Name: Une méthode améliorée pour la mesure précise et rapide des performances de vol en Drosophila (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-13T13:45:00.000+00:00
Duration: 6 min 18 s
Description: Découvrez une méthode améliorée pour mesurer rapidement les performances de vol chez Drosophila. Cette technique de haut débit permet d'évaluer les mutations et les conditions comme le vieillissement ou la neurodégénérescence.

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Ce travail a été soutenu par les Instituts nationaux de la santé accorde F32 NS078958 (DTB) et R01 AG033620 (BG).

Une. Assembler Vol testeur <ol><li> Vol sécurisé cylindre Ring Stand 1 aide de colliers de chaîne. (Laissez environ 3 cm en dessous du cylindre pour peser plat.) (Note: Le cylindre de vol, nous utilisons est de 90 cm de long avec un diamètre de 13,5 cm.) </li><li> Insérez peser plat avec une fine couche d&#39;huile minérale sous le cylindre de vol. </li><li> Entonnoir sécurisé Ring Support 2 en utilisant un collier de serrage et griffe pince. Ajuster la hauteur de l&#39;entonnoir de sorte que le fond de l&#39;entonnoir est de niveau avec la partie supérieure du cylindre de vol. (Note: le diamètre de l&#39;entonnoir d&#39;extrémité doit être inférieur au diamètre externe de flacons placés dans les tubes de descente de façon que les flacons ne tombent pas à travers.) </li><li> Insérer le tube de chute dans la partie supérieure de l&#39;entonnoir et le fixer à l&#39;aide d&#39;une pince à griffes. (Note: Nous utilisons un tube de descente qui est de 25 cm de long goutte volent contenant des flacons de cette hauteur permet éjection cohérente de toutes les mouches avec force uniforme Le diamètre intérieur du tube de chute devrait être sligh..TLY plus grand que le diamètre extérieur de la cuvette pour permettre à la fiole de tomber librement.) </li><li> Couper feuille (s) de polyacrylamide à la bonne taille. (Remarque: Pour aider à l&#39;insertion et le retrait de la feuille, dont la largeur doit être légèrement plus petite que la circonférence intérieure du cylindre de vol). </li><li> Appliquez une fine couche de Tangle-Trap à la feuille. Laisser reposer pendant 1 heure avant de l&#39;utiliser. (Remarque: Laissez suffisamment d&#39;espace en haut et en bas de la feuille (environ 3 cm) non couché à saisir la feuille pour l&#39;insertion / retrait.) </li><li> Insérer la feuille de polyacrylamide dans le cylindre de vol. </li><li> Assembler les rails de la caméra avec supports de pin. (Remarque: veiller à ce que le bas de la piste peut soutenir la caméra sans blocage de la lentille Reportez-vous à la figure 1B..) </li><li> Ajouter bouchons et visser en place. (Remarque: place les bouchons dans des endroits qui permettront à l&#39;appareil photo pour voir la feuille de plastique toute en mode panoramique.) </li></ol> 2. Exécutez l&#39;expérience <ol> &lt;li&gt; Récupérer flacons de mouches à tester. Pour de meilleurs résultats, ne pas utiliser plus de 20 mouches / flacon. </li><li> Tapoter doucement vol à bas de flacon, débrancher, puis insérez dans le tube de chute et libérer flacon. (Note: Le flacon tombe vers le bas du tube de descente jusqu&#39;à ce qu&#39;il frappe l&#39;ouverture étroite de l&#39;entonnoir Lorsque le flacon frappe l&#39;entonnoir, les mouches sont éjectées dans le cylindre de vol.). </li><li> Soulevez le tube de descente pour enlever le flacon vide. (Remarque: les flacons multiples de mouches du même groupe de test peuvent être analysés sur une feuille de polyacrylamide unique Nous constatons que jusqu&#39;à 200 mouches (10 flacons de 20 mouches chacun) peuvent être testées et imagées facilement sur une seule feuille.. </li><li> Retirer la feuille de plastique et placez-le sur une surface plate et blanche. (Remarque: carton blanc peut être utilisé si les paillasses sont de couleur foncée.) </li><li> Assembler les rails de la caméra sur la feuille de plastique. La caméra doit être suffisamment élevée au-dessus de la feuille pour avoir à la fois le haut et le bas de la feuille dans le champ de vision. </li><li> Faites glisser la caméra le long ee piste tout en maintenant la touche &quot;capture&quot; d&#39;acquérir une image panoramique. </li><li> Le nombre de mouches atterrissent dans l&#39;huile peut être compté manuellement pour chaque essai. </li><li> Répétez les étapes 02.02 à 02.07 pour toutes les conditions d&#39;une expérience donnée. Les mouches peuvent être retirées de la feuille entre chaque essai. Sinon, plusieurs feuilles peuvent être utilisées, avec une nouvelle feuille pour chaque essai. </li></ol> 3. Collecte de données <ol><li> Ouvrez des fichiers image en utilisant le logiciel ImageJ. </li><li> les images des cultures, si nécessaire d&#39;inclure uniquement la surface d&#39;atterrissage. (Il s&#39;agit de la zone revêtue dans Tangle-Trap.) </li><li> Convertir des images en 8 bits en niveaux de gris. </li><li> Créer un «seuil» pour filtrer le fond blanc. (Image → Ajuster → Seuil). </li><li> Définissez les paramètres pour identifier chaque volée en utilisant le menu &quot;analyser des particules&quot;. (Analyser → analyser des particules) Définir les paramètres utilisés pour identifier une particule. Avec notre mis en place, nous constatons que l&#39;aide d&#39;unzone de 5-90 pixels 2 et une circularité de 0,4-1,0 permettra d&#39;identifier avec précision tous les échantillons. </li><li> Mesurer l&#39;emplacement de chaque volée en utilisant la liste générée de coordonnées pour chaque particule. Les coordonnées x en pixels peuvent être converties en centimètres pour calculer la hauteur d&#39;atterrissage. </li><li> Importer la table dans un tableur (comme Microsoft Excel). </li></ol>

<ol><li>Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+dissection+of+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Am%22%5BJournal%5D)">Genetic dissection of behavior.</a> Sci. Am. 229, 24-37 (1973).</li>
<li>Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assaying+locomotor%2C+learning%2C+and+memory+deficits+in+Drosophila+models+of+neurodegeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Assaying locomotor, learning, and memory deficits in Drosophila models of neurodegeneration.</a> J. Vis. Exp. , e2504(2011).</li>
<li>de Vries, S. E., Clandinin, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+Stimulation+of+Escape+Behavior+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster.</a> J. Vis. Exp. , e50192(2013).</li>
<li>Mundiyanapurath, S., Certel, S., Kravitz, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+aggression+in+Drosophila+%28fruit+flies%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Studying aggression in Drosophila (fruit flies).</a> J. Vis. Exp. , e155(2007).</li>
<li>Nichols, C. D., Becnel, J., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+to+assay+Drosophila+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Methods to assay Drosophila behavior.</a> J. Vis. Exp. , e3795(2012).</li>
<li>Shiraiwa, T., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proboscis+extension+response+%28PER%29+assay+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. , e193(2007).</li>
<li>Lloyd, T. E., Taylor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flightless+flies%3A+Drosophila+models+of+neuromuscular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+N.Y.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Flightless flies: Drosophila models of neuromuscular disease.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1184, e1-e20 (2010).</li>
<li>Atkinson, N. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+separation+of+two+behavioral+phenotypes+by+a+mutation+affecting+the+promoters+of+a+Ca-activated+K+channel%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Molecular separation of two behavioral phenotypes by a mutation affecting the promoters of a Ca-activated K channel.</a> J. Neurosci. 20, 2988-2993 (2000).</li>
<li>Atkinson, N. S., Robertson, G. A., Ganetzky, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+component+of+calcium-activated+potassium+channels+encoded+by+the+Drosophila+slo+locus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A component of calcium-activated potassium channels encoded by the Drosophila slo locus.</a> Science. 253, 551-555 (1991).</li>
<li>Elkins, T., Ganetzky, B., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+mutation+that+eliminates+a+calcium-dependent+potassium+current%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">A Drosophila mutation that eliminates a calcium-dependent potassium current.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 83, 8415-8419 (1986).</li>
<li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+iterative+negative+geotaxis+%28RING%29%3A+a+new+method+for+assessing+age-related+locomotor+decline+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila.</a> Exp. Gerontol. 40, 386-395 (2005).</li>
<li>Fry, S. N., Rohrseitz, N., Straw, A. D., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+control+of+flight+speed+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Visual control of flight speed in Drosophila melanogaster.</a> J. Exp. Biol. 212, 1120-1130 (2009).</li>
<li>Mronz, M., Lehmann, F. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+free-flight+response+of+Drosophila+to+motion+of+the+visual+environment%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">The free-flight response of Drosophila to motion of the visual environment.</a> J. Exp. Biol. 211, 2026-2045 (2008).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont aucun conflit d&#39;intérêt à divulguer.

En utilisant les méthodes décrites ici, nous avons été en mesure d&#39;évaluer rapidement les performances de vol d&#39;un grand nombre de mutants de drosophile, offrant une plus grande efficacité qu&#39;auparavant. Pour nos expériences, nous nous séparons systématiquement hommes et les femmes et les élever à faible densité (moins de 20 mouches / flacon) pour limiter l&#39;agression qui pourrait endommager les ailes. Une autre considération importante est de bien contrôler les différences de performances de vol...

Drosophila a longtemps été utilisée pour étudier la base génétique du comportement 1, et les chercheurs ont mis au point un certain nombre de façons d&#39;analyser différents types de comportements 2-6. Les mouches ont été particulièrement utiles pour fournir des modèles utiles de troubles neuromusculaires 7. Un test couramment utilisé pour étudier le comportement locomoteur des performances de vol. Le testeur de vol initial est utile pour identifier les ponts mutants défectueux et pour l&#39;évaluation quantitative de la capacité de vol 1, mais il a plusieurs inconvénients qui limitent son application pour les écrans à haut débit: l&#39;utilisation de bouteilles enduites d&#39;huile est salissant et fastidieux, certaines fonctionnalités telles que la longueur du cylindre et l&#39;introduction des mouches dans le tube avec une force variable de réduire la précision quantitative, et il est difficile de récupérer vol direct à partir de l&#39;appareil d&#39;essai. Pour surmonter ces limitations, nous avons modifié le testeur de vol pour inclure un certain nombre d&#39;améliorations. Nous avons ajouté un &quot;drop tuêtre &quot;d&#39;introduire mouches pour éliminer la variabilité entre les expériences et les utilisateurs. Nous utilisons des feuilles d&#39;acrylique amovibles recouvertes d&#39;un adhésif qui permet de faciliter le nettoyage et la récupération de vol individuels. Nous avons augmenté la longueur du tube de vol d&#39;améliorer la précision quantitative et de fiabilité. Enfin , nous utilisons un appareil photo numérique et des logiciels d&#39;imagerie pour calculer les hauteurs d&#39;atterrissage de vol. Nous croyons que ces améliorations seront utiles à tous les laboratoires intéressés à mener des écrans génétiques à grande échelle pour les défauts de performances de vol.

<table><tbody><tr><td>Couteau à mastic</td><td>Home Depot</td><td>630147</td><td><a href="http://www.homedepot.com">www.homedepot.com</a></td></tr><tr><td>Moulure à bande arrière en pin (2x)</td><td>Home Depot</td><td>156469</td><td><a href="http://www.homedepot.com">www.homedepot.com</a></td></tr><tr><td>Planche de fourrure</td><td>Home Depot</td><td>164704</td><td><a href="http://www.homedepot.com"> www.homedepot.com</a></td></tr><tr><td>Tangle-Trap Insect Trap Coating BioControl</td><td>Network</td><td>268941</td><td><a href="http://www.biconet.com">www.biconet.com</a></td></tr><tr><td>Ordinateur portable&nbsp ;</td><td>Apple</td><td></td><td><a href="http://www.apple.com/mac/">www.apple.com/mac/</a></td></tr><tr><td>Huile minérale</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP26291</td><td><a href="http://www.fishersci.com">www.fishersci.com</a></td></tr><tr><td>Panneau d’affichage blanc</td><td>Staples</td><td>247403</td><td><a href="http://www.staples.com">www.staples.com</a></td></tr><tr><td>Plat de pesée en polystyrène</td><td>Fisher Scientific</td><td>S67091A</td><td><a href="http://www.fishersci.com">www.fishersci.com</a></td></tr><tr><td>ImageJ Software</td><td>National Institutes of Health</td><td></td><td><a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/">http://rsb.info.nih.gov/ij/</a></td></tr><tr><td>Appareil photo numérique</td><td>Sony</td><td>DSC-TX7</td><td><a href="http://www.store.sony.com">www.store.sony.com</a> </td></tr><tr><td>Pince fine</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td><a href="http://www.finescience.com">www.finescience.com</a></td></tr><tr><td>Cylindre en polycarbonate (tube de descente)</td><td>McMaster-Carr</td><td>8585K62</td><td><a href="http://www.mcmaster.com">www.mcmaster.com</a></td></tr><tr><td>Cylindre de vol (acrylique)</td><td>McMaster-Carr</td><td>8486K943</td><td><a href="http:// www.mcmaster.com">www.mcmaster.com</a></td></tr><tr><td>Feuilles polycarbonate</td><td>McMaster-Carr</td><td>85585K25</td><td><a href="http://www.mcmaster.com">www.mcmaster.com</a></td></tr><tr><td>support d’anneau (2x)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S47808</td><td><a href="http://www.fishersci.com">www.fishersci.com</a></td></tr><tr><td>Support d’anneau</td><td>Fisher Scientific</td><td>S47791</td><td><a href="http://www.fishersci.com">www.fishersci.com</a></td></tr><tr><td>Pinces d’extension à trois broches (x2)</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-769-7Q</td><td><a href="http://www.fishersci.com">www.fishersci.com</a></td></tr><tr><td>Entonnoir</td><td>Fisher Scientific</td><td>10-500-3</td><td><a href="http://www.fishersci.com">www.fishersci.com</a></td></tr> <tr><td>pinces de chaîne (2x)</td><td>VWR</td><td>21573-275</td><td><a href="http://www.vwr.com">www.vwr.com</a></td></tr><tr><td>Flacons en verre</td><td>VWR</td><td>66020-198</td><td><a href="http://www.vwr.com/">www.vwr.com</a></td></tr></tbody></table>

une méthode améliorée pour la mesure précise et rapide des performances de vol en<em&gt; drosophila</em

An Improved Method for Accurate and Rapid Measurement of Flight Performance in Drosophila

Drosophila s&#39;est avéré être un système de modèle utile pour l&#39;analyse du comportement, y compris le vol. Le testeur de vol chute impliqué initiale vole dans une huile revêtu graduée; hauteur d&#39;atterrissage a permis de mesurer les performances de vol en évaluant comment les mouches loin tomberont avant de produire une poussée suffisante pour prendre contact avec la paroi du cylindre. Nous décrivons ici une version mise à jour de l&#39;appareil de contrôle de vol avec quatre améliorations majeures. Tout d&#39;abord, nous avons ajouté un &quot;tube de descente&quot; de veiller à ce que toutes les mouches entrent dans le cylindre de vol à une vitesse similaire entre les essais, ce qui élimine la variabilité entre les utilisateurs. Deuxièmement, nous avons remplacé le revêtement de l&#39;huile de feuilles de plastique amovibles revêtus de Tangle-Trap, un adhésif conçu pour capturer des insectes vivants. Troisièmement, nous utilisons un cylindre plus de permettre la discrimination plus précise de la capacité de vol. Quatrième nous utilisons un appareil photo numérique et des logiciels d&#39;imagerie pour automatiser la notation des performances de vol. Ces améliorations permettent de rapIdentifiant, l&#39;évaluation quantitative du comportement de vol, utile pour les grands ensembles de données et les écrans génétiques à grande échelle.

<html> La figure 1A montre un schéma de l&#39;ensemble de testeur de vol mis à jour. Figure 1B illustre la conception de la voie permettre à l&#39;appareil de prendre une image panoramique sans bloquer le champ de vision. Les résultats représentatifs sont présentés dans la figure 2, où les performances de vol de mouches mutantes slowpoke, qui ont un vol défaut 8-10 connu, sont comparées au type sauvage Canton-S vole. Contrôle vole toujours at...

Nous décrivons ici une méthode de mesure rapide et précise des performances de vol chez la drosophile, permettant le criblage à haut débit.

Une méthode améliorée pour la mesure précise et rapide des performances de vol en<em&gt; Drosophila</em

Drosophila has proven to be a useful model system for analysis of behavior, including flight. The initial flight tester involved dropping flies into an ...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer rapidement et précisément la performance de vol chez Drosophila. Cela est réalisé en faisant d'abord tomber les mouches dans un cylindre de vol. La deuxième étape de la procédure consiste à imager la surface d'atterrissage à l'aide d'un appareil photo numérique.La dernière étape consiste à analyser les données à l’aide d’un logiciel d’imagerie en mesurant la hauteur d’atterrissage de chaque mouche. En définitive, cette procédure permet d’identifier des mutations et des conditions telles que le vieillissement ou la neurodégénérescence, qui altèrent la capacité de vol, et aide à quantifier la performance de vol. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme le testeur de vol original, est qu’elle convient mieux aux écrans à haut débit destinés à détecter des mutants et d’autres conditions affectant le vol.Nous avons eu pour la première fois l'idée de cette méthode lorsque nous avons pris conscience du temps nécessaire pour tester un grand nombre de génotypes à l'aide du dispositif de vol d'origine. Fixer le cylindre de vol sur un support annulaire à l'aide de pinces à chaîne. Laisser environ trois centimètres sous le cylindre pour la coupelle de chute.Charger la coupelle avec une fine couche d'huile minérale et la faire glisser sous le cylindre de vol. Fixer l'entonnoir à un deuxième support à anneaux. Régler la hauteur de l'entonnoir de sorte que le bas de l'entonnoir soit aligné avec le sommet du cylindre de vol.La partie la plus étroite du entonnoir doit être plus étroite qu’un flacon pour drosophiles. Le diamètre du tube de chute doit être légèrement plus grand que celui d’un flacon pour drosophiles, afin que le flacon puisse tomber librement. Insérez le tube de chute dans la partie supérieure de l’entonnoir et fixez-le à l’aide d’une pince à griffe.Ensuite, à partir d'une feuille de polyacrylamide, découper un morceau rectangulaire ayant la longueur du cylindre de vol et une largeur légèrement inférieure à la circonférence intérieure du cylindre de vol. Appliquer une fine couche d'adhésif tangle trap sur la feuille, en laissant suffisamment d'espace non enduit en haut et en bas pour permettre la manipulation de la feuille. Une fois l'adhésif séché pendant une heure, insérer la feuille dans le cylindre de vol, côté adhésif vers l'intérieur.Ensuite, assemblez la glissière pour l'appareil photo à l'aide de supports en pin. Veillez à ce que la partie inférieure de la glissière puisse supporter l'appareil photo sans obstruer l'objectif. Vissez ensuite les butées en place de manière à ce qu'elles n'entravent pas la vue de l'appareil photo sur la feuille en plastique.Prélevez des flacons de mouches à tester, avec au maximum 20 mouches par flacon. Tapez doucement sur le flacon pour faire descendre les mouches au fond. Débouchez le flacon et insérez-le dans le tube de chute.Relâchez le flacon. Lorsque le flacon heurte les parois du goulot rétrécissant, les mouches sont éjectées dans le cylindre de vol. Soulevez le tube de chute pour retirer le flacon vide et ajoutez d'autres mouches si désiré.Jusqu'à 200 mouches provenant de 10 flacons peuvent être testées et imagées facilement sur une seule feuille de polyacrylamide. Retirez maintenant la feuille en plastique et placez-la sur une surface plane et blanche ; un carton blanc peut être utilisé si les plans de travail sont de couleur foncée. Assemblez le support de l'appareil photo au-dessus de la feuille en plastique.La caméra doit être suffisamment élevée au-dessus de la feuille pour que celle-ci apparaisse entièrement dans le champ de vision, du haut jusqu'en bas. Faites glisser la caméra le long de la piste tout en maintenant le bouton de capture enfoncé afin d'acquérir une image panoramique. Le nombre de mouches atterrissant dans l'huile du plat placé sous la chambre de vol peut être décompté manuellement.Pour chaque essai entre les essais, les mouches peuvent être retirées de la feuille et la feuille peut être réutilisée. Ouvrir les fichiers d'image dans le logiciel ImageJ et recadrer les images si nécessaire afin de ne conserver que la surface de contact. La zone recouverte du piège enchevêtré.Convertir les images en niveaux de gris sur huit bits et créer un seuil afin de filtrer le fond blanc. Régler les paramètres pour identifier chaque mouche.À l'aide du menu analyser les particules, définissez les paramètres. Utilisé pour identifier une particule à l'aide de l'appareil de démonstration. Une surface de cinq à 90 pixels carrés et une circularité de 0,4 à 1,0 permettront d'identifier précisément tous les échantillons.Mesurez maintenant la position de chaque mouche à l’aide de la liste de coordonnées générée pour chaque particule. La coordonnée X en pixels peut être convertie en centimètres. Pour calculer la hauteur d’atterrissage, importez le tableau dans un tableur et procédez à l’analyse.La performance de vol de mouches mutantes slow poke, qui présentent un défaut de vol connu, a été comparée à celle de mouches de type sauvage canton s. Toutes les mouches avaient trois jours et avaient été élevées à température ambiante. Les mouches témoins atterrissaient régulièrement près du sommet du cylindre. La dispersion des atterrissages était beaucoup plus importante chez les mutants slow poke.La hauteur moyenne d'atterrissage des cantons à 73 centimètres était significativement plus élevée que celle des mutants slow poke à 44 centimètres. À la suite de cette procédure, des méthodes supplémentaires telles que l'histologie peuvent être utilisées pour répondre à d'autres questions concernant l'intégrité structurelle des muscles du vol, des motoneurones ou des jonctions neuromusculaires. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière dont vous pouvez évaluer rapidement la performance de vol chez les oph.

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Suivi vidéo haute résolution de la locomotion chez les adultes Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster est un système modèle génétiquement et comportemental souple qui a été utilisée pour comprendre la base moléculaire et cellulaire de nombreux processus biologiques importants pour plus d'un siècle 1. Drosophile a été bien exploitée afin de mieux comprendre la base génétique du comportement à la mouche.

Méthodes de dosage à Drosophila Comportement

Cette vidéo décrit le système de surveillance de l’activité de la drosophile (DAM) utilisé pour suivre l’activité locomotrice. Les chercheurs utilisent les données d’activité recueillies à partir du DAM pour étudier les rythmes circadiens chez les mouches des fruits. Le clip de protocole présenté montre comment charger des mouches dans l’appareil et enregistrer des données d’activité pour des expériences circadiennes.

drosophile Activity Monitor (DAM) : une méthode pour mesurer l’activité locomotrice chez les mouches

Drosophila melanogaster sont utiles dans l'étude de manipulations génétiques ou environnementales qui affectent les comportements tels que l'activité locomotrice spontanée. Nous décrivons ici un protocole qui utilise des moniteurs à rayons infrarouges et des logiciels d'analyse de données pour quantifier l'activité locomotrice spontanée.

Détermination de l&#39;activité locomotrice spontanée,<em&gt; Drosophila melanogaster</em

En utilisant une webcam et une combinaison de logiciels libres et peu coûteux, les modèles de locomotives de Drosophila melanogaster peuvent être analysés pour détecter des différences dans la vitesse, la distance et le temps de diverses activités motrices.

Une méthode peu coûteuse pour l&#39;analyse de la saisie-comme activité et de mouvement dans<em&gt; Drosophila</em

Les troubles métaboliques sont parmi l'une des maladies les plus communes chez les humains. Le modèle organisme génétiquement traitable D. melanogaster peut être utilisé pour identifier de nouveaux gènes qui régulent le métabolisme. Ce document décrit une méthode relativement simple qui permet d'étudier le taux métabolique chez les mouches par la mesure de leur production de CO 2.

Mesure des taux métabolique dans<em&gt; Drosophila</em&gt; En utilisant Respirométrie

Des tests simples pour mesurer la sensibilité à l’éthanol et la tolérance rapide chez la drosophile facilitent l’utilisation de cet organisme modèle pour étudier ces comportements importants liés à l’éthanol. Ici, un test relativement simple et évolutif pour mesurer la sensibilité à l’éthanol et la tolérance rapide chez les mouches est décrit.

Un, test de comportement évolutives et économiques pour mesurer l&#39;éthanol sédation sensibilité et la tolérance rapide dans<em&gt; Drosophila</em

Ce protocole étape par étape analyse le comportement de géotaxie négative de drosophile à l’aide d’un système automatisé de multicylindre qui héberge des centaines de mouches et synchronise leur action par un moteur électrique. Lors de la synchronisation, comportement de la mouche géotaxie négative est analysé, enregistrés numériquement et analysées en utilisant le logiciel RflyDetection individu-conçu.

Un dosage automatisé rapide géotaxie négative itérative pour analyser le comportement d’escalade adultes dans un modèle drosophile de la neurodégénérescence

Nous présentons ici un protocole pour déterminer automatiquement la performance locomotrice de la drosophile aux changements de température à l’aide d’une arène programmable à température contrôlée qui produit des changements de température rapide et précis dans le temps et l’espace.

Une méthode automatisée pour déterminer la Performance de la drosophile en réponse aux changements de température dans l’espace et le temps

Les méthodes actuelles pour mesurer la sensibilité à l’alcool à Drosophila sont conçues pour tester des groupes de mouches. Nous présentons un simple, faible coût, l’essai à haut débit pour évaluer la sensibilité à la sédation de l’alcool dans un grand nombre de mouches simples. La méthode ne nécessite pas d’outils spécialisés et peut être effectuée en laboratoire à l’aide de matériaux communs.

Méthode à haut débit pour mesurer le temps de sédation de l’alcool du mélanogaster individuel de Drosophila

Le présent protocole évalue l’activité locomotrice de la drosophile en suivant et en analysant le mouvement des mouches dans une arène faite à la main à l’aide du logiciel open source Fiji, compatible avec des plugins pour segmenter les pixels de chaque image sur la base d’un enregistrement vidéo haute définition pour calculer des paramètres de vitesse, de distance, etc.

Une technique simple pour doser l’activité locomotrice chez la drosophile

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