Obtention de cellules cancéreuses primaires de l’ovaire à partir d’échantillons solides : une méthode de culture de cellules épithéliales de cancer de l’ovaire à partir d’échantillons de tumeurs ovariennes

0 vues4:35 min • April 30th, 2023

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Les cellules épithéliales présentes sur la surface externe de l’ovaire peuvent subir une transformation maligne en cellules cancéreuses qui peuvent se transformer en tumeurs ovarienne.

Pour isoler ces cellules cancéreuses épithéliales de l’ovaire ou EOC, commencez par prélever un échantillon de tumeur ovarienne et coupez-le en petits morceaux. Transférez les morceaux hachés dans un tube contenant un tampon de digestion complété par l’enzyme protéase souhaitée.

Ces protéases dégradent les protéines de la matrice extracellulaire dans le tissu, libérant des cellules EOC, des érythrocytes et quelques fibroblastes dissociés en suspension.

Filtrez la boue cellulaire à travers une passoire pour séparer les cellules individuelles en suspension des morceaux de tissu non dissociés. Centrifuger la suspension pour granuler les cellules EOC, les érythrocytes et les fibroblastes. Jetez le surnageant contenant des enzymes.

Remettez la pastille cellulaire en suspension dans un milieu de croissance épithéliale et transférez-la dans une boîte de culture. Incuber la culture pour permettre aux cellules EOC et aux fibroblastes de se fixer à la base de la boîte pendant que les érythrocytes flottent dans le milieu.

Retirez les érythrocytes en suspension en rafraîchissant le support. Au fil du temps, le milieu facilite la croissance sélective des cellules EOC sur les fibroblastes pour former une monocouche de cellules cancéreuses primaires de l’ovaire.

Prélever l’échantillon dans la salle d’opération et le transporter sur de la glace jusqu’au laboratoire. Toujours à l’intérieur du récipient transporté, placez l’échantillon dans une hotte de sécurité biologique. Transférez l’échantillon d’un tube conique de 50 millilitres sur une boîte de Pétri de 60 millimètres sur 60 millimètres contenant 10 millilitres de PBS frais et glacé.

Ensuite, à l’aide d’une lame de rasoir stérile, coupez davantage l’échantillon en morceaux de 2 millimètres ou moins. Ensuite, traitez le DMEM avec de la dispase II dans un tube conique de 15 millilitres. Transférez les tissus hachés dans le tube de mélange DMEM dispase II. Ensuite, incubez l’échantillon à 5 % de dioxyde de carbone et 37 degrés Celsius pendant 30 minutes. Agitez manuellement la suspension cellulaire toutes les cinq minutes pour assurer une digestion optimale.

Après l’incubation, transférez la boue cellulaire à travers une crépine à mailles de 70 micromètres placée sur un tube conique de 50 millilitres. Appliquez doucement une pression contre le grillage à l’aide d’un piston de seringue. Jetez tout tissu non dissocié restant sur le dessus du treillis et collectez la suspension cellulaire obtenue dans le tube conique stérile de 50 millilitres.

Ensuite, centrifugez le tube conique à 320 x g pendant sept minutes à 4 degrés Celsius. Jetez le surnageant et remettez en suspension la pastille cellulaire dans 10 millilitres de DMEM contenant 10 % de FBS et 1 % de PS. Ensuite, transférez la suspension cellulaire dans une boîte de Pétri et incubez la suspension à 5 % de dioxyde de carbone et 37 degrés Celsius. Changez le milieu 24 heures après le placage initial pour éliminer les débris cellulaires et la majorité des érythrocytes présents dans la culture.

Enfin, changez de milieu tous les trois jours pendant les deux semaines suivantes, après quoi les cultures de cellules EOC primaires sont prêtes pour les applications en aval.

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Dernière mise à jour : 15 août 2026