Injection intrathoracique : Livraison composée au cœur adulte du poisson zèbre

Overview

Cette vidéo décrit la technique de livraison de composés dans le cœur du poisson zèbre adulte en utilisant l’injection intrathoracique.

Protocol

1. Préparation du poisson pour l’injection intrathoracique

1. Attraper un poisson zèbre adulte (Danio rerio) avec un filet et le transférer dans la solution anesthésique.
2. Après 1−2 min, lorsque le poisson cesse de nager et que le mouvement de l’operculum est réduit, touchez le poisson avec une cuillère en plastique pour vous assurer qu’il ne réagit à aucun contact.
3. Transférer rapidement et soigneusement le poisson avec la cuillère dans la rainure de l’éponge humide, le côté ventral vers le haut. La tête du poisson doit s’éloigner de la main dominante de l’opérateur.

2. Microinjection dans le péricarde

1. Sous le stéréomicroscope, observez attentivement le mouvement du cœur battant sous la peau du poisson. Déterminez visuellement le point d’injection au-dessus du cœur battant et au milieu du triangle défini par les plaques cartilagineuses ventrales (figure 1D). Insérez la pointe du capillaire à un angle de 30−45° par rapport à l’axe du corps (figure 1E). Pénétrer doucement la peau avec la pointe du microcapillaire dans le péricarde (figure 1C). Un point d’entrée optimal est plus proche de l’abdomen que de la tête.
   REMARQUE: N’insérez pas le capillaire trop profondément dans le corps et le cœur, car cela causera des blessures à l’organe. En cas de perforation cardiaque, l’aiguille se remplit généralement de sang. Si cela se produit, retirez le capillaire et excluez le poisson de l’expérience.
2. Une fois que l’aiguille est à l’intérieur du péricarde, injecter complètement en appuyant sur la pédale du dispositif de microinjecteur.
   REMARQUE: Veillez à ne pas injecter d’air dans la cavité thoracique.
3. Après injection, retirez doucement le capillaire du thorax et transférez immédiatement le poisson dans un réservoir avec de l’eau du système pour la récupération.
4. Surveillez le poisson jusqu’à ce qu’il se rétablisse complètement de l’anesthésie.
5. Recueillir le cœur au point de temps désiré et le préparer pour une analyse plus approfondie.
   REMARQUE: Dans le cas où le poisson ne reprend pas le mouvement de l’operculum dans les 30 s, réanimer le poisson en serrant l’eau dans les branchies avec une pipette en plastique.

Representative Results

Figure 1 : Injection intrathoracique (IT) chez le poisson zèbre adulte. (A) Photographie d’un capillaire de microinjection tiré avec filament (6 », 1,0 mm de diamètre) et valeurs du programme de tire-aiguilles utilisé. (B) Photographie d’un capillaire de microinjection tiré avec filament (6 », 1,0 mm de diamètre) rempli de 2,5 μL de solution contenant 10% de phénol rouge. L’extrémité tirée de l’aiguille est d’au maximum 7 mm de long. (C) Représentation schématique de la procédure d’injection de l’IT. (D) Photographies de la procédure d’injection de l’IT. Ce chiffre a été modifié de Bise et coll. Les nombres dans les panneaux C et D correspondent aux mêmes étapes de la procédure : (1) le poisson est placé côté ventral vers le haut sur une éponge humidifiée. Le site de perforation (point rouge dans le triangle) est situé au centre de la poitrine près des branchies. (2) Pénétration de l’aiguille dans le péricarde. Le point rouge indique le site de perforation. (3) L’injection est surveillée en observant la propagation de la solution rouge dans la cavité péricardique. (E) Schéma d’injection de l’IT. L’angle entre l’axe capillaire d’injection et l’axe du corps doit être compris entre 30° et 45° pour éviter la perforation cardiaque. (F) Photographies du thorax de poisson à 1 heure après injection it des volumes indiqués. Des flèches blanches pointent vers le tissu rougeâtre, ce qui pourrait indiquer une hémorragie interne

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Macroscope (binocular)	M400		with Apozoom
Micro-injector femtojet	Eppendorf	5247 0034 77
Microloaders femtotips	Eppendorf	5242 956.003
Micropipette glass needles type C	WPI	TW100F-6	thin-wall capillary
Micropipette puller model P-87	Flaming/Brown	20081016	filament box 2.5 mm x 4.5 mm
Sponge	any	any	dim. carved sponge 7cm x 3 cm x 1 cm
Tricaine (Anestethic)	Sigma	E10521