La glande lacrymale (LG) est un organe de branchement qui produit les composants aqueux de larmes nécessaires pour le maintien de la vision et la santé oculaire. Nous décrivons ici murin LG dissection et ex vivo des techniques de culture de déchiffrer les voies impliquées dans le développement LG signalisation.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Dans cet article
Résumé
Résumé
La glande lacrymale (LG) sécrète des larmes aqueuses nécessaires pour maintenir la structure et la fonction de la cornée, un tissu transparent essentielle pour la vision. Chez l'être humain d'une seule LG réside dans l'orbite au-dessus de l'extrémité latérale de chaque oeil délivrer larmes à la surface oculaire par l'intermédiaire de 3 à 5 canaux. La souris possède trois paires de glandes majeures oculaires, le plus étudié de qui est la glande lacrymale exorbital (LG) situé antérieure et ventrale à l'oreille. Semblable à d'autres organes glandulaires, le LG développe à travers le processus de morphogenèse épithéliale ramification dans laquelle un seul bourgeon épithélial dans un mésenchyme condensé subit de multiples tours de bourgeon et la formation de conduite pour former un réseau interconnecté complexe de acini et canaux de sécrétion. Ce processus complexe a été bien documentée dans de nombreux autres organes épithéliaux tels que le pancréas et les glandes salivaires. Toutefois, le LG a été beaucoup moins explorée et les mécanismes de contrôle de la morphogenèse sont mal sousrésisté. Nous pensons que cette sous-représentation comme un système de modèle est une conséquence des difficultés liées à la recherche, la dissection et la culture de la LG. Ainsi, ici, nous décrivons les techniques de dissection pour la récolte embryonnaire et post-natal LG et les méthodes de culture ex vivo des tissus.
Introduction
La glande lacrymale (LG) est responsable de la sécrétion aqueuse déchirure critique pour l'acuité visuelle et de la santé, la maintenance et la protection des cellules de la surface oculaire. Résultats de la dysfonction LG dans l'un des troubles oculaires les plus fréquentes et invalidantes: Eye Disease aqueuse déficient à sec, qui se caractérise par une irritation oculaire, sensibilité à la lumière et diminution de la vision 1. Chez l'homme le LG réside dans l'orbite au-dessus de l'extrémité latérale de l'œil, où 3-5 excréteurs larmes de dépôt de conduits sur la surface oculaire. La souris possède trois paires de glandes majeures oculaires, le plus étudié de qui est la glande lacrymale (LG) situé antérieure et ventrale de l'oreille (exorbital) avec des larmes qui voyagent à l'œil par un seul canal excréteur. Semblable à d'autres organes glandulaires, le LG développe à travers le processus de morphogenèse épithéliale ramification dans laquelle un seul bourgeon épithélial dans un mésenchyme condensé subit de multiples tours de bourgeon et la formation de conduit à desm un réseau interconnecté complexe d'acini et canaux de sécrétion (Figure 1) 2. Au cours du développement de l'épithélium se vascularise ainsi que fortement innervée par les nerfs parasympathique du ganglion ptérygo et dans une moindre mesure par les nerfs sympathiques du ganglion cervical supérieur 3. Les interactions entre les cellules de chacun de ces types à-dire les cellules neuronales, cellules épithéliales, endothéliales et mésenchymateuses, sont essentiels pour la fonction et la maintenance du tissu adulte. Cependant, les mécanismes moléculaires sous-jacents de coordination du développement et de la régénération LG ainsi que la façon de type inter-cellule communication guide ces processus reste incertaine.
L'avènement de la embryonnaires ex vivo des techniques de culture a permis l'identification de voies de développement et de régénération dans plusieurs organes de branchement 4. La mise en culture ex vivo permet au chercheur la possibilité de manipuler l'organe (moiméca-, génétique ou chimique) dans des conditions définies, ainsi que pour la caractérisation des interactions de développement d'organes et cellule-cellule en temps réel. Le LG exorbital de la souris est prête très bien à cette technique et des études récentes ont défini les systèmes qui régissent son développement 2,5 signalisation. Cependant, en dépit de la nécessité de comprendre les signaux moléculaires qui sous-tendent le développement et la régénération LG, il reste actuellement étudié, probablement en raison des difficultés techniques pour isoler l'organe. Dans cet article, nous décrivons comment isoler et effectuer culture ex vivo de l'embryon murin LG pour définir des programmes de développement.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Tous les travaux des animaux a été effectuée sous stricte conformité avec les recommandations du Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire des National Institutes of Health. Le protocole a été approuvé par le Comité institutionnel de protection des animaux et l'utilisation (IACUC) de l'Université de Californie, San Francisco.
1. souris embryonnaires glandes lacrymales (LG): récolte et microdissection
- Conformément aux procédures approuvées par les animaux institutionnels pour comité éthique de la recherche scientifique, euthanasier chronométré enceintes CD-1 (ou transgéniques) femelles avec la hausse inhalation de CO 2, suivie d'une confirmation par dislocation cervicale aux embryons de récolte le jour embryonnaire approprié. Désigner le jour de prise vaginale découverte e0.
Note: les glandes lacrymales (LGS) peut être récolté à partir de la E14 en une seule étape de bourgeon partir. Cependant, e16 (5 - 10 bourgeons) des embryons donnent les résultats les plus cohérents pour culture ex vivo. - Stériliser la ventral côté de la souris en utilisant 70% d'éthanol. Pincer la peau et faire une incision sur la ligne médiane avec des ciseaux chirurgicaux stériles; couper à travers la peau et du péritoine pour exposer la cavité abdominale. Retirer les deux cornes utérines en coupant le long de la mésomètre au sommet de chaque corne utérine et dans du PBS froid (Phosphate Buffered Saline) ou du milieu DMEM F12 supplémenté avec 100 UI / ml de pénicilline et 100 ug / ml de streptomycine.
- En utilisant des pinces (n ° 5), supprimer les embryons des sacs amniotiques et placer dans un deuxième boîte de Pétri stérile contenant du PBS froid. Attention à ne pas toucher les yeux ou la zone de la tête.
- Passer embryon sur un microscope à dissection avec une base de transillumination. Si l'embryon est les étapes 1.5 à 1.7. Si les embryons sont> e17, ces étapes peuvent être utiles mais ne sont pas indispensables, donc passez à l'étape 1.8.
- De trancher la tête du torse juste en dessous de la mandibule inférieure (étape 1, figure 2) usinga scalpel stérile (lame # 10). Tournez la tête de sorte que la mandibule est maintenant sur la plaque de dissection. Utilisez une pince à stabiliser la tête et un scalpel pour enlever environ ¼ de la face dorsale du cerveau (étape 2, 1 er coupe, Figure 2) - ce qui est particulièrement important une fois que le cartilage se raidit autour e15.
- Orientez la tête pour que le scalpel peut percer le nez entre les yeux. Faire une coupe à travers le centre de la tête, de sorte que les yeux sont maintenant sur moitiés séparées (étape 2, 2 e coupe, Figure 2).
- L'utilisation de deux # 5 forceps, prendre la moitié de la tête et enlever l'excès de tissu (voir l'étape 3, Figure 2). Veillez à orienter la tête de sorte que le LG (situé dans le coin inférieur arrière de l'œil) ne soit pas perdu dans ce processus de retrait. Enlever l'excès cérébrale, le cartilage et le tissu environnant nasale et sous l'œil. Depuis la glande est à peine visible à ce stade, d'assurer l'oeil est bien orienté après l'excès de tissu retrait to éviter de perdre l'emplacement de la LG.
- Prendre soin de la peau de la partie postérieure, coin inférieur de l'oeil avec deux pinces. Retirer la peau en tirant avec précaution ouvert avec la pince pour exposer le LG. Utilisez un éclairage supplémentaire au-dessus et en dessous du tissu pour aider à visualiser le LG.
Remarque: Le LG, distingue par son aspect comme un bourgeon sur un conduit dans un mésenchyme condensé sombre, doit être visible à ce stade. - Soigneusement commencent à disséquer le LG et le mésenchyme associé (voir illustration et images) à l'écart du tissu environnant en utilisant une pince, en faisant attention de ne pas attraper le LG ou sa conduite associée. Une fois que la glande est libre du tissu environnant, retirez délicatement la totalité de la glande en saisissant l'épithélium entourant l'œil à la base du conduit LG. Prenez soin de préserver le mésenchyme entourant l'épithélium, qui peut être observé comme un mésenchyme condensé dans lequel les invagine de l'épithélium.
NOTE: Certains élimination supplémentaire de tissue (des petits fragments d'os, des muscles et du tissu conjonctif) peuvent être nécessaires pour éviter les facteurs / croissance signalisation de tissus voisins. - Pour la culture, la récolte 4 - 5 glandes et mésenchyme associé par plaque (GL sont déposées immédiatement sur dissection); recueillir un minimum de 14 glandes par 100 pi de tampon de lyse ARN pour RT-PCR 6.
2. Préparer les boîtes pour culture ex vivo
Cette procédure est basée sur celle utilisée pour le développement des glandes salivaires 7,8.
- Ajouter 200 ul de milieu DMEM F12 (supplémenté avec 100 UI / ml de pénicilline et 100 ug / ml de streptomycine), des milieux de culture avec 50 ug / ml d'acide ascorbique et de 50 pg / ml de holo-transferrine à une 50 mm plat à fond de verre de diamètre de microtitration 7.
Remarque: DMEM F12 a été choisi comme nous l'avons déjà constaté à maximiser la morphogenèse de la glande salivaire embryonnaire. - Flotter un 13 mm polycarbfiltre à membrane Onate avec 0,1 um pores sur le dessus de médias.
- Étape facultative: Diluer 3-D laminine 1: 1 avec du DMEM / F12 pour obtenir une concentration finale de 3 mg / ml (utiliser 200 pi pipette pour mélanger doucement; centrifugeuse pendant 1 min si des bulles apparaissent). Ajouter 15 ul de cette dilution 3-D laminine à filtrer.
Remarque: Cette dilution a été trouvée comme étant optimale pour le maintien à l'état LG 3D sans compromettre la ramification épithéliale. Cependant, il est pas indispensable pour la culture de LG. - Placez 4 - 5 LG sur filtre ou dans la laminine. Culture GL ex vivo pour 24 - 48 h (figure 3) ou fixer avec 4% de PFA pendant 20 minutes pour une analyse plus approfondie par qPCR ou immunomarquage (Figure 4). Pour l'analyse qPCR de tissu glandulaire embryonnaire, se il vous plaît se référer à Rebustini et al., 2011. Pour l'analyse d'immunofluorescence de tissus glandulaires embryonnaires se il vous plaît se référer aux citations suivantes: Hoffman et al, (2002) et Steinberg e.t al., (2005).
3. Souris postnatale et adultes glandes lacrymales (LG): Dissection
- Euthanasier la souris postnatale selon les normes de l'éthique animale appropriée comité. Pour les petits postnatales jour 8 ou plus jeunes, euthanasier en coupant la tête avec des ciseaux stériles. Pour le jour postnatal 8 ou plus, pulvériser fourrure avec 70% d'éthanol.
- Pour localiser le LG, gisait souris latérale du côté sous un microscope à dissection avec un éclairage par le dessus. Remarque: Le LG post-natal et adulte sont bordés par l'artère carotide, le muscle masséter et le derme (voir Figure 5).
- L'utilisation de petits ciseaux de dissection, faire petite incision dans l'épiderme latéralement d'où doit être situé le LG.
- En utilisant des pinces, ouvrez le épiderme vers l'oreille pour exposer la LG.
- Utilisez une pince pour desserrer doucement LG du tissu environnant.
- Une fois que le LG est libéré du tissu environnant, retirez délicatement le LG par le conduit,par pincement où le conduit et l'épithélium entourant l'oeil connecter (figure 1).
- Placez GL dans l'ARN tampon de lyse pour la RT-PCR, ou fixer avec 4% de PFA pendant 20 min pour immunomarquage.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Le LG développe à travers le processus de morphogenèse épithéliale ramification. Images en fond clair de GL embryonnaires disséquées e14, e15, e16, e17, et P2 illustrent cet événement.
Figure 1. Le LG développe à travers le processus de morphogenèse de ramification épithéliale. Images fond clair de GL embryonnaires fraîchement di...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
La polyvalence de la culture et de manipuler le LG ex vivo apporte des avantages significatifs pour l'étude de son développement. Cela inclut la vitesse à laquelle le chercheur est en mesure de tester les hypothèses et la multitude de perturbations qui peuvent être effectuées pour évaluer comment épithéliale, neuronale, les cellules endothéliales et mesencyhmal interagissent pour former l'organe. Cependant, il ya un certain nombre de réserves lors de l'utilisation de ce modèle. Tout d'abord, en ...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs ont rien à divulguer.
Remerciements
Les auteurs tiennent à remercier le financement fourni par le programme d'allocation de ressources UCSF.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| DMEM/F12 sans HEPES | SH3027101 | Thermo Scientific | |
| Pénicilline-Streptomycine | P0781 | Sigma-Aldrich | |
| Solution d’albumine à partir de sérum bovin | A9576 | Sigma-Aldrich | |
| Paraformaldéhyde 16 % | Solution 15710 | Microscopie électronique Sciences | Dilué à 4 % dans 1x PBS |
| Phosphate Tamponné Saline 10x | BP665-1 | Fisher Scientific | |
| Saline tamponnée au phosphate 1x | Préparée à partir de 10x stock | ||
| d’holo-transferrine bovine | T1283 | Sigma-Aldrich | 25 ; mg/ml de solution mère dans l’eau. Congeler les aliquotes à usage unique à -20 ; ° ;C. Ajouter au milieu DMEM/F12 jusqu’à une concentration finale de 50 ; &mu ; g/ml. |
| Acide L-ascorbique (Vitamine C) | A4544 | Sigma-Aldrich | 25 ; mg/ml de solution mère dans l’eau. Congeler les aliquotes à usage unique à -20 ; ° ;C. Ajouter au milieu DMEM/F12 jusqu’à une concentration finale de 50 ; &mu ; g/ml. |
| Des boîtes traitées pour la culture tissulaire BioLite 100 mm | 130182 | Thermo Scientific | Des plaques non traitées pour la culture tissulaire peuvent également être utilisées. |
| Stéréomicroscope avec éclairage sous-platine | Stemi 2000 | Carl Zeiss | Tout microscope stéréo de dissection doté d’une base de lumière transmise peut être utilisé. |
| Base d’éclairage de sous-platine pour stéréomicroscope | TLB 4000 | Diagnostics Instruments, Inc. | |
| Faucon 35 ; mm Boîtes traitées pour la culture tissulaire | 353001 | Corning | Des plaques non traitées pour la culture tissulaire peuvent également être utilisées. |
| Antennes à fond en verre non revêtu de 50 mm | P50G-1.5-14-F | MatTek Corporation | |
| Microscope à fluorescence à grand champ | Axio Observer Z1 | Carl Zeiss N’importe | quel microscope à fluorescence (microscope vertical, inversé ou stéréo à dissection) peut être utilisé pour surveiller l’expression de la GFP à faible grossissement avec un appareil photo numérique connecté. |
| Microscope confocal | TCS SP5 | Leica Microsystems | La microscopie confocale est nécessaire pour voir en détail les structures cellulaires. N’importe quel microscope confocal peut être utilisé. |
| SWISS Pince microfine, #5 (11.2 ; cm) | 17-305X | Integra LifeSciences Corporation | Des pointes fines sont nécessaires pour éliminer le mésenchyme de l’épithélium. Des aiguilles en tungstène peuvent également être utilisées. |
| Pince à pointe standard Dumont, #5 (11 ; cm) | 91150-20 | Fine Science Tools (États-Unis), Inc. | Idéal pour récolter les glandes des embryons. |
| Poignées de couteau chirurgical en plastique réutilisables, style n° 3. | 4-30 | Integra LifeSciences Corporation | |
| Lames chirurgicales stériles en acier inoxydable, n° 10 | 4-310 | Integra LifeSciences Corporation | |
| Kit d’isolement de l’ARN total RNAqueous-Micro | AM1931 | Life Technologies | |
| Cultrex 3D Culture Matrix Laminin I | 3446-005-01 | Trevigen | 6 mg/ml stock dilué 1:1 avec DMEM/F12 |
| Enceinte temporisée Crl :CD1(ICR) | Charles River Labs Les embryons | sont récoltés le jour 14 (le jour de la découverte de la motte étant le jour 0). | |
| Membranes hydrophiles gravées par des traces nucléopores de 0,1 po &mu ; m taille des pores, 13 ; mm | 110405 | Whatman | |
| Souris chronométrées enceintes Pax6-Cre, GFP Tg | (Pax-Cre, GFP)1Pgr | The Jackson Laboratory | Souris facultatives pour apprendre à localiser le LG. |
Références
- Liu, K. C., Huynh, K., Grubbs, J., Davis, R. M. Autoimmunity in the pathogenesis and treatment of keratoconjunctivitis sicca. Current allergy and asthma reports. 14, 403(2014).
- Makarenkova, H. P., et al. FGF10 is an inducer and Pax6 a competence factor for lacrimal gland development. Development. 127, Cambridge, England. 2563-2572 (2000).
- Dartt, D. A. Neural regulation of lacrimal gland secretory processes: relevance in dry eye diseases. Progress in retinal and eye research. 28, 155-177 (2009).
- Nigam, S. K. Concise review: can the intrinsic power of branching morphogenesis be used for engineering epithelial tissues and organs. Stem cells translational medicine. 2, 993-1000 (2013).
- Qu, X., et al. Glycosaminoglycan-dependent restriction of FGF diffusion is necessary for lacrimal gland development. Development. 139, Cambridge, England. 2730-2739 (2012).
- Rebustini, I. T., et al. MT2-MMP-dependent release of collagen IV NC1 domains regulates submandibular gland branching morphogenesis. Developmental cell. 17, 482-493 (2009).
- Hoffman, M. P., et al. Gene Expression Profiles of Mouse Submandibular Gland Development: FGFR1 Regulates Branching Morphogenesis in Vitro Through BMP- and FGF-Dependent Mechanisms. Development. 129, 24-5778 (2002).
- Steinberg, Z., et al. FGFR2b signaling regulates ex vivo submandibular gland epithelial cell proliferation and branching morphogenesis. Development. 132, Cambridge, England. 1223-1234 (2005).
- Knox, S. M., et al. Parasympathetic innervation maintains epithelial progenitor cells during salivary organogenesis. 329, Science. New York, N.Y. 1645-1647 (2010).
- Magenheim, J., et al. Blood vessels restrain pancreas branching, differentiation and growth. Development. 138, Cambridge, England. 4743-4752 (2011).
- Jaskoll, T., et al. FGF10/FGFR2b signaling plays essential roles during in vivo embryonic submandibular salivary gland morphogenesis. BMC developmental biology. 5, 11(2005).
- Takasato, M., et al. Directing human embryonic stem cell differentiation towards a renal lineage generates a self-organizing kidney. Nature cell biology. 16, 118-126 (2014).
- Knox, S. M., et al. Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration. Nature communications. 4, 1494(2013).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
