Dosage colorimétrique pour la quantification des glucides non structurels dans les tissus végétaux

Les glucides digestibles sont les composants non structurels des tissus végétaux et fonctionnent comme une source d’énergie de réserve pour la croissance et le métabolisme des plantes.

Pour quantifier les glucides non structurels, prenez une quantité mesurée de tissu végétal dans un tube. Ajoutez de l’acide sulfurique dilué dans le tube et chauffez l’échantillon. Lors du chauffage, l’acide sulfurique hydrolyse les polysaccharides des glucides digestibles en leurs sous-unités monosaccharidiques respectives.

Refroidissez l’échantillon. Centrifuger le tube pour granuler la matière végétale non digérée et obtenir un surnageant contenant les monosaccharides.

Aspirez le surnageant dans un tube frais et traitez les monosaccharides avec une solution de phénol, suivie de l’ajout d’acide sulfurique. Vortex le tube pour mélanger le contenu et incuber.

Pendant l’incubation, l’acide sulfurique déshydrate les monosaccharides pour produire des dérivés du furfural. Ces dérivés du furfural réagissent avec le phénol pour produire une solution d’or jaune.

Déterminer spectroscopiquement l’absorbance de la solution d’or jaune à 490 nanomètres, ce qui correspond à la teneur en glucides de l’échantillon de plante.

Ensuite, prenez différentes concentrations de solutions de glucose et répétez le traitement à l’acide phénol-sulfurique pour obtenir différentes intensités de couleur, et tracez une courbe standard. Comparez la valeur d’absorbance de l’échantillon de glucides inconnu avec l’étalon de glucose pour obtenir la teneur en glucides digestibles dans les tissus végétaux.

Tout d’abord, pesez les répétitions de chaque échantillon de tissu dans des tubes en verre de 15 millilitres. Étiquetez les tubes et notez la masse exacte de chaque échantillon.

Ensuite, ajoutez 1 millilitre d’acide sulfurique 0,1 molaire dans chaque tube et fermez bien les bouchons. Ensuite, placez les tubes dans un bain d’eau bouillante pendant 1 heure.

Transférez les tubes dans un bain-marie tiède pour qu’ils refroidissent. Ensuite, versez le contenu des tubes dans des tubes de microcentrifugation de 1,5 millilitre étiquetés. Après cela, centrifugez les tubes à 15 000 g pendant 10 minutes. À l’aide d’une micropipette, transférez le surnageant dans des tubes de 1,5 millilitre nouvellement étiquetés.

À l’aide d’une pipette, transférez 15 microlitres de chaque échantillon inconnu dans son propre tube à essai. Ensuite, ajoutez 385 microlitres d’eau distillée dans chaque tube.

Dans une hotte, ajoutez 400 microlitres de phénol à 5 % dans chaque tube à essai d’échantillon standard et inconnu. Immédiatement après, ajoutez 2 millilitres d’acide sulfurique dans chaque tube.

Assurez-vous d’ajouter l’acide sulfurique à la surface de la solution.

Après avoir incubé les tubes pendant 10 minutes, faites tourbillonner les tubes. Ensuite, incubez le tube pendant 30 minutes supplémentaires.

Transférez 800 microlitres de chaque tube d’échantillon dans trois cuvettes semi-micro en polystyrène de 1,5 millilitre. Ensuite, réglez le spectrophotomètre pour qu’il affiche à 490 nanomètres et calibrez-le avec une cuvette vierge.

Enfin, faites passer chaque cuvette dans le spectrophotomètre et enregistrez l’absorbance.