Summary
L'isolamento di cellule da impianti sezionati e la loro caratterizzazione mediante citometria a flusso possono contribuire in modo significativo alla comprensione del modello di risposta immunitaria contro gli impianti. Questo articolo descrive un metodo preciso per l'isolamento di cellule da impianti sezionati e la loro colorazione per l'analisi citofluorimetrica.
Abstract
Il successo dell'impianto di un tessuto coltivato in laboratorio o di un dispositivo medico in un individuo è soggetto alla risposta immunitaria dell'ospite ricevente. Considerando un impianto come un corpo estraneo, una risposta immunitaria ostile e disregolata può portare al rigetto dell'impianto, mentre una risposta regolata e il recupero dell'omeostasi possono portare alla sua accettazione. L'analisi dei microambienti degli impianti sezionati in ambienti in vivo o ex vivo può aiutare a comprendere il modello di risposta immunitaria, che può in ultima analisi aiutare nello sviluppo di nuove generazioni di biomateriali. La citometria a flusso è una tecnica ben nota per caratterizzare le cellule immunitarie e i loro sottogruppi in base ai loro marcatori di superficie cellulare. Questa revisione descrive un protocollo basato sul taglio manuale a cubetti, la digestione enzimatica e la filtrazione attraverso un filtro cellulare per l'isolamento di sospensioni cellulari uniformi dal tessuto implantare sezionato. Inoltre, è stato spiegato un protocollo di colorazione della citometria a flusso multicolore, insieme ai passaggi per le impostazioni iniziali del citometro per caratterizzare e quantificare queste cellule isolate mediante citometria a flusso.
Introduction
I progressi nel campo della medicina hanno portato all'uso frequente di materiali impiantati per sostenere la funzione o la ricrescita del tessuto danneggiato 1,2. Questi includono dispositivi come pacemaker, impianti cosmetici ricostruttivi e placche ortopediche utilizzate per la fissazione delle fratture ossee 3,4. Tuttavia, i materiali utilizzati per realizzare questi impianti e le posizioni in cui vengono impiantati giocano un ruolo importante nel determinare il successo di questi impianti 5,6,7. Come corpi estranei, questi impianti possono generare una risposta immunitaria da parte dell'ospite che può portare al rigetto o alla tolleranza8. Questo fattore ha spinto la ricerca sui biomateriali a generare materiali in grado di attrarre la risposta immunitaria desiderata dopo l'impianto 9,10,11,12.
La risposta immunitaria è un requisito essenziale nel campo della medicina rigenerativa, dove un tessuto o un organo viene coltivato attorno a uno scheletro biomateriale (scaffold) in laboratorio per la sostituzione di un tessuto o di un organo danneggiato13,14,15,16. Nella medicina rigenerativa, l'obiettivo è quello di sostituire il tessuto mancante o danneggiato attraverso l'uso di cellule, segnali e scaffold, ognuno dei quali può essere notevolmente modulato dalle risposte immunitarie17. Inoltre, anche quando si desidera una mancanza di risposta immunitaria, molto raramente si tratta di un'assenza di attività immunitaria piuttosto che della presenza di un profilo regolatorio che è auspicabile18. Tecniche come la citometria a flusso possono svolgere un ruolo significativo nella caratterizzazione del modello di risposta immunitaria a vari biomateriali utilizzati per il rivestimento di dispositivi implantari o per lo sviluppo di scaffold per l'ingegneria tissutale19.
Queste informazioni, a loro volta, aiuteranno in ultima analisi nello sviluppo di biomateriali per impianti che possono essere ben tollerati dal sistema immunitario o nello sviluppo di scaffold che possono svolgere un ruolo costruttivo nell'ingegneria tissutale. La corretta preparazione dei campioni per l'analisi mediante citometria a flusso è un passo importante per evitare risultati imprecisi nella caratterizzazione immunitaria tramite lo smistamento cellulare attivato dalla fluorescenza20,21. Pertanto, questa revisione presenta una metodologia dettagliata che può essere utilizzata per l'isolamento di cellule dal tessuto dell'impalcatura, la colorazione della sospensione cellulare e l'analisi mediante citometria a flusso.
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Protocol
NOTA: La Figura 1 fornisce una panoramica del protocollo di citometria a flusso.
1) Preparazione dei reagenti
- Preparare i terreni per la diluizione degli enzimi e per la coltura dei tessuti.
- Aggiungere 5 mL di soluzione tampone di acido 4-(2-idrossietil)-1-piperazineetanosolfonico (HEPES) in 500 mL di terreno RPMI e agitare bene. Conservare il terreno a 4 °C fino al successivo utilizzo.
- Calcolare il volume della soluzione enzimatica.
NOTA: Il volume della soluzione enzimatica è il volume del terreno contenente gli enzimi (collagenasi e DNasi I) che saranno necessari per digerire il tessuto tagliato a cubetti in piastre a 6 pozzetti; Dipende dal numero di campioni.- Utilizzare la seguente equazione per calcolare il volume richiesto:
(Numero di campioni da digerire) × 5 mL di RPMI senza siero con tampone HEPES da 10 mM
NOTA: Ad esempio, per 0,1-0,3 g di milza sezionata, utilizzare 5 mL di terreno per preparare la soluzione enzimatica. Il protocollo di digestione enzimatica descritto in questo manoscritto riguarda principalmente i tessuti molli (che vanno da 0,1 a 1 g) sezionati dai topi che includono il cervello, i reni, la pelle, il fegato, i polmoni, la milza, i muscoli, nonché le capsule intorno a impianti sottocutanei fatti di materiali sintetici o proteine della matrice extracellulare. La digestione dei tessuti cartilaginei duri potrebbe richiedere diverse condizioni e volumi di enzimi digestivi, che possono essere accertati solo mediante ottimizzazione. - Calcola la quantità di collagenasi e DNasi di cui ho bisogno per la soluzione enzimatica.
NOTA: In questo protocollo sono stati utilizzati 0,25 mg/mL di collagenasi e 0,2 mg/mL di DNasi I. Le concentrazioni di lavoro richieste per la collagenasi e la DNasi possono variare per diversi tipi di tessuti19.
- Utilizzare la seguente equazione per calcolare il volume richiesto:
- Preparare una soluzione di colorante di vitalità 1:1000 aggiungendo 1 μL del colorante di vitalità (vedere Tabella dei materiali) a 999 μL di soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) e vorticare la soluzione. Conservare la soluzione al buio a 4 °C fino al successivo utilizzo.
- Preparare il tampone colorante aggiungendo 1 g di albumina sierica bovina (BSA) a 100 mL di PBS e agitare la soluzione fino a completa dissoluzione della BSA. Conservare la soluzione a 4 °C fino al nuovo utilizzo.
2) Impostazione delle piastre di digestione enzimatica
- Preparare una piastra a 6 pozzetti con filtri per celle da 70 μm in ciascun pozzetto. Aggiungere 3 mL del terreno preparato dal punto 1.1.1 in ciascun pozzetto e incubare su ghiaccio.
- Conservare il terreno rimanente (2 mL/pozzetto) in un incubatore o a bagnomaria a 37 °C per sospendere la quantità calcolata di collagenasi e DNasi I (passaggio 1.2.2).
3) Isolamento delle cellule
- Posizionare gli impianti/tessuti sezionati in piastre e tagliare finemente con le forbici. In alternativa, utilizzare un metodo di interruzione meccanica utilizzando un dissociatore tissutale o un omogeneizzatore portatile. A causa dell'elevato numero di leucociti, sezionare la milza da utilizzare come controllo della colorazione in ogni corsa.
NOTA: Poiché alcuni materiali inducono livelli più elevati di fibrosi, questo protocollo è applicabile sia per i materiali altamente fibrotici che per quelli minimamente fibrotici. Tuttavia, ogni metodo di lavorazione deve essere valutato sia per la resa cellulare che per la vitalità dopo la digestione prima della colorazione. Evitare la contaminazione del sangue periferico durante la dissezione. - Aggiungere collagenasi e DNasi I (volume calcolato al punto 1.2.2) all'RPMI rimanente (2 mL) che è stato riscaldato a 37 °C. Aggiungere 2 mL della soluzione enzimatica completa in ciascun pozzetto.
- Porre le piastre in un agitatore incubato per 45 minuti a 37 °C e 100 giri/min.
NOTA: Prestare attenzione quando si impilano le piastre in quanto ciò può inibire il corretto trasferimento di calore. - Nel frattempo, preparare un puntale per l'erogazione della sospensione tagliando a 3-4 mm dall'estremità di un puntale da 1000 μL con le forbici. Dopo l'incubazione, pipettare la sospensione nei pozzetti su e giù per mescolarla accuratamente utilizzando la punta tritata. Posizionare il colino cellulare sulla parte superiore di una provetta conica da 50 mL e far passare la soluzione digerita attraverso il colino cellulare.
NOTA: Il filtro cellulare da 70 μm è sufficiente per separare le cellule dal biomateriale impiantato, come l'alginato. Se è richiesta una maggiore purezza, utilizzare processi come la separazione del gradiente di densità per ottenere una popolazione arricchita di leucociti. - Sciacquare i pozzetti con 1x soluzione PBS e trasferire il volume di risciacquo attraverso il filtro, quindi aggiungere i lavaggi del filtro con 1x soluzione PBS fino a quando il volume nel tubo raggiunge i 50 ml.
NOTA: Il PBS 1x deve essere a temperatura ambiente per evitare qualsiasi aumento della viscosità del digestato e per consentire la pellettizzazione cellulare durante la centrifugazione. - Centrifugare la provetta a 300 × g per 5 minuti a temperatura ambiente. Dopo la centrifugazione, aspirare con cautela il surnatante utilizzando una pipetta sierologica senza disturbare il pellet. Risospendere il pellet in 1000 μL di 1x PBS e trasferire la sospensione in una provetta per microcentrifuga.
- Miscelare 10 μL di sospensione cellulare con 10 μL di blu di tripano e caricare la sospensione su vetrini della camera di conteggio per il conteggio delle cellule utilizzando un contatore automatico di cellule o su un emocitometro per contare con il metodo convenzionale al microscopio. In alternativa, utilizzare le microsfere per il conteggio delle cellule con citometria a flusso.
4) Colorazione per citometria a flusso
- Vedere la Figura 2 per un esempio di layout della piastra per un esperimento a 14 colori con 45 campioni, controlli di fluorescenza meno uno (FMO), controlli di compensazione e un controllo del campione di milza completamente colorato. Dopo aver stimato il numero totale di cellule, calcolare il volume della sospensione cellulare necessaria per la colorazione 1 × 10 6 cellule per ciascun campione e 0,5 × 106 cellule per ogni compensazione e controllo FMO. Erogare il volume richiesto della sospensione cellulare nei pozzetti di una piastra a 96 pozzetti con fondo a V e portare il volume a 100 μL con 1x PBS.
NOTA: Ad esempio, se 1000 μL di sospensione cellulare ottenuti al punto 3.6 contengono 40 × 10 6 cellule, per 1 × 10 6 cellule, saranno necessari 1000/40 × 106 = 25 μL di sospensione cellulare. - Centrifugare la piastra a 300 × g per 5 minuti a 4 °C, aspirare il surnatante e quindi risospendere le cellule nei pozzetti del campione e in un pozzetto di controllo di compensazione per determinare la vitalità, con 100 μL di una soluzione 1:1000 del colorante di vitalità (vedere Tabella dei materiali).
- Per le cellule negli altri pozzetti di compensazione, nonché per i pozzetti FMO e non colorati, risospenderli con 100 μL di PBS 1x.
- Incubare le cellule al buio per 30 minuti a 4 °C.
- Nel frattempo, preparare un cocktail di anticorpi di superficie per la colorazione del campione e i controlli FMO: 50 μL per campione o FMO. Vedere la Tabella 1 per un esempio del cocktail di anticorpi.
- Dopo l'incubazione, aggiungere 100 μl di PBS 1x a ciascun pozzetto, centrifugare a 300 × g per 5 minuti a 4 °C.
- Aspirare il surnatante e risospendere in 200 μL di tampone colorante (1x PBS + 1% BSA); centrifugare a 300 × g per 5 minuti a 4 °C.
- Aspirare il surnatante e risospendere le cellule nei pozzetti di compensazione, FMO e non colorati con 50 μL di PBS 1x. Aggiungere 50 μL del cocktail di anticorpi ai rispettivi pozzetti del campione e ai pozzetti FMO. Aggiungere i rispettivi anticorpi ai diversi pozzetti di compensazione.
- Incubare la piastra per 45 minuti al buio a 4 °C. Dopo l'incubazione, aggiungere 150 μL di tampone colorante in ciascun pozzetto e centrifugare la sospensione cellulare a 300 × g per 5 minuti a 4 °C.
- Aspirare il surnatante, risospendere le cellule con 200 μL di tampone colorante e centrifugare la sospensione cellulare a 300 × g per 5 minuti a 4 °C.
- Se si analizzano campioni senza fissazione, risospenderli in 200 μL di tampone colorante e procedere alla sezione 6 sull'impostazione del citometro e l'analisi del campione. Se si fissano le cellule, aspirare il surnatante dopo il lavaggio e aggiungere 100 μL di un fissativo come la paraformaldeide al 4%. In caso di colorazione per marcatori intracellulari, passare al paragrafo 5 sulla colorazione intracellulare e fissare e permeabilizzare le cellule (vedere Tabella dei materiali). Incubare le cellule per 20 minuti al buio a 4 °C.
NOTA: Poiché la fissazione può influenzare l'intensità della fluorescenza di alcuni fluorofori, valutare ciascun pannello sia con che senza fissazione. - Dopo l'incubazione, aggiungere 100 μL di 1x PBS, seguito da centrifugazione a 300 × g per 5 minuti a 4 °C. Aspirare il surnatante, risospendere in 1x PBS e centrifugare a 300 × g per 5 minuti a 4 °C.
- Risospendere le cellule in 200 μL di tampone colorante e conservarle a 4 °C prima dell'analisi citofluorimetrica.
5) Colorazione intracellulare
- Continuando dal passaggio 4.11 per la fissazione e la permeabilizzazione per i marcatori intracellulari, aggiungere 100 μL del tampone appropriato. Centrifugare le cellule a 350 × g per 5 minuti a 4 °C. Aspirare il surnatante e risospendere i pellet in 200 μL della soluzione fissativo-permeabilizzante; centrifugare le cellule a 350 × g per 5 minuti a 4 °C. Aspirare il surnatante e risospendere i pellet con anticorpi intracellulari diluiti nell'apposito tampone.
NOTA: I tipi di anticorpi e le diluizioni dipenderanno dalle cellule bersaglio. Ad esempio, un marcatore intracellulare comune è forkhead box P3 per le cellule T regolatorie, che viene spesso utilizzato a una diluizione 1:100. - Incubare la sospensione cellulare al buio per 45 minuti a 4 °C. Dopo l'incubazione, aggiungere 150 μL del tampone appropriato e centrifugare la sospensione a 350 × g per 5 minuti a 4 °C.
- Aspirare il surnatante e risospendere le cellule in 200 μL di tampone colorante, quindi centrifugazione a 300 × g per 5 minuti a 4 °C. Aspirare e risospendere le cellule in 200 μL di tampone di colorazione per l'analisi citofluorimetrica.
6) Impostazione del citometro e della compensazione
- Immediatamente prima di eseguire i campioni, preparare le perle di compensazione (vedere la Tabella dei materiali) se si utilizza la compensazione basata su microsfere anziché la compensazione basata su celle.
- Etichettare provette di microcentrifuga separate per ciascun anticorpo coniugato con fluorocromo e aggiungere 100 μL di PBS 1x seguito da una goccia completa di perline di compensazione del controllo negativo anti-topo e una goccia di perline di compensazione del controllo positivo a ciascuna provetta. Aggiungere 1 μL dell'anticorpo appropriato in ogni provetta separata. Vorticare e incubare per 5 minuti prima dell'acquisizione.
NOTA: Poiché alcuni coloranti, come BUV737, non possono essere legati alle perle, utilizzare un controllo basato su cellule.
- Etichettare provette di microcentrifuga separate per ciascun anticorpo coniugato con fluorocromo e aggiungere 100 μL di PBS 1x seguito da una goccia completa di perline di compensazione del controllo negativo anti-topo e una goccia di perline di compensazione del controllo positivo a ciascuna provetta. Aggiungere 1 μL dell'anticorpo appropriato in ogni provetta separata. Vorticare e incubare per 5 minuti prima dell'acquisizione.
- Calibrare il citometro a flusso prima di ogni esperimento eseguendo la configurazione del citometro con le perle di tracciamento e mantenere le impostazioni del citometro a flusso per ogni esperimento.
- Prima di analizzare il campione, regolare il citometro a flusso eseguendo un campione non colorato per regolare la popolazione cellulare su un grafico a dispersione laterale (SSC) rispetto a un grafico a dispersione diretta (FSC) in modo che la popolazione cellulare cada al centro del grafico e non sia fuori scala.
- Eseguire brevemente il campione colorato per regolare le tensioni per FSC e SSC e per ciascun canale per assicurarsi che nessun evento cada al di fuori della scala logaritmica di ciascun canale. Registra 5.000 eventi per ogni controllo di compensazione, seguito dal gating delle popolazioni positive e negative. Calcolare la matrice di compensazione e quindi eseguire i campioni, raccogliendo almeno 1.000 eventi per le popolazioni di interesse.
NOTA: La compensazione su pannelli di colore più grande deve essere verificata, poiché la compensazione automatica può essere soggetta a sovra o sottocompensazione. Ogni parametro deve essere confrontato graficamente con ogni altro parametro per monitorare i segni di sovracompensazione o sottocompensazione e ogni controllo monocolore deve essere valutato. La compensazione complessa di esperimenti di colore più grande deve essere eseguita con l'assistenza di un collaboratore o di una struttura di base con una vasta esperienza di citometria a flusso. I tipi più recenti di citometri a flusso, come i citometri spettrali, utilizzano l'intero spettro di un fluoroforo attraverso un processo noto come unmixing spettrale, che può produrre una distinzione più netta della sovrapposizione fluorescente rispetto alla sola compensazione standard22.
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Representative Results
Il processo di sviluppo dei pannelli di citometria a flusso per l'analisi immunitaria si basa spesso sul confronto dei risultati con i dati esistenti e la letteratura in materia. La conoscenza di come le popolazioni possono presentarsi nella citometria a flusso è fondamentale per una corretta interpretazione dei dati. Indipendentemente da ciò, le popolazioni e i tipi di cellule possono apparire in modo diverso nei diversi tessuti, quindi è prevedibile una certa variabilità. Nel contesto di tessuti di controllo ben definiti, tale ottimizzazione della colorazione può essere valutata rispetto a tessuti noti che hanno tipi di cellule ben studiati. La Figura 3 mostra i risultati di un FACS a 14 colori su tessuto di topo di controllo. In questo caso, la milza è stata utilizzata per identificare tutti i marcatori per i quali è stata colorata e per dimostrare che la colorazione era tecnicamente funzionale. Da questo punto in poi, è diventato più facile eseguire test in condizioni sconosciute, essere sicuri della selezione dei fluorofori e ottimizzare il protocollo per diverse fonti di tessuto. La Figura 3 mostra anche popolazioni di diversi tipi di cellule isolate da una milza murina19.
Qui, è stato possibile osservare diverse popolazioni ovvie, come i neutrofili Ly6G+, e diversi livelli di espressione di Ly6C su diverse classi di monociti. Le cellule dendritiche CD11chiMHCII+ erano prontamente evidenti quando sono state controllate contro CD11b per escludere i macrofagi e altre cellule di linea mieloide come neutrofili e monociti. Un sottoinsieme di cellule dendritiche CD206+CD86+ potrebbe essere trovato concentrandosi su questa popolazione CD11c+. CD86 e CD206 sono stati inclusi nel fenotipo delle cellule mieloidi in uno stato di polarizzazione più simile a M1 (CD86hi) rispetto a uno stato di polarizzazione più simile a M2 (CD206hi). F4/80 ha mostrato un gradiente di espressione, che può essere comunemente osservato in varie popolazioni di macrofagi. Siglec-F era presente in due popolazioni, F4/80+ e F4/80-, molto probabilmente corrispondenti rispettivamente a un sottogruppo di macrofagi e agli eosinofili. Sebbene queste designazioni dei tipi di cellule possano essere fatte, è importante notare che le cellule che esprimono marcatori diversi dovrebbero essere viste in modo funzionale rispetto a una classificazione più binaria. Riconoscere che ciò che è considerato un macrofago può differire nella milza e nella capsula di corpo estraneo intorno a un impianto, è importante ed evita la potenziale interpretazione errata dei risultati.
Figura 1: Panoramica del protocollo di colorazione con citometria a flusso. La preparazione comprende la dissezione del tessuto di interesse seguita da 1) cubettatura manuale, 2) digestione enzimatica, 3) filtraggio e lavaggio cellulare e 4) colorazione con anticorpi marcati con fluorescenza seguita da analisi citofluorimetrica. L'illustrazione è stata realizzata con Biorender. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Esempio di layout di una piastra per la colorazione con citometria a flusso. Questo layout include i campioni, i controlli di fluorescenza meno uno (FMO), i controlli di compensazione e un campione di tessuto di controllo (milza). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Risultati rappresentativi della colorazione FACS a 14 colori su tessuto di topo di controllo. Fenotipizzazione di cellule mieloidi di cellule murine della milza con esempi di hand-gating e algoritmo di clustering t-stocastico automatizzato (t-SNE) per la visualizzazione dei dati. Questa figura è stata riprodotta da Sadtler ed Elisseeff19. Abbreviazioni: FACS = selezione cellulare attivata dalla fluorescenza; SSC = dispersione laterale; CD = cluster di differenziazione; PE = ficoeritrina; CCR = tipo di recettore delle chemochine C-C; MHC = complesso maggiore di istocompatibilità; PerCP = complesso proteico della clorofilla della peridinina. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Reagente/Anticorpo | μL per campione |
| CD86 BUV395 | 0.25 |
| CD45 BUV737 | 0.5 |
| CD8a BV421 | 0.25 |
| Ly6g BV510 | 0.125 |
| Siglec F BV605 | 0.25 |
| MHCII BV786 | 0.25 |
| Ly6c AF488 | 0.125 |
| CD11c PerCP/Cy5.5 | 0.2 |
| CD206 PE | 0.2 |
| CD197 PE/Dazzle594 | 0.125 |
| F4/80 PE/Cy7 | 0.25 |
| CD200R3 APC | 0.25 |
| CD11b AF700 | 0.25 |
| Blocco Fc | 1 |
| BD Tampone antimacchia brillante Plus | 10 |
| 1x PBS | 35.975 |
| Volume totale: | 50 μL |
Tabella 1: Esempio di cocktail di anticorpi di superficie. Un esempio di cocktail di anticorpi per la fenotipizzazione mieloide del tessuto di topo.
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Discussion
Questa revisione descrive una metodologia dettagliata per isolare le cellule da impianti di biomateriali per ottenere una sospensione cellulare uniforme. Inoltre, è stato fornito un protocollo dettagliato per la colorazione della sospensione cellulare per la citometria a flusso multicolore, insieme ai passaggi per la configurazione di un citometro a flusso per ottenere risultati ottimali. I metodi di isolamento cellulare possono comportare più fasi, spesso utilizzando la dissezione manuale dei tessuti seguita dalla digestione enzimatica con enzimi proteolitici per dissociare la matrice extracellulare nel tessuto e interrompere le giunzioni cellula-cellula per liberare le singole cellule dal tessuto. Dopo la digestione, è necessaria un'ulteriore lavorazione, come il filtraggio cellulare, per rimuovere i detriti rimanenti e garantire una sospensione unicellulare. Alcuni campioni che presentano alti livelli di detriti o altri tipi di cellule (come i tumori) possono richiedere una pulizia più approfondita attraverso l'uso di mezzi di separazione della densità23. Senza un'adeguata pulizia del campione, i dati possono essere distorti a causa di detriti o altre popolazioni cellulari che oscurano le popolazioni di interesse. I detriti in eccesso possono anche portare all'intasamento totale o parziale della fluidica del citometro.
Mentre la caratterizzazione delle cellule immunitarie può essere eseguita anche con altri metodi, come la microscopia ottica, eseguendo una conta cellulare differenziale su una preparazione di citospin cellulare, la citometria a flusso fornisce una caratterizzazione più accurata delle cellule sulla base di marcatori di superficie cellulare. Inoltre, i dati della citometria a flusso sono più precisi in quanto possono caratterizzare e quantificare milioni di cellule in sospensione e possono fornire stime accurate di sottoinsiemi cellulari distinti molto più velocemente rispetto al conteggio differenziale manuale basato su sole 400 cellule24. I risultati mostrati in questo documento si basano su un disegno iterativo del pannello con selezione degli anticorpi effettuata mediante l'utilizzo di più strumenti online per confrontare gli spettri di eccitazione ed emissione e la sovrapposizione teorica a seconda della configurazione del citometro. Quando si progettano esperimenti di colore più grandi, è meglio iniziare da una tabula rasa, invece dell'aggiunta a un pannello di colori più piccolo, in modo da considerare appieno l'abbondanza di antigene, la luminosità del fluoroforo e la sovrapposizione spettrale.
Gli studi che analizzano sottoinsiemi distinti di cellule immunitarie specifiche richiedono un numero sufficiente di cellule complessive per eseguire la citometria a flusso, poiché avere un numero minore di cellule può rappresentare una sfida significativa nel loro isolamento mediante ordinamento cellulare o ottenimento di stime accurate. Questa sfida può essere superata utilizzando microsfere magnetiche per isolare e arricchire specifiche cellule immunitarie, come i neutrofili, in periodi più brevi e con lavaggi limitati25. Le cellule isolate dai tessuti di organi come i polmoni possono contenere quantità significative di muco, che può rendere la sospensione cellulare "appiccicosa" e provocare un aumento del numero di eventi di doppietta durante la citometria a flusso26,27. L'aggiunta di agenti chelanti come l'acido etilendiammina tetraacetico 2 mM al tampone di colorazione può impedire l'aggregazione delle cellule in tali campioni.
Inoltre, la sospensione delle cellule in un volume maggiore di tampone può anche limitare la creazione di doppietti riducendo le interazioni cellula-cellula. Le procedure di colorazione devono essere accuratamente ottimizzate per ogni diverso tessuto, protocollo di colorazione, citometro a flusso e pannello anticorpale. Alcuni fluorofori possono essere più sensibili ai fissativi, alcuni tipi di cellule sono più sensibili a diversi metodi di isolamento e lavorazione cellulare e molti tipi di cellule si comportano in modo diverso in tessuti diversi e in posizioni diverse. Con un'adeguata preparazione e un'analisi diligente, la citometria a flusso può produrre un'analisi dettagliata a livello cellulare e proteico per caratterizzare l'impalcatura e il microambiente immunitario del biomateriale.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Questa ricerca è stata supportata in parte dal programma di ricerca intramurale del NIH, tra cui il National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering. Dichiarazione di non responsabilità: il NIH, i suoi funzionari e dipendenti non raccomandano o approvano alcuna azienda, prodotto o servizio.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 50 mL conical tubes | Fisher Scientific | 14-432-22 | |
| 6 Well Plate | Fisher Scientific | 07-000-646 | |
| BD Brilliant Stain Buffer Plus | BD Biosciences | 566385 | |
| BD Cytofix | BD Biosciences | 554655 | For only fixing cells |
| Bovine serum albumin | Millipore Sigma | A7906 | For preparing FACS staining buffer |
| CD11b AF700 | Biolegend | 101222 | Clone: M1/70 |
| CD11c PerCP/Cy5.5 | Biolegend | 117325 | Clone: N418 |
| CD197 PE/Dazzle594 | Biolegend | 120121 | Clone: 4B12 |
| CD200R3 APC | Biolegend | 142207 | Clone: Ba13 |
| CD206 PE | Biolegend | 141705 | Clone: C068C2 |
| CD45 BUV737 | BD Biosciences | 612778 | Clone: 104/A20 |
| CD86 BUV395 | BD Biosciences | 564199 | Clone: GL1 |
| CD8a BV421 | Biolegend | 100737 | Clone: 53-6.7 |
| Comp Bead anti-mouse | BD Biosciences | 552843 | For compensation control |
| DNase I | Millipore Sigma | 11284932001 | Bovine pancreatic deoxyribonuclease I (DNase I) |
| F4/80 PE/Cy7 | Biolegend | 123113 | Clone: BM8 |
| Fc Block | Biolegend | 101301 | Clone: 93 |
| Fixation/Permeabilization Solution Kit | BD Biosciences | 554714 | For fixing and permeabilization of cells. |
| HEPES buffer | Thermo Fisher | 15630080 | Buffer to supplement cell media |
| Liberase | Millipore Sigma | 5401127001 | Blend of purified Collagenase I and Collagenase II |
| LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit | Thermo Fisher | L23105 | Viability dye |
| Ly6c AF488 | Biolegend | 128015 | Clone: HK1.4 |
| Ly6g BV510 | Biolegend | 127633 | Clone: 1A8 |
| MHCII BV786 | BD Biosciences | 742894 | Clone: M5/114.15.2 |
| Phosphate buffer saline | Thermo Fisher | D8537 | |
| RPMI | Thermo Fisher | 11875176 | Cell culture media |
| Siglec F BV605 | BD Biosciences | 740388 | Clone: E50-2440 |
| V-bottom 96-well plate |
References
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