Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Kvantifiering, viabilitetsbedömning och visualiseringsstrategier för biofilmer av acinetobacter

Published: August 4, 2023 doi: 10.3791/65517
Automatic Translation
1,2, 3
1Korea Food Research Institute, 2Department of Food Biotechnology, Korea University of Science and Technology, 3Advanced Radiation Technology Institute, Korea Atomic Energy Research Institute

Summary

Detta protokoll beskriver beredningen av inokulatet, kvantifieringen av biofilm på mikrotiterplattor med hjälp av kristallviolett färgämne, det livskraftiga antalet i biofilmer och visualiseringen av biofilmer av Acinetobacter.

Abstract

Acinetobacter orsakar nosokomiala infektioner och dess biofilmbildning kan bidra till överlevnad på torra ytor som sjukhusmiljöer. Kvantifiering och visualisering av biofilm är därför viktiga metoder för att bedöma potentialen hos Acinetobacter-stammar att orsaka nosokomiala infektioner. De biofilmer som bildas på mikroplattans yta kan kvantifieras i termer av volym och cellantal. Biofilmvolymer kan kvantifieras genom färgning med kristallviolett, tvättning, avfärgning med etanol och sedan mätning av det lösliga färgämnet med hjälp av en mikroplattläsare. För att kvantifiera antalet celler som är inbäddade i biofilmerna skrapas biofilmerna bort med hjälp av cellskrapor, skördas i saltlösningen, omrörs kraftigt i närvaro av glaspärlor och sprids på Acinetobacter-agar. Därefter inkuberas plattorna vid 30 °C i 24-42 timmar. Efter inkubationen räknas de röda kolonierna upp för att uppskatta antalet celler i biofilmerna. Denna livskraftiga räkningsmetod kan också vara användbar för att räkna Acinetobacter-celler i biofilmer av blandade arter. Biofilmer från Acinetobacter kan visualiseras med hjälp av fluorescerande färgämnen. En kommersiellt tillgänglig mikroplatta avsedd för mikroskopisk analys används för att bilda biofilmer. Därefter färgas de biofilmer som fästs på bottenytan med SYTO9 och propidiumjodidfärgämnen, tvättas och visualiseras sedan med konfokal laserskanningsmikroskopi.

Introduction

Acinetobacter är känt för att orsaka nosokomiala infektioner, och dess infektion hos människor, särskilt på vårdinrättningar, rapporteras alltoftare 1. Det är utbrett på sjukhus, vårdinrättningar och livsmedelsrelaterade miljöer 2,3,4. Det kan överleva under lång tid i miljöer inklusive sjukhusytor som sängräcken, nattduksbord, ytan på ventilatorer och handfat4. Sådan persistens på ytor i omgivningen kan vara en av de signifikanta faktorer som bidrar till de nosokomiala infektionerna av Acinetobacter4.

Biofilm är en form av mikrobiellt liv och är en mikrobiell matris som består av levande mikrobiella celler och extracellulära polymera ämnen (EPS) från cellerna5. De mikrobiella cellerna är inbäddade i matrisen och är ofta mycket motståndskraftiga mot miljöpåfrestningar som värme, salter, torrhet, antibiotika, desinfektionsmedel och skjuvkrafter 6,7.

Acinetobacter kan bilda biofilmer på ytor, vilket tyder på att det kan bidra till förlängd överlevnad på miljöytor, inklusive sjukhusytor, och ökad resistens mot antibiotikabehandling 8,9. Dessutom kan biofilmbildningen av Acinetobacter vara starkt associerad med kliniska resultat hos människa8. Därför kan biofilmformbarheten hos Acinetobacter-stammar vara en av indikatorerna för att förutsäga miljööverlevnad och infektioner hos människor 8,10.

De ytfästa biofilmerna kan kvantifieras och visualiseras för att bedöma biofilmens formbarhet. För att kvantifiera ytfästa biofilmer färgas biofilmerna normalt av biofilmfärgande färgämnen som kristallviolett, och färgämnena elueras i lösning och mäts för optisk densitet11. Visualisering av biofilmer är en annan bra metod för att bedöma biofilmens formbarhet11. Visualiseringsmetod med konfokal laserskanningsmikroskopi (CLSM) som använder specificitet med fluorescerande färgämnen kan vara mer användbar för att karakterisera biofilmens morfologi jämfört med andra tekniker såsom SEM12,13.

De livskraftiga cellerna i biofilmer kan räknas för att uppskatta antalet livskraftiga celler i biofilmer11. De livsdugliga cellerna som är inbäddade i biofilmer lösgörs, späds ut, sprids på agarplattor, inkuberas och räknas. Eftersom det högre antalet celler sannolikt uppfyller den infektiösa dosen kan det ge mer detaljerad information om biofilmer, såsom infektionspotentialer associerade med antalet celler13,14.

Denna artikel presenterar steg-för-steg-protokoll för att (1) kvantifiera ytfästa biofilmer, (2) räkna livskraftiga celler i biofilmerna och (3) visualisera biofilmerna med hjälp av CLSM av Acinetobacter. De presenterade protokollen beskriver metoderna för att bedöma biofilmens formbarhet hos Acinetobacter-isolat och karakterisera deras biofilmer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Beredning av bakteriell inokulat

  1. Ta bort injektionsflaskan med glycerolstam som förvaras vid -80 °C.
  2. Ta bort bakteriestammen (2-10 μL) från injektionsflaskan med en steril pipettspets.
    OBS: Acinetobacter-stammar, A. bouvetii (13-1-1), A. junii (13-1-2), A. pittii (13-2-5), A. baumannii (13-2-9), A. radioresistens (20-1) och A. ursingii (24-1) används i detta protokoll.
  3. Inokulera en kommersiellt tillgänglig blodagarplatta (tryptisk sojaagar kompletterad med 5 % fårblod, se materialförteckning) med bakterierna.
    OBS: Andra medier, såsom näringsagar eller MacConkey-agar, kan också användas.
  4. Stryk agarytan med en steril ögla med intermittent flamning för att tunna ut den.
  5. Placera agarplattan upp och ner i en inkubator och inkubera vid 30 °C över natten i 20-24 timmar.
  6. Plocka en enda koloni av bakteriekulturen med en steril nål och inokulera 5 ml steril hjärnhjärtinfusionsbuljong (BHI, se materialförteckning) med kulturen.
  7. Inkubera den inokulerade buljongen i en skakinkubator vid 30 °C över natten i 20-24 timmar vid cirka 150 varv per minut.
  8. Överför 1 ml av nattkulturen till ett sterilt mikrocentrifugrör och centrifugera nattkulturen vid 6 000 × g i 10 minuter vid rumstemperatur (RT).
  9. Ta bort supernatanten med en pipett.
  10. Använd en virvel och återsuspendera pelleten i 1 ml steril fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS).
  11. Centrifugera vid 6 000 × g i 10 minuter vid RT och avlägsna supernatanten.
  12. Återsuspendera pelleten i steril tiofaldigt utspädd BHI med hjälp av virvel till en optisk densitet på cirka 0,1 vid 600 nm.
    OBS: Den optiska densiteten på cirka 0.1 motsvarar cirka 107 CFU/ml.

2. Kvantifiering av biofilm med användning av kristallviolett

  1. Tillsätt 200 μL inokulat till varje brunn i en steril 96-hålsplatta av polystyren (se materialtabell) och tillsätt 200 μL avjoniserat vatten till var och en av de yttersta brunnarna för att förhindra att de inre brunnarna torkar ut15.
  2. Tillsätt 200 μL tiofaldigt utspädd BHI till varje brunn på samma platta som en negativ kontroll.
  3. Inkubera plattan vid 25 °C i 24 timmar.
  4. Ta bort supernatanten med en pipett.
    OBS: Flerkanalspipett är ofta bekvämare för flera samples.
  5. Tillsätt försiktigt 300 μL PBS till varje brunn och ta bort supernatanten med en pipett.
    OBS: Flerkanalspipett är ofta bekvämare för flera samples.
  6. Upprepa steg 2.5 två gånger till.
  7. Tillsätt 200 μl kristallviolett lösning (1 %) (se materialtabell) till varje brunn och inkubera vid RT i 30 min.
  8. Upprepa steg 2.4-2.6.
  9. Tillsätt 200 μl absolut etanol till varje brunn och inkubera i 15 minuter vid RT. Blanda ordentligt genom att pipettera upp och ner flera gånger.
  10. Överför 100 μL eluering från varje brunn till en ny platta med 96 brunnar.
  11. Mät absorbansen vid 595 nm med hjälp av en mikroplattläsare (se materialförteckning).
  12. När absorbansen överstiger 2,0, gör en lämplig utspädning av provet till absorbansen under 2,0 i absolut etanol och mät det som i steg 2.11. Beräkna sedan provets absorbans (slutvärde) genom att multiplicera det observerade värdet med utspädningsfaktorn.
  13. Beräkna provernas verkliga absorbans genom att subtrahera medelvärdet för den negativa kontrollen från värdet för varje brunn i proverna på samma brunnsplatta.

3. Livsduglighet för biofilm

  1. Tillsätt 1 ml inokulum (steg 1) till varje brunn på en steril 12-hålsplatta av polystyren15. Inkubera plattan vid 25 °C i 24 timmar. Ta bort supernatanten med en pipett.
  2. Tillsätt försiktigt 1,5 ml steril PBS till varje brunn och ta bort supernatanten med en pipett. Tillsätt 1 ml steril PBS till varje brunn.
  3. Skrapa av brunnens botten- och väggytor med monterade cellskrapor.
  4. Överför den skördade cellsuspensionen till ett sterilt plaströr (10-1) som innehåller 9 ml saltlösning (0,85 % NaCl) och 10-20 glaspärlor (se materialförteckning).
    OBS: För att samla upp eventuellt kvarvarande biofilmskräp som finns kvar på brunnens bottenyta kan det återsuspenderas och överföras med pipett med koksaltlösning från 10-1-röret .
  5. Virvla 10-1-röret i 60 s vid maximal hastighet.
  6. Gör en 10-faldig seriespädning genom att överföra 1 ml till nästa sterila rör (10-2) som innehåller 9 ml koksaltlösning (0,85 % NaCl) upp till 10-7.
  7. Sprid 100 μl från varje spädning på Acinetobacter-agar (se materialtabell) och inkubera agarplattorna vid 30 °C i 24-42 timmar.
  8. Räkna antalet typiska röda kolonier på varje platta manuellt i intervallet mellan 10 och 250.
  9. Beräkna antalet livskraftiga celler i biofilmen i varje brunn med hjälp av ekvationen nedan:
    Livsdugliga celler = Antal kolonier × Spädningsfaktorer × 10

4. Biofilmvisualisering med konfokal laserskanningsmikroskopi (CLSM)

  1. Tillsätt 200 μl inokulat till varje brunn på en steril 96-hålsplatta avsedd för mikroskopisk analys.
  2. Inkubera plattan vid 25 °C i 24 timmar.
  3. Ta bort supernatanten med en pipett.
  4. Tillsätt försiktigt 300 μL filtersteriliserat avjoniserat vatten till varje brunn och ta bort supernatanten med en pipett.
  5. Upprepa steg 4.4.
  6. Bered blandningen av SYTO 9 och propidiumjodid (se materialtabell) utspädd i filtersteriliserat avjoniserat vatten till en slutlig koncentration av 10 μM respektive 60 μM.
  7. Tillsätt blandningen till varje brunn vid 200 μL och inkubera plattan i 20-30 minuter vid RT i mörker.
  8. Upprepa steg 4.3-4.4
  9. Visualisera de bottenytfästa biofilmerna med CLSM med excitationsvåglängden 488 nm och 561 nm och emissionsvåglängdsområdet 499-535 nm respektive 568-712 nm.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

I enlighet med protokollet bildades biofilmerna av Acinetobacter-isolat, som ursprungligen isolerats från köksytor, på en 96-håls polystyrenplatta, färgad med kristallviolett, och färgämnena löstes i etanol och mättes för biofilmsmassa (figur 1). Antalet biofilmer varierade kraftigt beroende på stammarna från OD 0,04 till 1,69 (Figur 1). Baserat på de kriterier som fastställts av Stepanović et al.16 bildade alla isolat utom A. bouvetii biofilm. A. radioresistens bildade en svag biofilm. A. junii och A. baumannii bildade måttliga biofilmer, medan A. pittii och A. ursingii bildade starka biofilmer.

För att räkna livskraftiga celler i biofilmer skrapades biofilmerna bort med hjälp av cellskrapor, virvlades i hög hastighet, späddes ut och spreds på Acinetobacter-selektiva plattorna. Efter inkubationen räknades antalet kolonier för att uppskatta antalet biofilmceller (Figur 2). Alla isolat utom A. bouvetii hade celler motsvarande 7-8 Log CFU i sina biofilmer. I överensstämmelse med den icke-bildande egenskapen hos biofilm som visas av kristallviolett analys, hade A. bouvetii en mycket lägre nivå av cellantal vid 4,4 log CFU.

De biofilmer som fästs på bottenytan visualiserades med hjälp av CLSM (Figur 3). En betydande mängd biofilm hittades i A. junii, A. baumnnii och A. ursingii med distinkta biofilmsmorfologier. Medan A. pittii var en stark biofilmbildare i kristallviolett analys, bildade den inte mycket biofilm på bottenytan.

Figure 1
Figur 1: Mätning av biofilmsmassan av Acinetobacter bildad på en 96-håls polystyrenplatta med hjälp av kristallviolett analys. Felstaplarna representerar standardavvikelsen från tre exemplar. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 2
Figur 2: Livskraftiga räkningar av Acinetobacter-biofilmer bildade på en 12-hålsplatta av polystyren. Felstaplarna representerar standardavvikelsen från dubbletten. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 3
Figur 3: Bottenyta fäst Acinetobacter-biofilmer bildade på en 96-hålsplatta visualiserad av CLSM med SYTO 9 och propidiumjodidfärgämnen. Skalstaplar: 50 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Med hjälp av det beskrivna protokollet mättes, visualiserades biofilmbildningen av Acinetobacter-isolat med varierande grad och de livskraftiga cellerna i biofilmerna uppskattades (Figur 1, Figur 2 och Figur 3).

I detta protokoll användes två olika temperaturer, 30 °C för tillväxt och 25 °C för biofilmbildning av Acinetobacter. 30 °C användes eftersom många studier använde mer än 30 °C för optimal tillväxt av Acinetobacter, vilket skulle vara lämpligt för att erhålla tillräckligt med inokulum12,13,14,17. Denna temperatur är dock i allmänhet högre än temperaturerna i den miljö där biofilm skulle bildas, såsom sjukhusytor eller livsmedelsbearbetningsmiljöer. Därför användes 25 °C för biofilmbildning, vilket skulle simulera dessa miljöförhållanden mer.

Detta protokoll använde 10-faldigt utspädd BHI istället för den ursprungliga BHI för att bilda biofilmer (steg 1.12). Många ytor, t.ex. sjukhusytor eller livsmedelsmiljöer, är sannolikt näringsfattiga18,19. Dessutom finns mikroorganismer på de förorenade ytorna kvar på ytorna efter rengöring och kvarstår under näringsfattiga förhållanden20. Därför är förhållanden med låg näringshalt som 10-faldigt utspädd BHI mer önskvärda än förhållanden med hög näringshalt som ursprunglig BHI.

Kristallviolett analys är en allmänt accepterad och väletablerad metod för att mäta biofilmsmassa, och denna studie visade att biofilmens formbarhet av Acinetobacter kan urskiljas vid olika nivåer med hjälp av denna metod.

Livsdugligt antal i biofilm är också viktigt eftersom de livskraftiga cellerna i biofilmer är ansvariga för mänskliga infektioner som är mer benägna att inträffa av ett högre antal celler21. Dessutom kan den livskraftiga räkningen vara ett bra verktyg för att särskilja dåliga biofilmsproducenter, vilket visas i A. bouvetii och A. radioresistens (Figur 1 och Figur 2). Det livsdugliga antalet A. radioresistens var mycket högre än det för A. bouvetii, medan liten skillnad hittades i biofilmsmassa, vilket tyder på en högre risk för infektion av A. radioresistens (Figur 1 och Figur 2). Denna metod kan också användas för att uppskatta andelen Acinetobacter i biofilmer av flera arter, vilket är vanligare i miljön.

Acinetobacter bildar biofilm inte bara på bottenytan utan även på sidoväggen, särskilt vid gränsytan mellan luft och vätska i rör17,22. CLSM-analys med hjälp av en mikrotiterplatta är begränsad till de biofilmer som fästs på bottenytan, vilket gör det ibland svårt att jämföra med resultaten med kristallviolett analys, som mäter alla nedsänkta ytor, inklusive väggytorna. En betydande mängd biofilm vid gränsytan mellan luft och vätska hittades också i dessa isolat, särskilt den starka biofilmsproducenten A. pittii. Den bildade relativt dålig biofilm på bottenytan jämfört med andra isolat (figur 3). Därför måste en mikroskopisk analysteknik vidareutvecklas för att visualisera de biofilmer som bildas vid sidoväggen.

I denna studie användes tre olika analyser, kristallviolett, viable count och CLSM, för att karakterisera biofilmerna av Acinetobacter. Kristallviolett analys är den väletablerade metoden för att kvantifiera biofilmer, och kriterierna för att bestämma biofilmens formbarhet finns16. Den mäter dock inte bara levande celler och EPS utan även döda celler, som är mindre meningsfulla när det gäller infektion och virulens hos människor. De levande cellerna i biofilmer kan mätas med "viable count"-metoden. Biofilmens formbarhet kan dock inte bestämmas med "viable count"-metoden eftersom denna metod inte mäter EPS, en kritisk komponent i biofilmens struktur. Därför har denna metod inte kriterierna eller gränsvärdet för att bestämma biofilmens formbarhet. Dessutom mäter viabilitetsmetoden endast cellernas odlingsbarhet och mäter inte cellerna i "livsdugligt men inte odlingsbart tillstånd"11. Förekomsten av biofilmer kan bekräftas med CLSM-metoden, som effektivt visualiserar biofilmer. Den mäter dock endast biofilmer som fästs på bottenytan, även om biofilmer ofta bildas på sidoväggarna också. Därför rekommenderas användning av kristallviolett analys för att bestämma biofilmens formbarhet. Därefter kan de levande och odlingsbara cellerna i biofilmer kvantifieras med den livskraftiga räkningsmetoden, och de nedre ytfästa biofilmerna kan bekräftas eller karakteriseras med CLSM-metoden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Denna forskning stöddes av huvudforskningsprogrammet (E0210702-03) vid Korea Food Research Institute (KFRI), finansierat av ministeriet för vetenskap och IKT.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
96-well cell culture plate SPL 30096 Polystyrene 96-well plate
BHI (Brain Heart Infusion) broth Merck KGaA 1.10493.0500
Blood Agar Base Plate KisanBio MB-B1005-P50 Growth media for Acinetobacter
CHROMagar Acinetobacter CHROMagar AC092 Selective plate for Acinetobacter
Crystal violet solution Sigma-Aldrich V5265
Filmtracer LIVE/DEAD biofilm viability kit Invitrogen L10316 SYTO9 and propidium iodide
Microplate reader Tecan Infinite M200 PRO NanoQuant Biofilm measurement
RBC Glass Plating Beads RBC RG001 Glass beads
μ-Plate 96 Well Black ibidi 89621 Microplate intended for CLSM

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wong, D., et al. Clinical and pathophysiological overview of Acinetobacter infections: a century of challenges. Clinical Microbiology Reviews. 30 (1), 409-447 (2017).
  2. Carvalheira, A., Silva, J., Teixeira, P. Acinetobacter spp. in food and drinking water - A review. Food Microbiology. 95, 103675 (2021).
  3. Towner, K. J. Acinetobacter: an old friend, but a new enemy. Journal of Hospital Infection. 73 (4), 355-363 (2009).
  4. Weber, D. J., Rutala, W. A., Miller, M. B., Huslage, K., Sickbert-Bennett, E. Role of hospital surfaces in the transmission of emerging health care-associated pathogens: Norovirus, Clostridium difficile, and Acinetobacter species. American Journal of Infection Control. 38 (5), S25-S33 (2010).
  5. Flemming, H. C., et al. The biofilm matrix: multitasking in a shared space. Nature Reviews Microbiology. 21 (2), 70-86 (2023).
  6. Flemming, H. C., et al. Biofilms: an emergent form of bacterial life. Nature Reviews Microbiology. 14 (9), 563-575 (2016).
  7. Yin, W., Wang, Y., Liu, L., He, J. Biofilms: the microbial "protective clothing" in extreme environments. International Journal of Molecular Sciences. 20 (14), 3423 (2019).
  8. Gedefie, A., et al. Acinetobacter baumannii biofilm formation and its role in disease pathogenesis: a review. Infection and drug resistance. 14, 3711-3719 (2021).
  9. Whiteway, C., Breine, A., Philippe, C., Van der Henst, C. Acinetobacter baumannii. Trends in Microbiology. 30 (2), 199-200 (2022).
  10. Longo, F., Vuotto, C., Donelli, G. Biofilm formation in Acinetobacter baumannii. New Microbiologica. 37 (2), 119-127 (2014).
  11. Azeredo, J., et al. Critical review on biofilm methods. Critical Reviews in Microbiology. 43 (3), 313-351 (2017).
  12. Jia, J., Xue, X., Guan, Y., Fan, X., Wang, Z. Biofilm characteristics and transcriptomic profiling of Acinetobacter johnsonii defines signatures for planktonic and biofilm cells. Environmental Research. 213, 113714 (2022).
  13. Yang, C., Su, P., Moi, S., Chuang, L. Biofilm formation in Acinetobacter baumannii: genotype-phenotype correlation. Molecules. 24 (10), 1849 (2019).
  14. Alamri, A. M., Alsultan, A. A., Ansari, M. A., Alnimr, A. M. Biofilm-formation in clonally unrelated multidrug-resistant Acinetobacter baumannii isolates. Pathogens. 9 (8), 630 (2020).
  15. Lim, E. S., Nam, S. J., Koo, O. K., Kim, J. S. Protective role of Acinetobacter and Bacillus for Escherichia coli O157:H7 in biofilms against sodium hypochlorite and extracellular matrix-degrading enzymes. Food Microbiology. 109, 104125 (2023).
  16. Stepanović, S., Ćirković, I., Ranin, L., Svabić-Vlahović, M. Biofilm formation by Salmonella spp. and Listeria monocytogenes on plastic surface. Letters in Applied Microbiology. 38 (5), 428-432 (2004).
  17. Boone, R. L., et al. Analysis of virulence phenotypes and antibiotic resistance in clinical strains of Acinetobacter baumannii isolated in Nashville, Tennessee. BMC Microbiology. 21 (1), 21 (2021).
  18. Otter, J. A., et al. Surface-attached cells, biofilms and biocide susceptibility: implications for hospital cleaning and disinfection. Journal of Hospital Infection. 89 (1), 16-27 (2015).
  19. Ravishankar, S., Juneja, V. K. Adaptation or resistance responses of microorganisms to stresses in the food processing environment. Microbial Stress Adaptation and Food Safety. Yousef, A. E., Juneja, V. K. , (2003).
  20. Dewanti, R., Wong, A. C. L. Influence of culture conditions on biofilm formation by Escherichia coli O157:H7. International Journal of Food Microbiology. 26 (2), 147-164 (1995).
  21. McConnell, M. J., Actis, L., Pachón, J. Acinetobacter baumannii: human infections, factors contributing to pathogenesis and animal models. FEMS Microbiology Reviews. 37 (2), 130-155 (2013).
  22. McQueary, C. N., Actis, L. A. Acinetobacter baumannii biofilms: variations among strains and correlations with other cell properties. The Journal of Microbiology. 49 (2), 243-250 (2011).

Tags

Kvantifiering viabilitetsbedömning visualisering acinetobacterbiofilmer nosokomiala infektioner torra ytor sjukhusmiljöer biofilmbildning färgning kristallviolett mikroplattläsare cellnummer cellskrapor saltlösning glaspärlor acinetobacteragar livskraftig räkningsmetod röda kolonier blandade artbiofilmer fluorescerande färgämnen mikroskopisk analys SYTO9-färgämne propidiumjodidfärgämne konfokal laserskanningsmikroskopi
Kvantifiering, viabilitetsbedömning och visualiseringsstrategier för <em>biofilmer av acinetobacter</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kim, J. S., Lim, J. Quantification,… More

Kim, J. S., Lim, J. Quantification, Viability Assessment, and Visualization Strategies for Acinetobacter Biofilms. J. Vis. Exp. (198), e65517, doi:10.3791/65517 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter