Summary
分离的兔肺制剂是肺部研究的黄金标准工具。本出版物旨在描述该技术，用于研究涉及气道反应性，肺保留以及肺移植和肺水肿的临床前研究的生理和病理机制。
Abstract
孤立的肺灌注系统已被广泛用于肺部研究，有助于从微观和宏观上阐明肺部的内部运作。该技术通过测量代谢活动和呼吸功能（包括循环物质与吸入或灌注物质的影响之间的相互作用）来表征肺生理学和病理学，如药物测试。虽然 体外 方法涉及组织的切片和培养，但孤立的 离体 肺灌注系统允许与完整的功能器官一起工作，从而可以在重建通气和灌注的同时研究连续的生理功能。然而，应该注意的是，缺乏中枢神经支配和淋巴引流的影响仍然需要充分评估。该协议旨在描述分离肺装置的组装，然后从实验实验动物中手术提取和插管肺和心脏，以及展示数据的灌注技术和信号处理。孤立肺的平均生存能力在5-8小时之间;在此期间，肺毛细血管通透性增加，导致水肿和肺损伤。保留的肺组织的功能通过毛细血管过滤系数（Kfc）来测量，用于确定肺水肿随时间的变化程度。
Introduction
布罗迪和迪克森于1903年首次描述了 离体 肺灌注系统 1。从那时起，它已成为研究肺的生理学，药理学，毒理学和生物化学的黄金标准工具2，3。该技术提供了一种一致且可重复的方法来评估肺移植的可行性，并确定炎症介质（如组胺，花生四烯酸代谢物和P物质等）的影响，以及它们在肺现象（如支气管收缩，肺不张和肺水肿）中的相互作用。分离的肺系统是揭示肺在消除一般循环中的生物胺方面的重要作用的关键技术4，5。此外，该系统已用于评估肺表面活性剂的生化6。在过去的几十年中， 离体 肺灌注系统已成为肺移植研究的理想平台7。2001年，由Stig Steen领导的一个团队描述了 离体 肺灌注系统的首次临床应用，用它来修复一名19岁供体的肺部，该供体最初因其受伤而被移植中心拒绝。收获左肺并灌注65分钟;之后，它被成功移植到一名患有COPD8的70岁男性身上。对使用 离体 灌注进行肺修复的进一步研究导致开发了多伦多延长肺灌注技术，以评估和治疗受伤的供体肺9，10。临床上， 离体 肺灌注系统已被证明是通过治疗和修复不合格的供体肺来增加供体池的安全策略，与标准供体供体相比，风险或结局没有显着差异10。
隔离肺灌注系统的主要优点是，可以在人工实验室设置下保持其生理功能的完整功能器官中评估实验参数。此外，它允许测量和操作肺机械通气，以分析肺生理学的成分，如气道阻力，总血管阻力，气体交换和水肿形成，迄今为止无法在 实验室 动物体内精确测量2。值得注意的是，可以完全控制灌注肺部溶液的成分，从而能够添加物质以实时评估其效果并从灌注中收集样本以进行进一步研究11。使用孤立肺系统的研究人员应该记住，机械通气会导致肺组织腐烂，缩短其有用时间。在实验期间，这种机械参数的渐进性下降可以通过偶尔使肺部过度充气而显着延迟4。尽管如此，准备工作通常不能持续超过八个小时。 离体 肺灌注系统的另一个考虑因素是缺乏中枢神经调节和淋巴引流。它们缺失的影响尚未完全理解，并可能成为某些实验中偏见的来源。
分离肺灌注系统技术可以在兔模型中进行，具有高度的一致性和可重复性。这项工作描述了在墨西哥城国家呼吸测量研究所为兔子模型开发的 离体 孤立肺灌注技术的技术和外科手术程序，旨在分享见解，并为该实验模型应用的关键步骤提供明确的指导。
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Protocol
兔模型中的分离灌注系统已在呼吸系统国家研究所的支气管反应亢进实验室中得到广泛应用。该协议包括新西兰兔子，体重约为2.5-3公斤。所有动物均按照墨西哥官方实验动物指南（NOM 062-ZOO-1999）和《实验动物护理和使用指南》（第8版，2011年）在标准动物饲养条件和随意喂养。该协议中提出的所有动物程序和动物护理方法之前都已获得呼吸系统国家研究所伦理委员会的批准。
注意：分离肺灌注系统的制备涉及动物在麻醉下和通过安乐死故意死亡。
1.设备及仪器的制备。
- 设备布置：
- 根据兔子的重量设置一个尺寸的手术台。
- 将人造胸罩的盖子安装在钢柱上，下面是玻璃室，两侧是带有滚筒泵的通风机。
- 确保盖子易于倾斜，使气管套管与气管对齐，以便更快地连接。
- 人工胸部：
注：它是系统的重要组成部分。它由一个由特殊盖子密封的水套玻璃室组成。盖子用作管风琴支架，其连接以插管气管和嵌入其中的血管。- 设置由压缩空气操作的文丘里喷射器，以在人工胸部内产生负压。
注：通气控制模块（VCM）允许单独调整吸气和呼气末压力以及呼吸速率和吸气持续时间与总周期持续时间的比值。
- 设置由压缩空气操作的文丘里喷射器，以在人工胸部内产生负压。
- 装置：
- 确保正常工作的设备由安装在支撑人造胸部的底板上的主钢柱组成，气量计和重量传感器位于其上方和带有气泡陷阱的预热线圈后面。
- 将一个差压传感器连接到气压计，将另一个传感器连接到腔室压力仪。在胸部后面设置几个不同的压力传感器来测量灌注和静脉压力。
- 将氧合器下方的转换料与水平电极和设备旁边的通风系统连接。
2.手术提取心肺传导阻滞。
- 麻醉：
- 使用镇静剂（甲苯噻嗪）和巴比妥酸盐（戊巴比妥）的组合。
注意：可以使用不同的麻醉鸡尾酒，而对实验结果没有影响。 - 首先，用单次肌内注射盐酸西拉嗪（3-5mg / kg）镇静健康的新西兰兔。确保兔子保持冷静和放松，以便在注射几分钟后进一步操作。
- 镇静后，使用边缘（外侧）耳静脉作为静脉注射戊巴比妥钠（28mg / kg）麻醉兔子的通道。
- 使用镇静剂（甲苯噻嗪）和巴比妥酸盐（戊巴比妥）的组合。
- 监测：
- 为避免麻醉不足或心脏和呼吸功能过度抑制，请监测以下参数。要评估麻醉深度，请进行脚趾捏合测试。
- 确保粘膜是粉红色的。蓝色或灰色阴影表示缺氧。
- 确保心率在120-135次/分钟之间，体温不会低于36.5°C。
- 动物放置：
- 剃掉兔子的躯干，将动物放在手术台上，保持仰卧位。将通风系统放在桌子附近，兔头后面，以便在气管切开术后快速连接插管，以避免间座损伤。
- 切口和气管切开术：
- 用从膈膜到颈部的3-5厘米的腹侧正中线切口解剖皮肤。
- 使用手术剪刀，在两个软骨环之间切开气管的前2/3，以将气管套管插入气管纤维膜。
- 插入 5 毫米 （外径;OD）气管插管穿过气管纤维膜，并用4-0丝缝线小心地固定它。
- 将镊子或镊子放在气管下方，以确保套管不会向气管弯曲。
- 正压通风：
- 只要肺保持在人工胸部之外，使用小种类呼吸泵通气正压，以避免手术过程中肺塌陷。
- 气管切开术后和胸部打开之前，通过连接到呼吸泵的气管套管快速启动通气。
- 将潮气量设置为 10 mL/kg。
注意：根据实验设置和人工胸部模型，通过用于提供负压的相同通风泵或不同的通风泵提供正压通气，从而实现快速再插管。
- 开胸和外血化：
- 要进入胸腔，请使用手术刀或剪刀打开胸壁，并进行内侧胸骨切开术，直至胸部的上三分之一。
- 用两个牵开器将胸部的一半打开。几个肺皮瓣通常围绕着心脏。
- 定位上下腔静脉，并用线推荐它们。
- 在动物脱血之前，确定右心室并注射1000 UI / kg肝素。
- 注射后立即用预循环线固定上腔和下腔静脉并进行脱血。
- 心肺收获：
- 轻柔快速地收集心肺传导阻滞。使用直接数字解剖或弹簧剪将结缔组织分开，以便从胸部切除肺部。
- 解剖该区域的脉管系统以及食道。
- 切开胸骨的手房，将内侧胸骨切开术延伸至气管套管，将两侧的气管从连接组织中释放出来。
- 现在，切除气管套管上方的气管。在切除气管和肺的背侧固定时，轻轻拉起颅尾轴上的套管。
- 插管：
- 将孤立的肺从胸部抬起，小心地将它们放在培养皿上的无菌纱布上。
- 为预防肺不张，使用正压通气对肺进行通气，呼气末正压 （PEEP） 设置为 2 cmH 2O。
- 通过在房室沟的水平处将其从心脏上切除来切除心室。
- 打开两个心室后，用篮子通过肺动脉为兔子引入OD 4.6 mm肺动脉套管，并将OD 5.9 mm左心房套管引入兔子，篮子通过二尖瓣进入左心房。
- 在肺动脉和左心房中使用4-0丝线缝合线来固定套管。包括肺动脉和左心房结扎中的周围组织，以避免这些结构的膨胀。
- 通过动脉套管注入250mL盐水等渗溶液，冲洗血管床的剩余血液。
3.灌注技术。
- 设置：
- 将孤立的肺小心地放入肺腔中。
- 将气管连接到腔室盖上的转导器上。
- 将插管血管连接到灌注系统。
- 关闭腔室并用旋转锁固定它。
注：再循环灌注回路由开放式静脉储液器、蠕动泵、热交换器和气泡捕集器组成。 - 此时，安装腔室盖并打开旋塞阀，从正压通风切换到负压通风。要检查肺部的负压通气和腔室的气密闭合，请检查肺的呼吸偏移和压力表上的腔室压力。
- 用200 mL人造无血灌注剂（含有2.5%牛白蛋白的克雷布斯-林格碳酸氢盐缓冲液）灌注肺部。
- 以 3 mL/min/kg 开始灌注液流量，然后在 5 分钟内缓慢增加流量至 5 mL/min/kg。在接下来的5分钟内达到8 mL / min / kg的流量，然后在另一个5分钟之后达到10 mL / min / kg的最大通量。注意避免空气进入电路。
注意：将灌注液的pH值和温度保持在生理范围内（pH 7.4-7.5;温度，37°C-38°C）。要调节pH值，请加入NaHCO3（1N）或增加二氧化碳的流量。或者，使用HCl（0.1N）进行酸化。
- 参数：
- 检查是否根据需要设置了预定的灌注和通气参数。
- 用加湿空气以 30 bpm 的频率、10 mL/kg 的潮气量和 2 cmH 2O 的呼气末压 （Pe） 对肺部进行通气。
注：肺动脉压（0-20 mmHg）对应于肺干上方以厘米为单位的氧合器或储液器中的液位高度，而肺静脉压对应于左心房上方压力平衡室的高度。这两个值都可以修改。请注意，左心房压力也是0-20 mmHg。
- 达到区域 3 条件：
- 使用连接到固定在肺动脉、左心房和压力换能器中的套管侧端口的两根导管来测量动脉 （Pa） 和静脉 （Pv） 压力。
- 将基线压力设置为肺门水平（零参考）。
- 在3区通风条件下进行实验。要实现这一点，等待10-15分钟以获得以等角状态为特征的平衡。
- 确保静脉压高于肺泡压（Palv），动脉压保持高于两者（Pa > Pv > Palv），以防发生3区疾病。
- 确保肺的重量保持恒定，动脉和左心房压力稳定，以达到3区条件，在实验过程中打开最大数量的肺血管并保持微血管床含量。
注意：肯德基作为肺水肿指标的测量在手动和自动灌注系统之间没有变化。
- 电子控制和信号处理：确保呼吸流量、重量变化、微血管压力、潮气量、血管阻力等被记录在多个中央电子单元上，该单元集成了来自传感器的信号，并显示在评估系统上。
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Representative Results
隔离的肺灌注系统允许器官操作活检，从灌注中收集样本以及实时收集生理参数的数据。分离的系统可用于测试涉及不同功能和肺部现象的许多假设，从代谢和酶活性到水肿形成和肺移植的保存期。
图1显示了完全组装的隔离式肺灌注系统以及通气系统和计算数据采集的图表。系统的灌注组件确保灌注液不断流过孤立的肺部。肺动脉管以提供流入灌注，而灌注流出通过插管心脏左心房来提供。使用滚筒泵将灌注液通过，使灌注液通过热交换器，然后通过气泡陷阱进入肺动脉，最后进入肺血管床。该系统的通气组件允许通气介质不断流过气压计远端，直接通过气管套管进入肺部。
图2显示了在4°C下保存24小时的分离肺中MAO（图2A）和5-HT（图2B）的浓度。从不同时间获得的血管内液体样品中测定血清素和单胺氧化酶水平，并通过ELISA进行分析。5-HT浓度在保存15分钟后达到峰值，然后在接下来的6小时内降低。之后，灌注水平显示到第24小时无统计学意义的增加。MAO水平表现出类似的行为，在保存15分钟后达到峰值，然后在接下来的六小时内下降到第24小时12。图3显示了在4°C下分离的肺部制剂中测量的5-HT和MAO释放率，以初始值的百分比表示。 在保存的第一个小时内，5-HT水平高于MAO，并且在被内皮细胞和血小板以及MAO介导的分解代谢重新捕获后6小时内下降12。
图4显示了NEP（视密度/mg蛋白/分钟）和ACE酶活性（视密度/mg蛋白/分钟）随时间变化的分离肺制剂。NEP活性（图4A）通过使用N-Dansyl-D-Ala-Gly-pnitro-Phe-Gly作为NEP底物的分光光度法测定，然后依那普利加成以抑制ACE。使用依那普利作为ACE底物的分光光度法测定ACE活性（图4B），然后加用磷酰胺以抑制NEP。由于两种溶液都含有依那普利，因此ACE活性被计算为具有和不含依那普利的样品之间的荧光差异13。
图5 显示了在兔模型中分离的肺灌注系统中24小时期间肺保存对毛细血管通透性（mKfc）的影响。收获后立即评估的对照组（n = 6）的mKfc为2.8±0.8（mL / min / cmH2O / g）标准误差，相比之下，灌注肺在mKfc上逐渐增加，在6 h时得分为7.5±1.4（n = 6），在12 h时为10.8±2.3（n = 6），在保存24小时后达到16.3±2.5（n = 6）13。
图6 显示了不同添加剂在不同条件下对孤立肺灌注系统毛细血管通透性的影响。通过静脉流出的部分阻塞产生10 cmH 2O的突然压力增量，以测量毛细血管床通过毛细血管过滤系数（Kfc）的渗透性。为了测量肯德基，从左心室流出到克雷布斯储液槽的流出管被部分夹紧。然后，将部分夹具保持3分钟，确保压力增量达到10 cmH2O。松开了夹紧，正常流动继续。这种动作被记录为动脉压的增加和肺重量增加。最后一个参数被视为肯德基。
图1：孤立肺灌注系统的示意图。 这个数字是从Hugo Sachs Elektronik（HSE），Harvard Apparatus14修改而来的。 请点击此处查看此图的放大版本。
图2：参与肺代谢和血管通透性的5-羟色胺（5-HT）和单胺氧化酶（MAO）的浓度。 在4°C至24小时内保存的孤立肺中（A）MAO和（B）5-HT 的浓度。
图3：血清素（5-HT）和单胺氧化酶（MAO）的释放速率。 5-HT和MAO的释放速率，以初始值的百分比表示，在4°C的孤立肺部制剂中测量24小时 。
图4：中性内肽酶（NEP）和血管紧张素转换酶（ACE）的酶活性。 （A）NEP和（B）ACE在4°C下保存的分离肺中随时间推移的酶活性至24小时 。
图5：肺保存对毛细血管通透性（mKfc）的影响。 该数据显示了在兔模型中，在孤立的肺灌注系统中，肺保存在24小时内对毛细血管通透性（mKfc）的影响。 请点击此处查看此图的放大版本。
图6：不同添加剂对毛细管渗透率的影响。 不同添加剂对不同条件下分离肺灌注系统毛细血管通透性的影响. 请点击此处查看此图的放大版本。
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Discussion
这项工作展示了孤立肺灌注系统的一般观点，这是肺生理学研究中的一项基本技术。隔离式肺灌注系统在用途上具有高度的多功能性，并允许评估与测试各种假设相关的几个参数15。孤立的肺系统是一种具有全球影响力的工具，在过去十年中，它进一步确立了其与器官特异性评估的相关性，并扩展了其作为涉及间充质干细胞16 和CRISPR / Cas9基因组工程等的最先进技术和新疗法的延伸的用途17。目前的 离体 肺灌注研究领域广泛涵盖抗炎策略、通气损伤管理和预防、抗排斥治疗和抗肺水肿表现15。
需要对设备进行适当的组装，以确保正确的数据记忆。如图 1 所示，整个系统由连接到通风系统的负压湿室和分别模仿肺部呼吸和循环功能的灌注系统组成。两个系统都连接到数据采集系统，该系统允许添加可根据任何协议需求定制的测量设备。收获心肺传导阻滞的手术过程应快速进行，最好由有经验的人员进行，以避免额外的组织损伤，以尽可能保持肺部完整，以便生理功能可以继续，而不会在实验过程中受到进一步的干扰。该系统还允许实时灌注样本收集，可用于确定某些分子在不同肺功能中的作用（例如，肝素对肺保存的作用）。
为了在肺血管（即毛细血管）之间实现灌注流量的适当分布，应获得3区条件。区域 1 条件定义为动脉压降至肺泡压力以下的区域，通常接近大气压。当这种情况发生时，毛细血管变平，使血液或灌注无法流动。在正常情况下，区域 1 不能存在，因为动脉压足以保证血流分布。然而，如果动脉压下降或肺泡压力升高（如正压通气期间），则可能出现 1 区疾病。1区条件导致未灌注的通气肺无法进行气体交换。在 2 区条件下，动脉压高于肺泡压。然而，静脉压仍低于肺泡压力，导致由动脉和肺泡压力之间的差异决定的灌注流量。可以使用 Starling 电阻器对这种行为进行建模。3区疾病由动脉压和静脉压之间的差异决定。区域3中灌注流量的增加是因为毛细血管膨胀，调节了最大数量的肺血管的开口。
该系统的单元由七个模块组成：两个模拟传感器放大器模块（TAM-A），配备模拟LED条形图信号，用于监测动态信号（血压，呼吸气流，收缩力等），一个数字传感器放大器模块（TAM-D），带有数字数字显示器，旨在监测缓慢变化的脉动信号;灌注模块（SCP）的伺服控制器，与TAM-A和TAM-D放大器一起工作，使用蠕动泵对孤立的器官灌注进行灌注控制，泵速可以设置为恒压模式或通过SCP手动控制;测量肺重量的水肿平衡模块（EBM）;一个通风控制模块（VCM）用于控制正压和负压通气，以及一个定时器计数器模块（TCM），可以设置为触发VCM以执行深度吸气循环。
全球肺部和呼吸道疾病的高患病率以及当前治疗方案的局限性迫使对肺移植的需求增加，因为它仍然是晚期肺病患者的黄金标准治疗18。 离体 肺灌注系统是测试基础和临床研究靶向治疗的绝佳平台。在临床水平上， 离体 灌注系统可用于评估体外的移植组织，允许在移植前测试分离的器官，帮助收集临床数据，以便对移植的有效性进行更精确的预后。合理使用孤立的肺灌注系统可以帮助优化肺移植手术，使其成为更安全，更具选择性的手术。分离肺模型也可用于先进诊断和治疗技术的基础研究，例如滴注间充质干细胞和其他免疫介导的疗法;许多报告显示 ，离体 灌注技术作为进一步研究肺保存的平台，在开发避免缺血再灌注损伤和肺水肿、延长器官活力的技术方面具有潜力15。与孤立肺模型相关的一些故障排除步骤和局限性主要是该技术因淋巴引流限制而可能产生的水肿的短暂可用时间以及该技术的全身效应。毛细血管滤过系数 （Kfc） 测定是测量保留的肺组织功能并确定水肿程度随时间变化的可靠标准。在Kfc19的手动和自动测定之间没有发现差异。
随着孤立肺灌注系统的广泛使用和新疗法改变临床格局， 离体 灌注技术正在成为改善不同肺部病理患者预后以及增加潜在肺供体池而不影响受体安全性的选择性选择，有望开启肺保存和肺移植的新时代。Covid-19大流行的出现以及COPD在全球人口中的患病率增加18，20 凸显了进一步对肺生理学，肺保存和肺移植进行基础研究的必要性，以及对转化医学观点的新疗法的临床前研究。此外， 离体 兔模型是一种易于使用且实用的模型，用于培训肺病学领域的居民和学生，特别是那些涉及胸外科和ECMO的患者。鼓励任何参与呼吸或胸腔肺研究方案的实验室考虑将孤立的肺灌注系统作为其日常实验工具的一部分。
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Disclosures
作者声明没有利益冲突。
Acknowledgments
作者要感谢Bettina Sommer Cervantes博士对撰写本手稿的支持，并感谢Kitzia Elena Lara Safont对插图的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-Stop Tygon E-Lab Tubing, 3.17 mm ID, 12/pack, Black/White | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-1864 | |
| Adapter for Positive Pressure Ventilation on IPL-4 | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4312 | |
| Adapter for Positive Pressure Ventilation on IPL-4 | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4312 | |
| Alternative Pressure-Free Gas Supply for IPL-4: To supply the trachea with gas mixture different from room air during negative ventilation | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4309 | |
| Base Unit for the Rabbit to Fetal Pig Isolated Perfused Lung | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4138 | |
| Bovine serum A2:D41albumin lyophilized powder | sigma | 3912 | 500 g |
| Calcium chloride, CaCl2·2H2O. | JT Baker | 10035-04-8 | |
| Cryogenic vials | Corning | 430659 | 2 mL |
| D-glucosa, C6H12O6. | sigma | G5767 | |
| Differential Low Pressure Transducer DLP2.5, Range +- 2.5 cmH2O, HSE Connector | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-3882 | |
| Differential Pressure Transducer MPX, Range +- 100 cmH2O, HSE Connector | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0064 | |
| Eppendorf tubes | |||
| Ethanol absolute HPLC grade | Caledon | ||
| Falcon tubes | 14 mL | ||
| Harvard Peristaltic Pump P-230 (Complete with Control Box and P-230 Motor Drive) | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 70-7001 | |
| Heated Linear Pneumotachometer 0 to 10 L/min flow range | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 59-9349 | |
| Heater Controller for Single Pneumotachometer 230 VAC, 50 Hz | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 59-9703 | |
| Heparin | PISA | 5000 UI | |
| HPLC Column (C18 100A 5U) | Alltech | 98121213 | 150 mm x 4.6 mm |
| Hydrophilic Syringe Filter | Millex | SLLGR04NL | 4 mm |
| IPL-4 Core System for Isolated Rabbit to Fetal Pig Lung, 230 | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4296 | |
| IPL-4 Core System for Isolated Rabbit to Fetal Pig Lung, 230 V | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4296 | |
| Jacketed Glass Reservoir for Buffer Solution, with Frit and Tubing, 6.0 L | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0322 | |
| Lauda Thermostatic Circulator, Type E-103, 230 V/50 Hz, 3 L Bath Volume, Temperature Range 20 to 150°C | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0125 | |
| Left Atrium Cannula for Rabbit with Basket, OD 5.9 mm | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4162 | |
| Low Range Blood Pressure Transducer P75 for PLUGSYS Module | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0020 | |
| Magnesium sulfate heptahydrate, MgSO4·7H2O | JT Baker | 10034-99-8 | |
| Microcentrifuge Tube | Corning | 430909 | |
| Negative Pressure Ventilation Control Option with Pressure Regulator for IPL-4 | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4298 | |
| New Zeland rabbits | |||
| PISABENTAL (Pentobarbital sodium) | PISA | Q-7833-215 | |
| PLUGSYS Case, Type 603* 7 | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0045 | |
| PLUGSYS TCM Time Counter Module | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-1750 | |
| PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-A) | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0065 | |
| PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-D) | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-1793 | |
| PLUGSYS VCM-4R Ventilation Control Module with Pressure Regulator | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-1755 | |
| Potassium chloride, KCl. | JT Baker | 3040-01 | |
| Potassium dihydrogen phosphate, KH2PO4 | JT Baker | 7778-77-0 | |
| PROCIN (Xylacine clorhydrate) | PISA | Q-7833-099 | |
| Pulmonary Artery Cannula for Rabbit with Basket, OD 4.6 mm | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4161 | |
| Scalpel knife | |||
| Serotonin 5-HT | |||
| Servo Controller for Perfusion (SCP | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-2806 | |
| Snap Cap Microcentrifuge Tube | Costar | 3620 | 1.7 mL |
| Sodium bicarbonate, NaHCO3 | sigma | S6014 | |
| Sodium chloride, NaCl. | sigma | S9888 | |
| Surgical gloves No. 7 1/2 | |||
| Surgical gloves No. 8 | |||
| Taygon tubes | Masterflex | ||
| Tracheal Cannula for Rabbit, OD 5.0 mm | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4163 |
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