Analyse des structures amyloïdes dans une coupe de tissu à l’aide de la microscopie d’imagerie à durée de vie de fluorescence

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Prenez une coupe de tissu avec des agrégats amyloïdes représentant des dépôts protéiques anormaux.

Le tissu est coloré avec le colorant fluorescent heptamère-formyl thiophène acétique ou hFTAA, qui se lie spécifiquement aux structures en feuillet bêta des fibrilles amyloïdes.

Imagez la lame à l’aide d’un microscope confocal équipé d’une unité de microscopie d’imagerie à durée de vie de fluorescence, qui mesure la durée de vie de fluorescence des molécules de colorant.

Optimisez les paramètres du microscope pour une excitation efficace des molécules de colorant.

Lorsque la lumière laser illumine le tissu, la hFTAA excite et rend fluorescente.

Une liaison à colorant plus forte dans les structures compactes entraîne des durées de vie plus longues, tandis qu’une liaison à colorant plus faible dans les structures moins compactes conduit à des durées de vie plus courtes.

Plus tard, le logiciel génère une image codée en couleur de l’agrégat.

Des couleurs, telles que le rouge et le jaune, apparaissent à la périphérie, indiquant des durées de vie de fluorescence plus courtes qui reflètent des structures amyloïdes moins compactes et instables.

Alors que des couleurs comme le bleu et le vert dans le noyau représentent des durées de vie de fluorescence plus longues, reflétant des structures amyloïdes plus compactes et stables.

Le jour de la coloration, plongez les sections dans des bains consécutifs d’éthanol à 99 %, d’éthanol à 70 %, de dH_2O et de PBS pendant 10 minutes à chaque fois, puis laissez les sections de tissu sécher dans des conditions ambiantes. Pendant que le tissu sèche, préparez une solution de travail de HFTAA en diluant le stock de 1 à 10 000 dans du PBS. Lorsque le tissu est sec, ajoutez des gouttelettes de la solution de travail HFTAA à chaque section de tissu pour le couvrir. Incuber pendant 30 minutes à température ambiante.

Rincez la solution de coloration avec 500 microlitres de PBS, puis plongez la lame dans le bain de PBS pendant 10 minutes. Après avoir laissé sécher la section dans des conditions ambiantes, montez à l’aide d’un milieu de montage à fluorescence. Laissez le support de montage se décanter pendant la nuit.

La détection de l’amyloïde peut être effectuée directement après le montage ou même sans montage. Cependant, si le but de l’expérience est de recueillir des informations spectrales de haute qualité, l’incubation d’une nuit est préférable.

Passez le microscope en mode FLIM, réglez le sténopé sur 20, la longueur d’onde d’excitation sur 490 nanomètres et l’intensité du laser sur 0,5 %. Utilisez des lasers pulsés à 40 mégahertz. Dans le logiciel FLIM, configurez le comptage de photons sur 550 nanomètres. Dans la fenêtre Paramètres d’affichage, suivez le comptage des photons jusqu’à ce que le nombre maximum soit d’environ 4 000 photons. Enregistrez le fichier et exportez-le en tant qu’image SPC.

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Last updated: 27 June 2026