos sistémicos se reflejan con precisión en las mediciones obtenidas mediante métodos in vivo. A partir de esta comparación, encontramos que este protocolo es capaz de confirmar la no conformidad del PTFE y obtener medidas de la distensibilidad venosa in vivo de una manera segura y reproducible. Este método se ha implementado con éxito en un estudio publicado para demostrar diferencias estadísticamente significativas entre los conductos de PTFE y los injertos vasculares de ingeniería tisular (TEVG) in vivo11.
El objetivo general de este protocolo es calcular la distensibilidad y la distensibilidad de la VCI torácica en un modelo de animal grande ovino utilizando mediciones in vivo de un procedimiento de supervivencia. Para ello, visualizamos y medimos los cambios en la circunferencia y el área transversal de la VCI torácica a un bolo líquido. Medimos simultáneamente el cambio intravascular en la presión y utilizamos estas mediciones para calcular la distensibilidad y la distensibilidad. El uso de imágenes de angiografía 3D nos permite múltiples ventajas, incluida la capacidad de ajustar la vista de la imagen después de la captura para garantizar que nuestras mediciones se tomen de una sección transversal de la vena, así como permitirnos medir múltiples ubicaciones a lo largo del vaso. Las tres áreas de interés en este estudio fueron la región del injerto medio, así como los dos sitios de anastomosis adyacentes del injerto de PTFE y las áreas comparables en la VCI nativa. Al realizar experimentos in vivo, existen ventajas en la evaluación de la funcionalidad de los injertos dentro del flujo real de sangre y rodeados de tejidos y órganos. Se cree que las mediciones obtenidas a través de este método reflejan la funcionalidad real de los injertos en un organismo vivo.
El protocolo se divide en seis secciones principales que incluyen la preparación previa al procedimiento de las ovejas, el cateterismo, la recopilación de datos iniciales previos al bolo, la recopilación de datos del estudio, la recuperación de los animales y el análisis de datos. En la sección de preparación de animales, discutimos la sedación, el inicio de la anestesia y la colocación del equipo de monitoreo utilizado durante el procedimiento de cateterismo. En la segunda sección, explicamos el proceso de colocación de las dos vainas del catéter necesarias para la adquisición de datos. Para este protocolo, ambas vainas se colocan en la vena yugular interna derecha (IJV) para permitir la introducción de dos catéteres multipista en el vaso. Uno se colocará en la región de interés para registrar el cambio en la presión, y el otro se colocará más abajo en la vena para la inyección de contraste. Una vez colocados los catéteres, se toma un angiógrafo 3D prebolo basal para comparar. La recopilación de datos del estudio comienza con la preparación del bolo de solución salina en un sistema de bolsa presurizada para su administración, el suministro al bolo de solución salina con el registro de las presiones intravasculares y la toma de la angiografía 3D posterior al bolo. A continuación, describimos el proceso para facilitar la recuperación de las ovejas después del protocolo. Por último, se discute el método para obtener las imágenes y mediciones transversales adecuadas para el análisis y la comparación estadística.

<table><tbody><tr><td>0.035" x 260 cm Guía de alambre curvo Rosen</td><td>Cook Medical</td><td>G01253</td><td>Guía para sujetar la colocación de cateterismos de intercambio (Multi-pista, IVUS, etc)</td></tr><tr><td>0.035"x 150 cm Glidewire</td><td>Terumo</td><td>GR3507</td><td>Guía para cateterismo JR</td></tr><tr><td>Cloruro de sodio al 0,9% solución salina</td><td>Baxter Healthcare Corporation</td><td>NCH pharmacy</td><td>Para diluir norepinferina, control de presión</td></tr><tr><td>10.0 Tubo endotraqueal</td><td>Coviden</td><td>86117</td><td>Para asegurar las vías respiratorias</td></tr><tr><td>Catéter intravenoso de 16 G</td><td>BD 382259</td><td></td><td>Para administrar líquidos y medicamentos anestésicos</td></tr><tr><td>Catéter intravenoso de 22 G</td><td>BD</td><td>381423</td><td>Para la presión arterial invasiva</td></tr><tr><td>5Fr x .35" JR2.5</td><td>Cook Medical&nbsp;</td><td>G05035</td><td>Guía para alambre rosado</td></tr><tr><td>70% alcohol isopropílico</td><td>Aspen Vet</td><td></td><td>11795782 Solución limpiadora tópica</td></tr><tr><td>7Fr x 100 cm</td><td>Multipista B. Braun</td><td>615001</td><td>Colector de presión, administración de contraste a la localización intravascular específica</td></tr><tr><td>Vaina introductora 9Fr Terumo</td><td></td><td>RSS901</td><td>Catéter de acceso a través de la piel hasta el vaso para que los cables pasen a través del</td></tr><tr><td>cartucho ACT</td><td>Abbot Diagnostics</td><td>03P86-25</td><td>Tiempo de coagulación activado</td></tr><tr><td>Jeringa angiográfica con pico de llenado</td><td>Guerbet</td><td>900103S</td><td>Para inyector de contraste</td></tr><tr><td>Decantador de bolsas</td><td>Advance Medical Designs, LLC</td><td>10-102</td><td>Punciones Bolsa de solución salina para verter y llenar un recipiente estéril con solución salina</td></tr><tr><td>Butorfanol</td><td>Zoetis</td><td>NCH</td><td>farmacia Fármaco sedante: Concentración 10 mg/mL, Dosis 0,1 mg/kg</td></tr><tr><td>Paquete de investigación de cateterismo</td><td>Cardinal Health</td><td>SAN33RTCH6</td><td>Paquete de cateterán con suministros varios</td></tr><tr><td>Cetacaya</td><td>Cetylite</td><td>220</td><td>Spray anestésico tópico</td></tr><tr><td>Chloraprep</td><td>BD</td><td>930825</td><td>Solución de limpieza tópica</td></tr><tr><td>Solución de clorhexidina al 2%</td><td>Vedco INC</td><td>VINV-CLOR-SOLN</td><td>Solución de limpieza tópica</td></tr><tr><td>Conform venda elástica</td><td>Coviden</td><td>2232</td><td>Vendaje para el cuello para evitar hemorragias</td></tr><tr><td>Tubo de conexión</td><td>Deroyal</td><td>77-301713</td><td>Conecta el puerto en T a las líneas de fluido/fármaco</td></tr><tr><td>Diazepam</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>NCH pharmacy</td><td>Medicamento sedante: Concentración 5 mg/mL, Dosis 0,5 mg/kg</td></tr><tr><td>Puntos de control de electrocardiograma</td><td>3M</td><td>2570</td><td></td></tr><tr><td>Set de administración de líquidos</td><td>Alaris</td><td>2420-0007</td><td></td></tr><tr><td>Set de calentamiento de fluidos</td><td>Carefusion</td><td>50056</td><td></td></tr><tr><td>Parche Hemcon Tricol</td><td>Biomedical</td><td>1102</td><td>Parche para hemostasia</td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Hospira, Inc</td><td>NCH</td><td>farmacia Angicoagulante: 1.000 unidades USP/mL</td></tr><tr><td>Infinix-i INFX-8000C</td><td>Toshiba Medical Systems</td><td>2B308-124EN*E</td><td>Sistema de angiografía intervencionista</td></tr><tr><td>Transductor</td> <td>de presión invasivoMedline</td><td>23DBB538</td><td>Para la presión arterial invasiva</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Baxter Healthcare Corporation</td><td>NCH farmacia</td><td>Anestésico utilizado en la sala de preparación</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>NCH farmacia</td><td>Sedación droga: Concentración 100 mg/mL, Dosis 4 mg/kg</td></tr><tr><td>Jalea lubricante</td><td>MedLine</td><td>MDS0322273Z</td><td>tubo ET lubricante</td></tr><tr><td>Micropuncture Introductor</td> Set<td>Cook Medical</td><td>G47945</td><td>Acceso a través de la piel al vaso</td></tr><tr><td>Aguja y jeringas</td><td>Cardinal Health</td><td>309604</td><td>Para sedación</td></tr><tr><td>Inyección de bitartrato de norepinferina, USP</td><td>Baxter Healthcare Corporation</td><td>NCH farmacia</td><td>1 mg/mL</td></tr><tr><td>Optiray 320</td><td>Liebel-Flarsheim Company, LLC</td><td>NCH farmacia</td><td>Contrast&nbsp;</td></tr><tr><td>Optixcare</td><td>Aventix</td><td>OPX-4252</td><td>Lubricante corneal</td></tr><tr><td>OsiriX MD</td><td>Pixmeo</td> <td>SARL-DICOM</td> <td>Software de visualización y análisis</td></tr><tr><td>Bolsa infusora de presión</td><td>Carefusion</td><td>64-10029</td><td>Para mantener la presión arterial invasiva</td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Fresenius Kabi</td><td>NCH farmacia</td><td>Fármaco anestésico: Concentración 10 mg/mL, Dosis 20-45 mg&middot; kg-1&middot; h-1</td></tr><tr><td>Sutura de seda 3-0</td><td>Ethicon</td><td>C013D</td><td>Para asegurar el catéter intravenoso&nbsp;</td></tr><tr><td>Camilla SoftCarry</td><td>Cuatro banderas sobre el</td> tubo estomacal <td>Aspen SSTR-4</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Jorgensen Lab, INC</td><td>J0348R</td><td>Para liberar jugos gástricos y gases y prevenir la hinchazón</td></tr><tr><td>Puerto en T</td><td>Medline</td><td>DYNDTN0001</td><td>Se conecta al catéter intravenoso</td></tr><tr><td>Bolsa de drenaje de orina</td><td>Coviden</td><td>3512</td><td>Se conecta a la sonda estomacal para recoger los jugos gástricos</td></tr><tr><td>Manta térmica</td><td>Laboratorio Jorgensen, INC</td><td>J1034B</td><td></td></tr></tbody></table>

cuantificación de la distensibilidad y distensibilidad de la vena cava inferior en un modelo ovino in vivo mediante angiografía 3d

Quantifying Inferior Vena Cava Compliance and Distensibility in an In Vivo Ovine Model Using 3D Angiography

Los injertos vasculares sintéticos superan algunos desafíos de los aloinjertos, autoinjertos y xenoinjertos, pero a menudo son más rígidos y menos flexibles que el vaso nativo en el que se implantan. La coincidencia de la distensibilidad con el vaso nativo está emergiendo como una propiedad clave para el éxito del injerto. El estándar de oro actual para evaluar la conformidad de los buques implica la escisión del buque y las pruebas mecánicas biaxiales ex vivo . Desarrollamos un método in vivo para evaluar la distensibilidad y distensibilidad venosa que refleja mejor la fisiología natural y tiene en cuenta el impacto de un cambio de presión causado por el flujo de sangre y por cualquier cambio morfológico presente. 
Este método está diseñado como un procedimiento de supervivencia, lo que facilita los estudios longitudinales y reduce potencialmente la necesidad de uso animal. Nuestro método consiste en inyectar un bolo de solución salina de 20 mL/kg en la vasculatura venosa, seguido de la adquisición de angiografías 3D pre y post bolo para observar las alteraciones inducidas por el bolo, simultáneamente con las mediciones de la presión intravascular en las regiones diana. A continuación, podemos medir la circunferencia y el área de la sección transversal del vaso antes y después del bolo. 
Con estos datos y la presión intravascular, somos capaces de calcular la distensibilidad y la distensibilidad con ecuaciones específicas. Este método se utilizó para comparar la distensibilidad y distensibilidad de la vena cava inferior en ovejas nativas no operadas con el conducto de ovejas implantadas con un injerto de politetrafluoretileno expandido (PTFE) a largo plazo. Se encontró que el vaso nativo era más distensible y distensible que el injerto de PTFE en todas las localizaciones medidas. Concluimos que este método proporciona de manera segura mediciones in vivo de la distensibilidad y distensibilidad de las venas.

Hemos realizado con éxito este procedimiento con más de 25 ovejas. Es importante destacar que no hubo casos de morbilidad y mortalidad relacionados con este procedimiento. Todas las ovejas exhibieron recuperaciones sin complicaciones. Estos resultados representativos se obtuvieron de tres ovejas a las que se les implantaron injertos de PTFE y tres ovejas autóctonas no operadas. En la Figura 5 se muestran las mediciones de la presión intravascular tomadas de ambos grupos de animales de estudio durante el protocolo. Estos valores son importantes para los cálculos de distensibilidad y distensibilidad, pero también para demostrar la seguridad de este protocolo, ya que mantenemos el cambio en la presión intravascular por debajo de 15 mmHg.
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig05.jpg"> Figura 5: Presiones intravasculares para ecuaciones de distensibilidad y distensibilidad. (A) Representación gráfica de las mediciones de presión intravascular absoluta tomadas en el área del injerto medio, o el área correspondiente del vaso nativo, durante el curso de la administración del bolo. (B) Tabla resumen de los cambios en la presión intravascular para cada animal de estudio. Estos valores se utilizaron en los cálculos de conformidad y distensibilidad. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
Las figuras 6A, B son imágenes representativas de las mediciones del visor DICOM en los grupos nativo y PTFE. La figura demuestra el cambio en la circunferencia observado en las ovejas nativas en respuesta al bolo, que no se observa en el grupo de PTFE. A partir de las mediciones, se calculó la distensibilidad y la distensibilidad, que se presentan en la Figura 6C. A continuación, estos valores se graficaron y analizaron estadísticamente. La comparación de la distensibilidad y la distensibilidad entre las ovejas autóctonas y las ovejas de PTFE demuestra que los vasos de ovejas autóctonas son más dóciles y distensibles que los injertos de PTFE. Todas las diferencias observadas tendieron a la significación estadística, siendo estadísticamente significativas solo las comparaciones de distensibilidad distal y distensibilidad proximal (p &lt; 0,05).
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig06.jpg"> Figura 6: Resultados representativos. (A) Imágenes representativas de la circunferencia del vaso nativo medidas en el visor DICOM antes y después del bolo. Se trazó un contorno circunferencial (verde) en el visor DICOM. A continuación, el visor DICOM generó automáticamente los valores de la circunferencia y del área de la sección transversal (texto verde en un recuadro). (B) Imágenes representativas de la circunferencia del injerto de PTFE medidas en el visor DICOM antes y después del bolo. Se trazó un contorno circunferencial (verde) en el visor DICOM. A continuación, el visor DICOM generó automáticamente los valores de la circunferencia y del área de la sección transversal (texto verde en un recuadro). (C) Tabla de cumplimiento y distensibilidad calculadas para cada animal de estudio en cada ubicación del buque. Los valores negativos de cumplimiento y distensibilidad se ajustaron a cero. (D) Representación de datos de cumplimiento y distensibilidad. La normalidad de los datos se comprobó antes de todas las comparaciones estadísticas. Los valores de distensibilidad y distensibilidad se analizaron con una prueba t de Student no pareada, donde se aplicó la corrección de Welch para todas las mediciones excepto para la distensibilidad distal. Los valores de cumplimiento distal y proximal fueron significativamente mayores en el grupo nativo en comparación con el grupo PTFE (distal: p = 0,0485, proximal: p = 0,0247). La distensibilidad del injerto medio no fue estadísticamente significativa entre los grupos, sin embargo, la distensibilidad del injerto medio nativo siempre fue mayor que la del PTFE. Abreviatura: PTFE = politetrafluoroetileno. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig06large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Este protocolo permite la cuantificación in vivo de la distensibilidad y distensibilidad venosa mediante cateterismo y angiografía 3D como procedimiento de supervivencia, lo que permite una variedad de aplicaciones potenciales.

Cuantificación de la distensibilidad y distensibilidad de la vena cava inferior en un modelo ovino in vivo mediante angiografía 3D

Synthetic vascular grafts overcome some challenges of allografts, autografts, and xenografts but are often more rigid and less compliant than the native ...

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Investigación

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Cuantificación de la distensibilidad y distensibilidad de la vena cava inferior en un modelo ovino in vivo mediante angiografía 3D (Video) | JoVE Journal

Cuantificación de la distensibilidad y distensibilidad de la vena cava inferior en un modelo ovino in vivo mediante angiografía 3D

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