Name: Quantification de larchitecture vasculaire cérébral en utilisant la microscopie à deux photons dans un modèle de souris de la neuro-inflammation induite par le VIH (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-12T18:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 4 s
Description: Découvrez la quantification de l'architecture vasculaire cérébrale par microscopie à deux photons chez la souris. Cette méthode permet d'analyser les changements morphologiques des capillaires corticaux dans la neuro-inflammation induite par le VIH.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous remercions Maria Jepson, le Dr Paivi Jordan et le Dr Linda Callahan de l’Université de Rochester Multiphoton Core pour leurs conseils techniques tout au long de la réalisation de ce protocole. Nous remercions également le Dr Changyong Feng pour ses conseils statistiques d’expert, et le Dr Maiken Nedergaard du Centre médical de l’Université de Rochester pour la conception de la plaque de tête utilisée dans cet article. Ce travail a été soutenu en partie par des subventions T32GM007356 et des R01DA026325 des National Institutes of Health (NIH) ; et par le P30AI078498 de subvention du Centre de recherche sur le sida de l’Université de Rochester (NIH).

L&#39;Université de l&#39;Université de Rochester Comité sur les ressources animales a approuvé toutes les procédures suivies dans le présent document. 1. Préparation pré-opératoire (et souris) <ol><li> Préparer la zone chirurgicale avec tout l&#39;équipement nécessaire. Stériliser tous les outils utilisés lors de la procédure à l&#39;avance en utilisant 70% d&#39;éthanol. Eventuellement, utiliser un stérilisateur de billes de verre ou un autoclave pour stériliser les outils. </li><li> Placer la souris dans une chambre d&#39;induction reliée à l&#39;isoflurane un vaporisateur isoflurane. Réglez les niveaux isoflurane à 4% à un taux de 1 L / min. Remarque: pour les expériences rapportées ici, les souris avec un doxycycline (DOX) inductible transgène VIH-1 Tat entraînée par la protéine fibrillaire gliale spécifique des astrocytes (GFAP) promoteur (Tat du VIH-Tg souris) 10 ont été utilisés pour examiner l&#39;effet du VIH -1 sur la structure de la neuro-inflammation vasculaire cérébral induit, comme décrit précédemment 7,10. </li><li> Faites doucement basculer la chambre de l&#39;induction d&#39;observer la souris &amp;Réflexe de redressement de; # 39. Une fois le réflexe de redressement a été supprimée, définissez le niveau de l&#39;isoflurane à 2% et de rediriger le flux d&#39;air de la chambre de l&#39;induction au cône de nez sur le banc chirurgicale. </li><li> Déplacer rapidement la souris de la chambre de l&#39;induction à la plage de chauffage de l&#39;eau infusée. Continuer à appliquer l&#39;isoflurane (1,5-2%) à travers le cône de nez. Réglez l&#39;anesthésie fonction de la tolérance individuelle de la souris évalué par la fréquence respiratoire (RR) suivi. Remarque: La dépression peut perturber RR de paramètres physiologiques de gaz, modifiant le débit sanguin cérébral et l&#39;évaluation de diamètre du vaisseau. Tenter de garder RR entre 55-65 respirations par minute. La fréquence cardiaque (HR) peut également être utilisé évaluer profondeur de l&#39;anesthésie; garder RH entre 300-450 battements par minute pour éviter les changements physiologiques au diamètre du vaisseau. Typiquement, l&#39;anesthésie sera suffisant entre 1,5-2,0% d&#39;isoflurane à 1 L / min pour une souris donnée. </li><li> Effectuer une pincée de pointe pour vérifier davantage la profondeur de l&#39;anesthésie. Si la souris ne répond pas, commrence les procédures chirurgicales. </li></ol> 2. Préparation de la fenêtre crânienne Thin-crâne <ol><li> Appliquer le gel de larmes artificielles pour les yeux de souris. Supprimer complètement les cheveux du cuir chevelu de la souris à l&#39;aide de ciseaux ou un rasoir électrique. </li><li> Stériliser le cuir chevelu en appliquant une solution de povidone-iode; laisser sécher. Puis, sous un microscope optique, enlever la peau du cuir chevelu de la souris, exposant complètement les os pariétaux, os frontaux caudales, et le marquage Bregma. </li><li> Appliquer une petite quantité d&#39;une solution à 10% de chlorure ferrique au crâne afin de sécher les membranes pour un retrait facile. Retirer les membranes séchées avec les N ° 5/45 pince en grattant doucement le crâne. </li><li> Appliquez une fine couche de colle autour de la fenêtre plaque de tête. Appuyez doucement sur la plaque frontale contre le crâne de la souris, en gardant la zone d&#39;intérêt dans le centre de la fenêtre. Appliquer une goutte de ciment dentaire à la plaque de tête pour polymériser la colle. </li><li> Appliquer une couche mincede la colle le long du bord de la fenêtre de plaque de tête pour créer un réservoir pour contenir dans lequel la solution saline. Une fois que la colle est sèche, visser la plaque de tête dans le harnais de plaque frontale de la souris. Remarque: le faisceau de plaque de tête de la souris utilisée dans le présent procédé est une structure avec une base métallique et deux colonnes métalliques. Sur chaque colonne il ya un printemps et un écrou papillon. La plaque de tête est placé sur le dessus du printemps, et l&#39;écrou de l&#39;aile est serré jusqu&#39;à ce que la tête est de niveau et ne bouge pas. </li><li> Retirer la colle de la fenêtre plaque de tête à l&#39;aide d&#39;un foret fixé à une perceuse MicroTorque fixé à 6000 rpm. Arrêtez toutes les 10-15 secondes pour éviter la surchauffe du crâne de souris qui peut entraîner des dommages structurels aux navires. <ol><li> En utilisant une nouvelle mèche, placez le MicroTorque forage 1,5 mm latéralement de la ligne médiane (un tiers du diamètre de la fenêtre de plaque de tête). Commencez à amincir le crâne autour de cet endroit à 4000 rpm. Déplacez la perceuse doucement sur le crâne avec aucune pression directe vers le bas. </li><li> Cessez drilling toutes les 10-15 secondes pour éviter la surchauffe du crâne de la souris. Pendant ce temps, enlever la poussière accumulée du crâne utilisant une cartouche d&#39;air comprimé. </li><li> Utilisation gouttes de solution saline à la température ambiante pour refroidir crâne 5-10 sec. Retirez délicatement tout le liquide avec un tissu doux pour continuer crâne amincissement. </li></ol></li><li> Pour l&#39;amincissement finale du crâne, placer un petit volume de solution saline dans le réservoir plaque de tête et légèrement balayer une microlame dentaires sur la zone d&#39;intérêt jusqu&#39;à ce que les petits navires sont clairement visibles. </li></ol> 3. Suivi de paramètres physiologiques <ol><li> Une fois que le crâne est complètement diluée, détachez la souris de son support et placez-le sur son dos. Collez doucement les deux pattes arrière pour exposer clairement les cuisses médiales. </li><li> Enlever les poils sur les deux cuisses médiales avec des ciseaux ou un rasoir électrique. Désinfecter le site chirurgical en couvrant les cuisses avec povidone-iode. </li><li> Pincer la peau sur la cuisse médiale juste au-dessus de la veine fémoraleet en utilisant l&#39;artère # 5 forceps. Tirez doucement sur la peau vers le haut et utiliser des ciseaux pour couper et enlever la peau. Remarque: la cuisse gauche est réservé en cas de complications chirurgicales (anomalies vasculaires, des vaisseaux rompus). </li><li> Appliquer environ 3-5 gouttes de solution saline à 0,9% site chirurgical. Cela permet une plus grande agrandissement des navires, ainsi que du maintien du site hydratée et prévenir le séchage des navires. Séparer la veine fémorale de l&#39;artère en disséquant sans ambages dans le faisceau neurovasculaire fémorale à l&#39;aide de deux # 5/45 forceps. </li><li> Placez deux, trois morceaux de cm de suture chirurgicale sous l&#39;artère fémorale environ 1 cm. Tordez le fil de suture dans le sens horaire supérieure pour créer un garrot vasculaire qui aidera à prévenir la perte excessive de sang pendant un cathétérisme. </li><li> Faire une petite incision dans l&#39;artère fémorale à l&#39;aide des ciseaux à ressort. Placer le cathéter dans l&#39;artère à travers l&#39;incision et l&#39;avance jusqu&#39;à ce que le cathéter est en toute sécurité, à l&#39;intérieur de l&#39;artère. </li><li&gt; détordre la suture supérieure (garrot) pour évaluer l&#39;étanchéité et la pose du cathéter approprié. Fixer le cathéter dans l&#39;artère fémorale en reliant deux noeuds autour du cathéter dans le vaisseau à l&#39;aide des sutures. </li><li> Injecter 10 ul d&#39;héparine (100 Ul / ml) à travers le cathéter pour empêcher la coagulation du sang. Ensuite, fermez chirurgicalement la cuisse droite en cousant la peau avec une suture 4-0 dans un modèle interrompu simple. </li><li> Injecter 50 ul d&#39;uréthane (1,2 mg / g) par voie intrapéritonéale dans le quadrant inférieur droit. Répéter Cinq minutes plus tard d&#39;une autre injection de 50 ul pour le quadrant inférieur gauche, pour un total de 100 ul d&#39;uréthane intraperitoneale. Réduire lentement la niveaux isoflurane à environ 0,25%, tandis que revérifier concomitamment la souris pour la profondeur de l&#39;anesthésie. Remarque: Gardez l&#39;aiguille superficielle dans la cavité péritonéale le long de la paroi abdominale postérieure de sorte qu&#39;il ne perfore pas l&#39;intestin. Ceci peut être réalisé en pinçant le rectus abdominale muscles loin de viscères et ensuite injecter. </li><li> En utilisant un tube capillaire, recueillir un échantillon de 40 ul de sang artériel à partir du cathéter. Fixer le cathéter à transducteur de pression sanguine équipé d&#39;un robinet d&#39;arrêt à quatre voies rempli de solution saline et d&#39;héparine seringue remplie. </li><li> Tape le transducteur de pression sanguine à l&#39;appareil chirurgical à empêcher le retrait accidentel du cathéter. Commencer la surveillance de la pression artérielle moyenne. </li><li> Insérer le tube capillaire rempli de sang dans un orifice d&#39;entrée de l&#39;analyseur de gaz du sang. Une fois que tout le sang a été extrait, enlever le tube capillaire à partir de l&#39;orifice d&#39;entrée. Les niveaux de gaz sanguins 2 O 2 et CO apparaîtront sur ​​un document imprimé de l&#39;analyseur des gaz du sang. </li></ol> 4. L&#39;injection du colorant fluorescent <ol><li> Pincer la peau sur la cuisse gauche médial utilisant le # 5 forceps. Tirez doucement sur la peau vers le haut et utiliser des ciseaux pour couper et enlever la peau. Préparer dextran conjugué rouge émettant colorant rhodamine(70 kDa) (10 mg / kg dissous dans du sérum physiologique). </li><li> Situer l&#39;fémorale vein.Using une seringue de 1 ml avec une aiguille 30 G attachée, dessiner une solution préalablement préparée d&#39;un colorant fluorescent approprié pour l&#39;imagerie à la ligne 130 pi de la seringue. Retirez toutes les bulles d&#39;air en tirant le colorant complètement dans la seringue et feuilletant fermement la paroi de la seringue. <ol><li> Pliez le aiguille de 30 G à un angle d&#39;environ 30 degrés en le pressant contre une surface dure côté biseau vers le haut. Remplir l&#39;aiguille avec le colorant et jeter tout excès de liquide, en laissant un échantillon de 100 ul. </li></ol></li><li> Injecter l&#39;échantillon de 100 ul de colorant lentement dans la veine fémorale. Après avoir retiré l&#39;aiguille, appliquer stable, doucement pression sur le site d&#39;injection pour arrêter le saignement. Laisser le colorant de circuler pendant 5 minutes. Remarque: alternativement, la veine fémorale droite peut être utilisé à la place de l&#39;injection de colorant fluorescent pour prévenir la perte de sang à travers la création d&#39;un autre site chirurgical. En outre, si leanimal est incontrôlable saignait du site chirurgical, ce peut être une indication que trop héparine a été donné pour rincer le cathéter. Si il n&#39;y a pas de coagulation dans les 10-15 min et la souris saigne encore, envisager le redémarrage de l&#39;expérience avec une nouvelle souris. </li><li> Fermez la cuisse gauche en cousant la peau avec une suture 4-0, puis retournez soigneusement la souris sur son estomac, et le placer dans le faisceau de plaque frontale de la souris. </li></ol> 5. In Vivo Imaging deux photons <ol><li> Déplacez l&#39;appareil chirurgical pour le microscope à deux photons, en veillant à maintenir les niveaux d&#39;anesthésie continues. Placer une petite quantité de solution saline à 0,9% dans le réservoir de plaque de tête et le bas de l&#39;objectif de microscope de sorte qu&#39;il entre en contact avec la solution saline. Localisez la zone d&#39;intérêt en utilisant l&#39;objectif de fond clair de visualisation </li><li> Réglez l&#39;excitation laser à deux photons à une longueur d&#39;onde appropriée pour le colorant fluorescent. Commencez imagerie à deux photons utilisant le 25x objectif. Notez que dans ces expériences, nous avons utilisé un dextrane conjugué à un rouge émettant rhodamine colorant qui était excité à une longueur d&#39;onde de 780 nm. Un filtre passe-bande 607/36 d&#39;émission pour détecter la fluorescence du colorant, et un filtre passe-bande 480/20 d&#39;émission a été utilisé pour détecter artériel autofluorescence </li><li> Localiser un capillaire lit sur l&#39;écran d&#39;affichage, et magnifier ce domaine en utilisant le zoom optique 2. images Acquérir des capillaires en utilisant le logiciel d&#39;imagerie à deux photons. </li><li> Après l&#39;imagerie est terminée, sacrifier la souris par dislocation cervicale suivie par décapitation. </li></ol> 6. imagerie ex vivo à deux photons <ol><li> En utilisant les ciseaux fins supplémentaires, faire une incision dans le cuir chevelu à partir des os interpariétales aux os frontaux de la souris. Fixer la peau sur les côtés du crâne avec l&#39;index et le pouce. </li><li> Placez les ciseaux fins supplémentaires sous l&#39;os interpariétal médial et couper le crâne le long de la suture sagittale. Arrêter de couper le crâne d&#39;environ 3 mm après avoir marqué le bregma. Note: Appliquer une pression à la hausse lors de la coupe du crâne pour éviter la coupe du cerveau. </li><li> En utilisant les # 5 forceps, séparer le crâne du cerveau et retirez soigneusement tous les méninges de la surface du cerveau. Méninges restants peuvent accidentellement lacérer le cerveau; un soin extrême doit être pris pour éviter cela. Faites glisser délicatement les # 5 pince sous le cerveau avançant lentement vers l&#39;avant jusqu&#39;à ce que le cerveau est libre de crâne. Remarque: cette pression vers le bas doit être utilisé pour éviter de perforer le cerveau. </li><li> Placer le cerveau dans un outil de coupe spécifique pour le cerveau des souris. Laver le cerveau en appliquant des gouttes de liquide céphalo-rachidien artificiel sur le cerveau. </li><li> Retirer une section coronale 2 mm du cerveau de bregma 0 à -2 bregma. Placer la section coronale sur une lame de verre concave contenant du liquide céphalorachidien artificiel avec le bregma 0 (plus d&#39;une partie de la section crânienne) vers le haut. Couvrir délicatement le sl du cerveauglace avec une lamelle de verre. Remarque: Evitez d&#39;appuyer sur le verre une fois placés sur la partie du cerveau que cela peut déformer l&#39;architecture vasculaire. </li><li> Placer les lames dans la platine du microscope et de placer une petite quantité de solution saline 0,9% sur la lamelle. Abaisser l&#39;objectif du microscope jusqu&#39;à ce qu&#39;il entre en contact avec la solution saline. Repérez la ligne médiane du cerveau en utilisant l&#39;objectif de fond clair. </li><li> Commencez imagerie à deux photons et de localiser la ligne médiane à nouveau en utilisant l&#39;objectif 25x. Atteindre cet objectif en recherche de la fissure longitudinale à la surface corticale de la section coronale. Placez le bord droit de l&#39;écran d&#39;imagerie sur la ligne médiane et de déplacer l&#39;écran de visualisation plus latéralement trois trames complètes (environ 1,5 mm de la ligne médiane). A noter que dans ces expériences, les paramètres d&#39;imagerie sont identiques à ceux mentionnés dans la note à l&#39;étape 5.2. </li><li> Localisez la profondeur à laquelle les capillaires sont à peine visibles sur l&#39;écran d&#39;affichage. Abaissez le plan de mise au point d&#39;un montant supplémentaire de 20um afin de déterminer le sommet de la pile-z. </li><li> Réglez l&#39;épaisseur de l&#39;image à 1 pm. Abaisser l&#39;écran d&#39;affichage pour 100 um et ajuster la puissance du laser tout au long de sorte que moins de 1% des pixels sont sursaturé. Note: les images z-stack sont compilées à partir d&#39;une série de 100 images 500x500x1 consécutive um. Plus le z-stack les plus précis les calculs de post-traitement seront. En général, tenter de recueillir un z-pile de 100 pm ou plus. </li><li> Appuyez sur l&#39;icône de répétition XY puis sur l&#39;icône de XY adjacente. Une fois que le z-pile est terminée, appuyez sur l&#39;icône de la série Fait et enregistrez le fichier. </li></ol> 7. Traitement des données <ol><li> Ouvrez une image dans vivo capillaire dans le logiciel ImageJ. Définir manuellement le pixel ratio de distance basée sur des valeurs obtenues à partir du logiciel à deux photons. <ol><li> Sélectionnez le * droit * icône dans le menu Outils. Tracez une ligne allant d&#39;un mur capillaire à l&#39;oppoparoi des capillaires du site, et d&#39;enregistrer la longueur fournie par ImageJ. Notez qu&#39;il peut être nécessaire de faire un zoom dans l&#39;image afin de visualiser clairement les bords des parois des capillaires. </li><li> Répétez l&#39;étape 7.1.1 à différents endroits le long du capillaire, ainsi que de multiples capillaires dans l&#39;image. </li></ol></li><li> Ouvrez le fichier z-pile dans le logiciel d&#39;analyse tels que Amira. Sélectionnez l&#39;icône Filament éditeur de la barre d&#39;outils sous-application <ol><li> Réglez l&#39;épaisseur de spectateur à environ 20. Déplacer le spectateur soit en haut ou en bas de la z-stack. </li><li> Sélectionnez l&#39;icône Trace et déplacer le curseur sur l&#39;image chargée. La place noeuds sur les capillaires aux endroits décrits dans la figure 2C; segments apparaissent automatiquement entre les noeuds voisins. Trace capillaires à travers l&#39;ensemble du z-stack. Remarque: il sera nécessaire de placer des noeuds entre les points d&#39;extrémité et des points de branchement afin de tracer les capillaires Throughout le z-stack. </li><li> Pour supprimer ces nœuds, cliquez sur l&#39;icône Retirer intermédiaire. Note: Ceci peut créer des segments en boucle erronées qui doivent être enlevés manuellement en sélectionnant la boucle en utilisant l&#39;icône Single Select, puis en sélectionnant l&#39;icône Supprimer la sélection. Si boucles continuent à apparaître dans la même zone pendant le dépistage, il est probable que les nœuds ont été placés sur différents capillaires. </li><li> Une fois le tracé est terminée, sélectionnez l&#39;icône Graphique infos pour ouvrir une feuille de calcul contenant les paramètres vasculaires extraites automatiquement. Le nombre de nœuds et segments sont disponibles sur l&#39;écran principal de la vue. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kraft-Terry, S. D., Buch, S. J., Fox, H. S., Gendelman, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+coat+of+many+colors%3A+neuroimmune+crosstalk+in+human+immunodeficiency+virus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">A coat of many colors: neuroimmune crosstalk in human immunodeficiency virus infection.</a> Neuron. 64 (1), 133-145 (2009).</li>
<li>Ghafouri, M., Amini, S., Khalili, K., Sawaya, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIV-1+associated+dementia%3A+symptoms+and+causes%5BTitle%5D)+AND+%22Retrovirology%22%5BJournal%5D)">HIV-1 associated dementia: symptoms and causes.</a> Retrovirology. 3, 28(2006).</li>
<li>Antinori, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Updated+research+nosology+for+HIV-associated+neurocognitive+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Updated research nosology for HIV-associated neurocognitive disorders.</a> Neurology. 69 (18), 1789-1799 (2007).</li>
<li>Clifford, D. B., Ances, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIV-associated+neurocognitive+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet.+Infectious+diseases%22%5BJournal%5D)">HIV-associated neurocognitive disorder.</a> The Lancet. Infectious diseases. 13 (11), 976-986 (2013).</li>
<li>Lindl, K. A., Marks, D. R., Kolson, D. L., Jordan-Sciutto, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIV-associated+neurocognitive+disorder%3A+pathogenesis+and+therapeutic+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuroimmune+pharmacology+%3A+the+official+journal+of+the+Society+on+NeuroImmune+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">HIV-associated neurocognitive disorder: pathogenesis and therapeutic opportunities.</a> Journal of neuroimmune pharmacology : the official journal of the Society on NeuroImmune Pharmacology. 5 (3), 294-309 (2010).</li>
<li>Zimmermann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CNS-targeted+production+of+IL-17A+induces+glial+activation%2C+microvascular+pathology+and+enhances+the+neuroinflammatory+response+to+systemic+endotoxemia%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">CNS-targeted production of IL-17A induces glial activation, microvascular pathology and enhances the neuroinflammatory response to systemic endotoxemia.</a> PloS one. 8 (2), e57307(2013).</li>
<li>Silva, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+central+nervous+system+expression+of+HIV-1+Tat+leads+to+accelerated+rarefaction+of+neocortical+capillaries+and+loss+of+red+blood+cell+velocity+heterogeneity%5BTitle%5D)+AND+%22Microcirculation%22%5BJournal%5D)">Chronic central nervous system expression of HIV-1 Tat leads to accelerated rarefaction of neocortical capillaries and loss of red blood cell velocity heterogeneity.</a> Microcirculation. 21 (7), 664-676 (2014).</li>
<li>Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+thin-skull+window+technique+for+chronic+two-photon+in+vivo+imaging+of+murine+microglia+in+models+of+neuroinflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (43), (2010).</li>
<li>Kleinfeld, D., Mitra, P. P., Helmchen, F., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluctuations+and+stimulus-induced+changes+in+blood+flow+observed+in+individual+capillaries+in+layers+2+through+4+of+rat+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Fluctuations and stimulus-induced changes in blood flow observed in individual capillaries in layers 2 through 4 of rat neocortex.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (26), 15741-15746 (1998).</li>
<li>Bruce-Keller, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphine+causes+rapid+increases+in+glial+activation+and+neuronal+injury+in+the+striatum+of+inducible+HIV-1+Tat+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Morphine causes rapid increases in glial activation and neuronal injury in the striatum of inducible HIV-1 Tat transgenic mice.</a> Glia. 56 (13), 1414-1427 (2008).</li>
<li>Zoumi, A., Yeh, A., Tromberg, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+cells+and+extracellular+matrix+in+vivo+by+using+second-harmonic+generation+and+two-photon+excited+fluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Imaging cells and extracellular matrix in vivo by using second-harmonic generation and two-photon excited fluorescence.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (17), 11014-11019 (2002).</li>
<li>Silva, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+hypercapnia+reveals+an+underlying+cerebrovascular+pathology+in+a+murine+model+for+HIV-1+associated+neuroinflammation%3A+role+of+NO-cGMP+signaling+and+normalization+by+inhibition+of+cyclic+nucleotide+phosphodiesterase-5%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Transient hypercapnia reveals an underlying cerebrovascular pathology in a murine model for HIV-1 associated neuroinflammation: role of NO-cGMP signaling and normalization by inhibition of cyclic nucleotide phosphodiesterase-5.</a> Journal of neuroinflammation. 9, 253(2012).</li>
<li>Farber, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Region-specific+and+agent-specific+dilation+of+intracerebral+microvessels+by+volatile+anesthetics+in+rat+brain+slices%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Region-specific and agent-specific dilation of intracerebral microvessels by volatile anesthetics in rat brain slices.</a> Anesthesiology. 87 (5), 1191-1198 (1997).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La méthode décrite ici peut être appliquée à analyser les structures microvasculaires cérébrales dans une large gamme de modèles / paramètres expérimentaux. Pour la réussite de cette méthode, trois étapes critiques doivent être maîtrisées. Tout d&#39;abord, la fenêtre mince crâne ne doit pas endommager le crâne ou du cerveau sous-jacent. Il est facile de percer le crâne lors de l&#39;amincissement, ou provoquer une fuite vasculaire induite par la chaleur. Cela peut interférer avec la formation d&#39;image en tant que co...

Virus de l&#39;immunodéficience humaine de type 1 (VIH-1) envahit le cerveau au cours de la phase aiguë de l&#39;infection par le virus, et infecte productive deux microglie et les macrophages du cerveau résidents, menant à leur activation - et la libération des deux médiateurs inflammatoires dérivés de l&#39;hôte et soluble VIH-1 virotoxins telles que Tat et gp120 (revue dans 1,2). En conséquence, un état ​​chronique neuroinflammatoire devient établi dans le SNC, qui est pensé pour contribuer à la pathogenèse du VIH-1 troubles associés neurocognitifs (de la main) 3-5. La surexpression chronique de Tat du VIH-1 ou l&#39;interleukine (IL) -17A dans le SNC de souris a été démontré que conduire à 6,7 raréfaction microvasculaire. Cela soulève la possibilité que la neuro-inflammation chronique peut contribuer à la pathogenèse de la main par des effets sur le système vasculaire cérébral. Afin d&#39;examiner plus avant cette question, nous avons développé des méthodes pour quantifier struc vasculaires cérébrauxtures. Ce document décrit une méthode pour quantifier le nombre de nœuds de capillaires, des segments capillaires, la longueur moyenne du segment, la longueur totale du segment, diamètre moyen capillaire, et le volume total du capillaire en utilisant l&#39;imagerie in vivo de réseaux capillaires à travers une fenêtre corticale du crâne mince (modifié à partir décrit précédemment 8,9 protocoles), ainsi que l&#39;imagerie ex vivo de coupes de cerveau, en utilisant la microscopie à deux photons. Cette approche combinée fournit une quantification globale des paramètres vasculaires cérébraux, depuis le mince crâne fenêtre corticale in vivo permet la préservation de l&#39;environnement cérébrale, tandis imagerie ex vivo des réseaux de capillaires dans des tranches de cerveau permet la reconstruction de complet, en trois dimensions réseaux capillaires - qui peuvent ensuite être quantifiés en utilisant un logiciel disponible dans le commerce.

<table><tbody><tr><td>Microscope Leica</td><td>Leica Inc.</td><td>MZ8</td><td></td></tr><tr><td>Illuminateur Haute Intensité</td><td>Dolan-Jenner</td><td>180</td><td></td></tr><tr><td>Coussin Chauffant</td><td>Stryker&nbsp ;</td><td>TP3E</td><td></td></tr><tr><td>T/PUMP</td><td>Gaymar Industries, Inc.</td><td>TP-500</td><td></td></tr><tr><td>TEC-4 Vaporisateur d’isoflurane</td><td>Datex Ohmeda</td><td>447</td><td></td></tr><tr><td>Gel lacrymal artificiel</td><td>Butler AHS</td><td>7312</td><td></td></tr><tr><td>Solution de povidone et d’iode&nbsp ;</td><td>Aplicare</td><td>52380-1855-9</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux Bonn extra fins</td><td>Outils scientifiques</td><td>fins 14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Dumot #5 Pinces</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Pinces</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Solution de chlorure ferrique</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>3120-16</td><td></td></tr><tr><td>Loctite 454 Gel adhésif instantané Prism</td><td>Henkel</td><td>45404</td><td></td></tr><tr><td>Ciment dentaire</td><td>Stoelting</td><td>51459</td><td></td></tr><tr><td>Microtoruqe II Kit de pièce à main</td><td>Pearson Dental</td><td>R14-0002</td><td></td></tr><tr><td>005 Bavure pour micro-foret</td><td>Fine Science Tools</td><td>19007-05</td><td></td></tr><tr><td>Lame Norland (Microblade dentaire)</td><td>Salvin Dental</td><td>6900</td><td></td></tr><tr><td>Uréthane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>U2500</td><td>Cancérogène du groupe 2B</td></tr><tr><td>Suture tressée</td><td>Ethicon</td><td>735G</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Ciseaux à ressort</td> Outils <td>scientifiques fins</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; Cathéter artériel</td><td>SAI Infusion Technologies</td><td>MAC-01</td><td>L’extrémité du cathéter a été étirée manuellement afin de diminuer son diamètre.</td></tr><tr><td>Tensiomètre</td><td>World Precision Intruments</td><td>SYS-BP1</td><td></td></tr><tr><td>Transducteur de pression artérielle et câble</td><td>World Precision Intruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>RAPIDLab Analyseur de gaz du sang&nbsp ;</td><td>Siemens&nbsp ;</td><td>248</td><td></td></tr><tr><td>40 &mu ; l Tube capillaire</td><td>VWR</td><td>15401-413</td><td></td></tr><tr><td>Texas Red-dextran (70 000 MW, 10 mg/kg dissous dans une solution saline)</td><td>Invitrogen</td><td>D-1830</td><td></td></tr><tr><td>Adult Mouse Brain Slicer Matrix</td><td>Zivic Instruments</td><td>BSMAS001-1</td><td></td></tr><tr><td>Olympus Fluoview 1000 AOM-MPM Microscope multiphotonique</td><td>Olypmus</td><td>FV-1000 MPE</td><td></td></tr><tr><td>MaiTai HP DeepSee Ti :Sa laser</td><td>Spectra-Physics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ImageJ Software</td><td>National Institutes of Health (NIH)</td><td></td><td>Disponible à l’adresse http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html</td></tr><tr><td>Amira Software</td><td>Visage Imaging&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

quantification de l&#39;architecture vasculaire cérébral en utilisant la microscopie à deux photons dans un modèle de souris de la neuro-inflammation induite par le vih

Quantification of Cerebral Vascular Architecture using Two-photon Microscopy in a Mouse Model of HIV-induced Neuroinflammation

L’infection par le virus de l’immunodéficience humaine 1 (VIH-1) entraîne fréquemment des troubles neurocognitifs associés au VIH-1 (HAND) et se caractérise par un état neuro-inflammatoire chronique dans le système nerveux central (SNC), que l’on pense être principalement dû à l’activation virale de la microglie et des macrophages résidents du cerveau. L’infection par le VIH-1 s’accompagne également de modifications du débit sanguin cérébrovasculaire (FBC), ce qui soulève la possibilité que la neuroinflammation chronique associée au VIH puisse entraîner des modifications de la FCC et/ou de l’architecture vasculaire cérébrale. Pour répondre à cette question, nous avons utilisé un modèle murin de neuroinflammation induite par le VIH, et nous avons testé si une exposition à long terme à cet environnement inflammatoire peut endommager le système vasculaire cérébral et entraîner une raréfaction des réseaux capillaires. Dans cet article, nous décrivons une méthode pour quantifier les changements de densité capillaire corticale dans un modèle murin de maladie neuro-inflammatoire (souris transgéniques VIH-1 Tat). Cette approche généralisable utilise l’imagerie à deux photons in vivo des capillaires corticaux à travers une fenêtre corticale mince du crâne, ainsi que l’imagerie à deux photons ex vivo des capillaires corticaux dans des sections de cerveau de souris. Ces procédures produisent respectivement des images et des fichiers z-stack de réseaux capillaires, qui peuvent ensuite être soumis à une analyse quantitative afin d’évaluer les changements dans l’architecture vasculaire cérébrale.

La fenêtre corticale mince crâne permet in vivo à deux photons imagerie de capillaires corticaux (Figure 1). Un endroit approprié à l&#39;image montre de nombreux capillaires distinctes (figure 1A). Dans le même champ de vision, il n&#39;y a pas de paroi cellulaire artériel autofluorescence, et il peut y avoir d&#39;autres signaux fluorescents, tels que la fluorescence induites par le collagène, génération de second harmonique 11 <str...

Cet article décrit une méthode par laquelle l’architecture vasculaire du cerveau peut être quantifiée à l’aide de la microscopie à deux photons in vivo et ex vivo.

Quantification de l&#39;architecture vasculaire cérébral en utilisant la microscopie à deux photons dans un modèle de souris de la neuro-inflammation induite par le VIH

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic ...

L'objectif général de cette procédure est de quantifier les modifications des réseaux capillaires corticaux après une exposition prolongée à la virotoxine du VIH, la protéine tat. Cette méthode permet d'analyser d'importants changements de la morphologie des capillaires corticaux qui pourraient contribuer à la pathogenèse des troubles neurocognitifs associés au VIH. Le principal avantage de cette technique réside dans sa capacité à assurer une quantification physiologiquement précise de plusieurs paramètres morphologiques capillaires.Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur la pathogenèse des troubles neurocognitifs associés au VIH, elle peut également être appliquée à d'autres maladies dans lesquelles des modifications vasculaires surviennent, comme la maladie d'Alzheimer. Commencez cette procédure en appliquant un gel de larme artificielle sur les yeux d'une souris anesthésiée.Ensuite, rasez la tête à l’aide d’un rasoir électrique. Puis, appliquez une solution de povidone iodée pour stériliser le cuir chevelu et laissez sécher. Sous un microscope optique, retirez le cuir chevelu de l’animal afin d’exposer complètement les os pariétaux, les parties caudales des os frontaux et le point bregma.Appliquer une petite quantité d'une solution de chlorure ferrique à dix pour cent sur le crâne, afin de sécher la membrane pour un retrait facile. Ensuite, retirer la membrane sèche en grattant délicatement le crâne avec la pince. Puis, appliquer une fine couche de colle autour de la fenêtre de la plaque crânienne.Appuyez délicatement la plaque crânienne contre le crâne de la souris afin de maintenir la région d’intérêt au centre de la fenêtre. Ensuite, appliquez une goutte de ciment dentaire sur la plaque crânienne pour polymériser la colle. Puis, appliquez une fine couche de colle le long du bord de la fenêtre de la plaque crânienne afin de créer un réservoir destiné à contenir la solution saline.Une fois que la colle est sèche, vissez la plaque crânienne dans le harnais de plaque crânienne pour souris. Retirez toute colle présente sur la fenêtre de la plaque crânienne à l’aide d’un foret fixé sur un micro-torp, réglé à 6 000 tr/min. Arrêtez-vous toutes les 10 à 15 secondes afin d’éviter la surchauffe du crâne de la souris.Ensuite, à l’aide d’un nouveau foret, commencer à amincir le crâne à l’aide d’un micro-torpédo réglé à 4 000 tr/min. Déplacer délicatement le foret sur le crâne sans exercer de pression vers le bas. Une fois que le crâne est complètement aminci, détacher la souris du support et la placer sur le dos.Fixer doucement les deux membres postérieurs avec du ruban adhésif afin d'exposer clairement les faces médiales des cuisses. Ensuite, raser les poils situés sur les faces médiales des deux cuisses et désinfecter le site chirurgical en appliquant de la bétadine. Puis, retirer délicatement la peau de la face médiale de la cuisse droite, au-dessus de la veine et de l'artère fémorales.Appliquez environ trois à cinq gouttes de solution saline à 0,9 % sur le site chirurgical. Ensuite, séparez la veine fémorale de l'artère en disséquant soigneusement le cordon neurovasculaire fémoral. Placez maintenant deux morceaux de suture chirurgicale mesurant trois centimètres chacun sous l'artère fémorale, espacés d'environ un centimètre.Tourner la suture supérieure dans le sens horaire pour créer un garrot vasculaire qui aidera à prévenir une perte sanguine excessive pendant la cathétérisation. Ensuite, pratiquer une petite incision dans l'artère fémorale à l’aide de ciseaux à ressort, là où le cathéter sera inséré ultérieurement pour surveiller les paramètres physiologiques de la souris. Dans cette procédure, retirer la peau de la cuisse gauche médiale de la souris.Ensuite, localisez la veine fémorale. À l’aide d’une seringue d’un millilitre et d’une aiguille de calibre 30, aspirez 130 microlitres de la solution de colorant fluorescent. Injectez lentement 100 microlitres du colorant dans la veine fémorale.Après avoir retiré l'aiguille, appliquer une pression douce et constante sur le site d'injection pour arrêter tout saignement et laisser la coloration circuler pendant cinq minutes. Ensuite, fermer le site chirurgical à l'aide de points de suture. Retourner délicatement la souris sur le ventre et la placer dans le harnais de fixation pour la tête.Pour l'imagerie in vivo à deux photons, déplacez l'appareil chirurgical vers le microscope à deux photons et veillez à maintenir le niveau d'anesthésie de l'animal. Ensuite, placez une petite quantité de solution saline à 0,9 % dans le réservoir de la plaque crânienne et abaissez l'objectif du microscope afin qu'il entre en contact avec la solution saline. Puis, localisez la région d'intérêt à l'aide de l'objectif d'observation en champ clair.Ensuite, commencez l'imagerie à deux photons. Localisez un lit capillaire sur l'écran de visualisation et agrandissez cette zone à l'aide du zoom optique. Acquérez des images des capillaires à l'aide du logiciel d'imagerie à deux photons.Pour l'imagerie ex vivo à deux photons, faire une incision dans le cuir chevelu depuis les os pariétaux jusqu'aux os frontaux de la souris décapitée. Maintenir la peau sur les côtés du crâne avec l'index et le pouce, placer les ciseaux extra fins sous l'os interpariétal médian et couper le crâne le long de la suture sagittale jusqu'à environ trois millimètres après le point bregma. Ensuite, séparer le crâne du cerveau et retirer soigneusement les méninges présentes à la surface du cerveau à l'aide de la pince.Faites glisser délicatement la pince sous le cerveau pour le libérer du crâne. Ensuite, placez le cerveau dans une matrice cérébrale spécifique aux souris et rincez-le avec des gouttes de ACSF. Puis, retirez une section cérébrale coronaire d'un millimètre d'épaisseur.Placez la coupe du cerveau sur une lame en verre concave contenant du liquide artificiel cérébro-spinal (ACSF), en orientant la partie la plus antérieure de la coupe vers le haut. Recouvrez ensuite délicatement la tranche de cerveau d'une lamelle en verre. Transférez la lame sur la platine du microscope et déposez une petite quantité de solution saline à 0,9 % sur la lamelle.Abaissez l'objectif du microscope jusqu'à ce qu'il entre en contact avec la solution saline. Ensuite, repérez la ligne médiane du cerveau à l'aide de l'objectif en champ clair. Commencez maintenant l'imagerie à deux photons et repérez à nouveau la ligne médiane à l'aide de l'objectif 25x.Accomplissez cela en recherchant le sillon longitudinal à la surface corticale de la coupe coronale. Ensuite, placez le bord droit de l'écran d'imagerie sur la ligne médiane et déplacez l'écran de visualisation latéralement sur trois images complètes. Repérez la profondeur à laquelle les capillaires sont à peine visibles sur l'écran de visualisation.Ensuite, abaisser le plan de focalisation de 20 micromètres supplémentaires pour déterminer le haut de la pile z. Régler l'épaisseur de l'image à un micromètre. Abaisser l'écran de visualisation de 100 micromètres et ajuster la puissance du laser de manière continue afin qu'un pourcentage inférieur à un pour cent des pixels soit saturé.Enfin, acquérez la pile en z. Sur cette figure, après la préparation de la tranche de cerveau, une zone d'imagerie située à environ 1,5 millimètre de la ligne médiane est localisée. Une pile en z de 100 micromètres produit une image tridimensionnelle utilisée pour l'analyse dans le logiciel analytique Amira.Le réseau capillaire est ensuite tracé manuellement en plaçant des nœuds au début et à la fin d'un capillaire, ou à tout endroit où un capillaire se divise en un autre. Cela produit une image entièrement élaguée à partir de laquelle les paramètres morphologiques sont extraits automatiquement. Le nombre de nœuds capillaires, de segments, la longueur moyenne des segments et la longueur totale des segments peuvent être extraits à l'aide d'une imagerie ex vivo à deux photons de tranches cérébrales de souris.Ici, une image bidimensionnelle des réseaux capillaires est produite par imagerie in vivo, dans laquelle le diamètre capillaire peut être extrait et le volume capillaire total peut être calculé à l’aide du diamètre capillaire et de la longueur totale des segments obtenue à partir de l’imagerie ex vivo. Une fois maîtrisée, cette procédure peut être réalisée en trois heures et demie si elle est effectuée correctement. Lors de l’exécution de cette procédure, il est important d’agir rapidement tout en maintenant un niveau d’anesthésie stable, car l’isoflurane peut provoquer une vasodilatation des capillaires corticaux, faussant ainsi les données.Au cours de cette procédure, d'autres paramètres capillaires peuvent être obtenus, tels que la vitesse des globules rouges ou le flux des globules rouges, ce qui peut permettre une compréhension plus approfondie des modifications pathogènes observées dans les troubles neurocognitifs associés au VIH et dans d'autres maladies neurodégénératives. Bonne chance dans vos expériences.

quantification-cerebral-vascular-architecture-using-two-photon

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Nous décrivons une méthode pour visualiser plusieurs reprises la microglie et les monocytes circulants...

Une technique de la fenêtre mince crâne pour chronique à deux photons In vivo</emImagerie> de Murine microglies dans les modèles de la neuro-inflammation

Microscopie intravitale à suivre spatiale et temporelle des événements hémodynamiques et inflammatoires dans la microcirculation piales.

Microscopie intravitale de la microcirculation cérébrale souris en utilisant une fenêtre fermée crânienne

Nous décrivons ici une méthode pour visualiser directement l'hypoxie tissulaire microrégionale dans le cortex de la...

La détection de l&#39;hypoxie dans le cortex de souris microrégionale cérébrale par imagerie à deux photons de fluorescence endogène NADH

Source : Nishimura, C.  et al. Quantification de l’architecture vasculaire cérébrale à l’aide de la microscopie à deux photons dans un modèle murin de neuroinflammation induite par le VIH. J. Vis. Exp. (2016). Cette vidéo démontre la visualisation in vivo des capillaires corticaux dans le cerveau de la souris à l’aide de la microscopie à deux photons. Il décrit les étapes à suivre pour injecter un colorant fluorescent dans une souris anesthésiée avec une fenêtre corticale crânienne mince,...

 Microscopie à deux photons pour l’imagerie in vivo de la microvascularisation du cerveau de souris 

Source : Arango-Lievano, M. et. al., Imagerie longitudinale in vivo de la cerebrovasculature : pertinence pour les maladies du SNC. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo montre l’imagerie in vivo à deux photons pour visualiser des plaques amyloïdes marquées par fluorescence et un système vasculaire cérébral. La fluorescence bleue marque les plaques, tandis que la fluorescence verte met en évidence les vaisseaux sanguins cérébraux. Une carte 3D de la région d’intérêt et une imagerie en mosaïque à haute...

Imagerie in vivo de vaisseaux cérébraux et de plaques amyloïdes dans un modèle murin de la maladie d’Alzheimer

Ce protocole décrit un préconditionnement hypoxique répétitif, ou de brèves expositions à une hypoxie systémique qui réduisent les volumes d’infarctus et la perturbation de la barrière hémato-encéphalique suite à une occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne chez la souris. Il détaille également la double quantification du volume de l’infarctus et de la perturbation de la barrière hémato-encéphalique après un AVC afin d’évaluer l’efficacité de la protection neurovasculaire.

Quantification de la protection neurovasculaire Après répétitive hypoxique préconditionnement et transitoire Moyen Cerebral Artery Occlusion chez la souris

Ce manuscrit décrit une procédure pour suivre le remodelage de la cerebrovasculature pendant amyloïde accumulation de plaque in vivo en utilisant longitudinale microscopie à deux photons. Préparation-crâne aminci permet la visualisation des colorants fluorescents pour évaluer la progression des lésions vasculaires cérébrales dans un modèle de souris de la maladie d'Alzheimer.

Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie du Cerebrovasculature: Pertinence pour les maladies du système nerveux central

Nous présentons ici un protocole microscopie d’imagerie à haute résolution et une reconstruction tridimensionnelle de la souris, unité neurovasculaire et la barrière hémato - encéphalique, en utilisant des sections flottant de cerveau. Cette méthode permet la visualisation, l’analyse et quantification des organites intracellulaires à la BHE.

Imagerie confocale à haute résolution de la barrière hémato - encéphalique : imagerie, Reconstruction 3D et la Quantification de la transcytose

Le but de cet article est de présenter une méthode qui permet une reconstruction en 3 dimensions de l’arbre vasculaire cérébrale chez la souris après que micro calculé tomographie et détermination des volumes de segments de tout navire qui peuvent être utilisés pour quantifier le vasospasme cérébral dans modèles murins de l’hémorragie sous-arachnoïdienne.

Une méthode volumétrique pour la Quantification du vasospasme cérébral dans un modèle murin d’hémorragie sous-arachnoïdienne

Cet article décrit une méthode d’observation chronique in vivo de la microglie au repos dans l’hippocampe de souris CA1 à l’aide d’une chirurgie contrôlée avec précision et d’une microscopie à deux photons.

In vivo Imagerie chronique à deux photons de la microglie dans l’hippocampe de souris

Découvrez la quantification de l'architecture vasculaire cérébrale par microscopie à deux photons chez la souris. Cette méthode permet d'analyser les changements morphologiques des capillaires corticaux dans la neuro-inflammation induite par le VIH.

Quantification de larchitecture vasculaire cérébral en utilisant la microscopie à deux photons dans un modèle de souris de la neuro-inflammation induite par le VIH (Vidéo) | JoVE Journal

Quantification de l'architecture vasculaire cérébral en utilisant la microscopie à deux photons dans un modèle de souris de la neuro-inflammation induite par le VIH

Explorer plus de vidéos