Name: G2-seq : Une haut débit basée sur le séquençage Technique d’identification tard reproduisant des régions du génome (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-22T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 40 s
Description: Découvrez la technique G2-seq pour identifier les régions tardives de réplication génomique par cytométrie en flux et séquençage à haut débit. Cette méthode simple révèle les vulnérabilités de la réplication de l'ADN.

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Ce travail a été soutenu par grant GM117446 NIH à A.B.

1. préparation des cellules pour Flow Cytometry tri
<ol><li>Inoculer 15 mL tubes à essai contenant 8 mL de bouillon YEPD telles que les cultures atteignent une densité de 5 x 106 à 1. 5 x 107 cellules / mL après une nuit de croissance (Voir discussion note 1).</li>
	<li>Tournez en bas des cellules de levure (1 400 x g, à température ambiante ou à 4 ° C) dans un tube à centrifuger 15 mL bouchon à vis pendant 5 min, de remettre en suspension des cellules dans 1,5 mL d’éthanol à 70 % et le transfert d’un tube à centrifuger 1,6 mL, laisser ce reposer pendant 1 h à température ambiante ou au moins de 3 h sur glace ( peuvent être conservés indéfiniment à 4 ° C) (voir point de Discussion (2)).</li>
	<li>Tournez en bas des cellules de levure dans les microtubes (14 000 x g, 4 ° C) pendant 1 min, resuspendre dans 1 mL de citrate de sodium 50 mM, pH 7,2, centrifuger (14 000 x g, 4 ° C) pendant 1 min, aspirer le surnageant, resuspendre dans 1 mL de citrate de sodium 50 mM, pH 7,2 , contenant 0,25 mg/mL solution de RNAse pendant 1 h à 50 ° C ou une nuit à 37 ° C en bain de bloc ou de chaleur.</li>
	<li>Ajouter 50 µL de solution de protéinase K (20 mg/mL resuspendues dans 10 mM Tris pH 7.5, 2 mM CaCl2, 50 % en poids de glycérol de volume) et incuber pendant 1 heure à 50 ° C.</li>
	<li>Tournez en bas des cellules (14 000 x g, 4 ° C), remettre en suspension des cellules dans 1 mL de citrate de sodium 50 mM, pH 7,2, tournez en bas (14 000 x g, 4 ° C), aspirer le surnageant avec vide, remettre en suspension dans 1 mL 1 µM vert acide nucléique souche resuspendue dans 50 mM du citrate de sodium , pH 7,2 et incuber dans l’obscurité pendant 1 h à température ambiante, laisser agir 2 x pour 2 s chaque (puissance de sortie 2 watts).</li>
</ol>2. cellule Tri
<ol><li>À l’aide d’un trieur de cellules, trier les cellules en fonction de la teneur en ADN en phases G1, S, « G2 précoce » et « fin G2 », recueillant au moins 1,6 millions de cellules haploïdes de chaque phase du cycle cellulaire comme dans la Figure 1 (voir point de Discussion (3)).</li>
	<li>Cellules de transfert pour microtubes et faire tourner les cellules pendant 20 min à 14 000 x g à 4 ° C dans des microtubes et aspirer le surnageant avec aspirateur (le culot peut être conservé congelés à-20 ° C indéfiniment ; voir point 4).</li>
</ol>3. ADN Extraction et la préparation de séquencer des bibliothèques
Remarque : Les étapes suivantes sont basées sur « Protocole I » dans l’extraction de l’ADN génomique de levure Kit (voir Table des matières).
<ol><li>Ajouter 120 µL de Digestion « tampon », une mémoire tampon brevetée qui permet l’enzyme lytique de la levure digérer les parois cellulaires et 5 µL d’enzyme lytique de la levure, remettre en suspension au vortex et incuber à 37 ° C pendant 40 à 60 min.</li>
	<li>Ajouter 120 µL de « Tampon de lyse, « un propriétaire tampon qui contient un détergent et vortex dur pour 10-20 s.</li>
	<li>Ajouter 250 chloroforme µL - bien mélanger pendant 1 min.</li>
	<li>Tournant à vitesse maximale pendant 2 minutes.</li>
	<li>Charger le surnageant sur la colonne de liaison ADN et centrifuger à vitesse maximale pendant 1 minute.</li>
	<li>Ajouter 300 µL d’ADN de lavage « tampon », une mémoire tampon de propriété industrielle qui contient de l’éthanol et centrifuger pendant 1 min à vitesse maximale. Jeter le débit à travers, ajouter 300 µL de tampon de lavage ADN et répétez le processus de lavage.</li>
	<li>Transférer la colonne dans un tube à centrifuger frais, ajouter 60 µL d’eau (pas TE) - attendre 1-3 min et puis centrifuger pendant 10 s pour éluer l’ADN.</li>
	<li>Mesurer la concentration en ajoutant 5 µL d’ADN à 195 µL de réactif de haute sensibilité ADN double brin qui a été dilué 1 : 200 dans un tampon haute sensibilité ADN double brin, puis mesure de fluorescence dans un fluorimètre, à l’aide de 10 µL de normes fournis pour l’étalonnage ; attendre entre 10 et 50 ng de la récolte totale de l’ADN.</li>
	<li>Soniquer (PIC Incident puissance 450, facteur d’utilisation 30 %, de Cycles par la Burst 200, temps de traitement 60 s, 6 niveau d’eau) pour briser l’ADN en fragments bp 250-350.</li>
	<li>Préparer une bibliothèque à l’aide de la trousse de préparation des échantillons ADN et il (lectures de single-end au moins 10 millions de 50 PB) séquence sur l’instrument de séquençage de l’ADN en mode rapide (voir la note de synthèse (5)).</li>
</ol>4. analyse du séquençage des données et génération de réplication profils
<ol><li>Aligner les séquences à Saccharomyces cerevisiae sacCer3 génome à l’aide de Gsnap12 (voir la note de synthèse (6)).</li>
	<li>Déterminer par nucléotide lu profondeurs à l’aide « genomeCoverageBed » logiciel13 des Bedtools.</li>
	<li>Déposez crampons artéfactuelles dans les profondeurs de la lecture, le cas échéant (voir la note de synthèse (7)).</li>
	<li>Lisses lu profondeurs par chromosome utilisant médianes dans un 20KO coulissante en utilisant la fonction « runMean » dans l’affaire R paquet « caTools » (voir la note de synthèse (8)).</li>
	<li>Intrigue lu profondeurs en phase S, G2 précoce et tardive G2 en pourcentage des profondeurs de lire entièrement répliqués (voir la note de synthèse (9)).</li>
</ol>

<ol><li>Fragkos, M., Ganier, O., Coulombe, P., Mechali, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+replication+origin+activation+in+space+and+time%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">DNA replication origin activation in space and time.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 16, 360-374 (2015).</li>
<li>Santocanale, C., Diffley, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Mec1-+and+Rad53-dependent+checkpoint+controls+late-firing+origins+of+DNA+replication%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A Mec1- and Rad53-dependent checkpoint controls late-firing origins of DNA replication.</a> Nature. 395, 615-618 (1998).</li>
<li>Brewer, B. J., Fangman, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+replication+fork+barrier+at+the+3%27+end+of+yeast+ribosomal+RNA+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A replication fork barrier at the 3' end of yeast ribosomal RNA genes.</a> Cell. 55, 637-643 (1988).</li>
<li>Raghuraman, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Replication+dynamics+of+the+yeast+genome%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Replication dynamics of the yeast genome.</a> Science. 294, 115-121 (2001).</li>
<li>Muller, C. A., Nieduszynski, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conservation+of+replication+timing+reveals+global+and+local+regulation+of+replication+origin+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Res%22%5BJournal%5D)">Conservation of replication timing reveals global and local regulation of replication origin activity.</a> Genome Res. 22, 1953-1962 (2012).</li>
<li>Koren, A., Soifer, I., Barkai, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRC1-dependent+scaling+of+the+budding+yeast+DNA+replication+timing+program%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Res%22%5BJournal%5D)">MRC1-dependent scaling of the budding yeast DNA replication timing program.</a> Genome Res. 20, 781-790 (2010).</li>
<li>Lang, G. I., Murray, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutation+rates+across+budding+yeast+chromosome+VI+are+correlated+with+replication+timing%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Biol+Evol%22%5BJournal%5D)">Mutation rates across budding yeast chromosome VI are correlated with replication timing.</a> Genome Biol Evol. 3, 799-811 (2011).</li>
<li>Durkin, S. G., Glover, T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chromosome+fragile+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Chromosome fragile sites.</a> Annu Rev Genet. 41, 169-192 (2007).</li>
<li>Dillon, L. W., Burrow, A. A., Wang, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+instability+at+chromosomal+fragile+sites+in+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Genomics%22%5BJournal%5D)">DNA instability at chromosomal fragile sites in cancer.</a> Curr Genomics. 11, 326-337 (2010).</li>
<li>Widrow, R. J., Hansen, R. S., Kawame, H., Gartler, S. M., Laird, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Very+late+DNA+replication+in+the+human+cell+cycle%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Very late DNA replication in the human cell cycle.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 95, 11246-11250 (1998).</li>
<li>Foss, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SIR2+suppresses+replication+gaps+and+genome+instability+by+balancing+replication+between+repetitive+and+unique+sequences%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">SIR2 suppresses replication gaps and genome instability by balancing replication between repetitive and unique sequences.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 114, 552-557 (2017).</li>
<li>Wu, T. D., Reeder, J., Lawrence, M., Becker, G., Brauer, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GMAP+and+GSNAP+for+Genomic+Sequence+Alignment%3A+Enhancements+to+Speed%2C+Accuracy%2C+and+Functionality%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">GMAP and GSNAP for Genomic Sequence Alignment: Enhancements to Speed, Accuracy, and Functionality.</a> Methods Mol Biol. 1418, 283-334 (2016).</li>
<li>Quinlan, A. R., Hall, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BEDTools%3A+a+flexible+suite+of+utilities+for+comparing+genomic+features%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features.</a> Bioinformatics. 26, 841-842 (2010).</li>
<li>Langmead, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aligning+short+sequencing+reads+with+Bowtie%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">Aligning short sequencing reads with Bowtie.</a> Curr Protoc Bioinformatics. , Chapter 11, Unit 11 17(2010).</li>
<li>Li, H., Durbin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+and+accurate+short+read+alignment+with+Burrows-Wheeler+transform%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">Fast and accurate short read alignment with Burrows-Wheeler transform.</a> Bioinformatics. 25, 1754-1760 (2009).</li>
<li>Kellis, M., Birren, B. W., Lander, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proof+and+evolutionary+analysis+of+ancient+genome+duplication+in+the+yeast+Saccharomyces+cerevisiae%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Proof and evolutionary analysis of ancient genome duplication in the yeast Saccharomyces cerevisiae.</a> Nature. 428, 617-624 (2004).</li>
<li>Goodwin, S., McPherson, J. D., McCombie, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coming+of+age%3A+ten+years+of+next-generation+sequencing+technologies%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Coming of age: ten years of next-generation sequencing technologies.</a> Nat Rev Genet. 17, 333-351 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Bien que cette technique est robuste et relativement simple, une attention particulière devrait être consacrée à ce qui suit :
(1) nous recommandons que les cultures poussent pendant au moins 12 h avant qu’ils atteignent la phase logarithmique, puisque les différences manifestent dans les distributions de cycle cellulaire si les cultures sont récoltés après avoir atteint la densité souhaitée juste 4 h après l’inoculation. Notre hypothèse est qu’une distribution de cycle cellulaire qui a attein...

Réplication du génome des eucaryotes est initiée à de nombreux endroits discrets, appelés origines de réplication, de laquelle la réplication fourchettes procéder dans les deux sens (examinées par Fragkos et al., 20151). Origines varient dans leur calendrier et l’efficacité de la mise à feu, et plusieurs techniques ont été développées pour surveiller l’activité d’origine de réplication et d’élucider les causes de cette variation. L’activité d’origine individuelle peut être déduite des niveaux de simple brin ADN2, qui se forme autour des origines actives, ou en utilisant l’électrophorèse sur gel 2D pour surveiller la réplication spécifiques intermédiaires3, qui peuvent être détectés avec sondes radioactives. Ces deux techniques sont plus facilement appliquées chez S. cerevisiae que dans les cellules de mammifères, parce que les origines sont limitées à des séquences spécifiques connues dans l’ancien. Avec l’avènement des puces à ADN, il est devenu possible d’évaluer l’origine de tir dans le monde. Tout d’abord, cela a été fait par marquage ADN avec des isotopes lourds, libérant des cellules d’un bloc G1 dans isotopes légers contenant moyens et ensuite suivi la formation de lourd-léger hybride ADN dans le génome de4. L’introduction du séquençage à haut débit a permis semblable pangénomique suivi d’activité d’origine sans l’obligation de marquage isotopique coûteux. Les cellules ont été triés dans un cytomètre en flux selon la teneur en ADN et leur ADN soumis au séquençage en profondeur. Parce que la couverture de la séquence procède de 1 x à 2 x au cours de la phase S, synchronisation de réplication relative peut être évaluée en comparant les profondeurs lire des cellules en phase S à celles de G1 ou G2,5,6. Ces techniques, en particulier appliqués à la levure, a conduit à une meilleure compréhension de comment les séquence d’ADN, structure de la chromatine et protéines de réplication de l’ADN réglementent l’efficacité et le calendrier d’origine.
La transmission fidèle de l’information génétique au cours de la prolifération cellulaire ne nécessite pas seulement réussie initiation de la réplication de l’ADN, qui se déroule aux origines, mais aussi la réussite de la réplication, ce qui se produit où se rencontrent les fourches de réplication. Comme l’initiation de la réplication, le calendrier d’achèvement de la réplication varie au sein du génome avec certaines régions restantes non répliquées, même tard dans le cycle cellulaire. Ces régions peuvent être particulièrement éloignées des origines de réplication active ou peuvent contenir des séquences ou des structures de la chromatine qui entravent les ADN polymérases. Réplication tardif des régions peut se manifester comme des sites fragiles, qui sont associés à des cassures chromosomiques et des taux de mutation plus élevés et ont été impliqués dans le cancer et le vieillissement7,8,9. Toutefois, malgré l’importance du bon achèvement de la réplication de l’ADN dans le maintien de la stabilité du génome, de comprendre où et comment cela se déroule traîne loin derrière celle de l’initiation de la réplication. Et tandis que des gènes individuels dont la réplication tardive a été associée à la maladie ont été étudiées avec, par exemple, qPCR10, études mondiales visant à élucider les emplacements et les causes de retard font défaut, la réplication sous-jacentes. Ici, nous décrivons une technique nous parler pour comme « G2 seq » dans lequel nous combinons la cytométrie en flux avec le séquençage à haut débit pour faire la lumière sur l’achèvement de la réplication du génome dans11de levure. Avec des modifications mineures, ce protocole peut être adapté à toutes les cellules qui peuvent être à débit-triés selon la teneur en ADN.

<table><tbody><tr><td>YeaStar Kit d’ADN génomique</td><td>Genesee Scientific</td><td>11-323</td><td></td></tr><tr><td>1 & micro ; M SYTOX Green</td><td>ThermoFisher</td><td>57020</td><td>remettre en suspension dans 50 mM de citrate de sodium, pH 7,2</td></tr><tr><td>50 mM de citrate de sodium, pH 7,2</td><td></td><td></td><td></td></tr> Solution de <tr><td>RNase (0,25 mg / mL)</td><td>Sigma</td><td>R6513</td><td>0,25 mg / mL de RNaseA remise en suspension dans 50 mM de citrate de sodium, pH 7,2, faire bouillir la solution de RNase pendant 10 minutes avant la première utilisation uniquement, et à partir de là conserver à -20&deg ;</td></tr><tr><td>solution de protéinase K (20 mg / mL)</td><td>ThermoFisher / Invitrogen</td><td>25530-015</td><td>remise en suspension dans 10 mM Tris, pH 7,5, 2 mM CaCl2, 50 % glycérol, conserver à -20&deg ; C</td></tr><tr><td>Modèle 50 Démantailleurs sonique</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB50A220</td><td></td></tr><tr><td>BD Biosciences FACSAria II</td><td>BD Biosciences</td><td>644832</td><td></td></tr><tr><td>Colonnes Zymo-spin III</td><td>Zymo Research</td><td>C1005</td><td></td></tr><tr><td>Qubit dsDNA HS Assay Kit</td><td>ThermoFisher</td><td>Q32851</td><td></td></tr><tr><td>Fluorimètre Qubit 3.0</td><td>ThermoFisher</td><td>Q33216</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasoniseur focalisé Covaris modèle LE220</td><td>Covaris</td><td>500219</td><td></td></tr><tr><td>Illumina TruSeq DNA LT Kit de préparation d’échantillons</td><td>Illumina</td><td>15026486</td><td></td></tr><tr><td>Illumina HiSeq 2500</td><td>instrument Illumina</td><td>SY&ndash ; 401&ndash ; 2501</td><td></td></tr><tr><td>logiciel d’alignement gsnap</td><td>logiciel open source / Genentech</td><td></td><td>http://research-pub.gene.com/gmap</td></tr></tbody></table>

g2-seq : une haut débit basée sur le séquençage technique d’identification tard reproduisant des régions du génome

G2-seq: A High Throughput Sequencing-based Technique for Identifying Late Replicating Regions of the Genome

Nombreuses techniques ont été développées pour suivre la progression de la réplication de l’ADN par l’intermédiaire de la phase S du cycle cellulaire. La plupart de ces techniques ont été dirigée vers l’élucidation de l’emplacement et le calendrier d’ouverture de la duplication du génome, et non son achèvement. Toutefois, il est essentiel que nous comprenons des régions du génome qui sont les dernières à terminer la réplication, car ces régions souffrent de taux élevés de cassures chromosomiques et de mutation, et ils ont été associés à la maladie et le vieillissement. Ici, nous décrivons comment nous avons étendu une technique qui a été utilisée pour surveiller l’initiation de la réplication pour plutôt identifier ces régions du génome modifié de réplication complet. Cette approche repose sur une combinaison de cytométrie en flux et séquençage à haut débit. Bien que ce rapport se concentre sur l’application de cette technique à la levure, l’approche peut être utilisée avec toutes les cellules qui peuvent être triés dans un cytomètre en flux selon la teneur en ADN.

Nous avons utilisé la procédure décrite ci-dessus pour recenser les sites de réplication tardif dans la levure de bière. Cette approche à l’aide d’une région de réplication fin connue sur un chromosome artificiel des tests prouvé la technique précis et fiable. Nos résultats ont également démontré l’importance biologique de l’achèvement dans les délais de réplication en montrant qu’une région de réplication tardive sur le chromosome 7, que nous avons identifié comme fin de réplication sur ...

Nous décrivons une technique permettant de combiner la cytométrie en flux et le séquençage à haut débit pour identifier des régions fin de réplication du génome.

G2-seq : Une haut débit basée sur le séquençage Technique d’identification tard reproduisant des régions du génome

Numerous techniques have been developed to follow the progress of DNA replication through the S phase of the cell cycle. Most of these techniques have ...

L'objectif général de cette procédure de séquençage profond de l'ADN provenant de cellules triées en flux selon la phase du cycle cellulaire est d'identifier les régions du génome qui se répliquent très tardivement au cours du cycle cellulaire. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la réplication de l'ADN, telles que les régions du génome ayant des difficultés à terminer la réplication de l'ADN et qui sont donc particulièrement vulnérables aux réarrangements génomiques. Le principal avantage de cette technique est que, bien qu'elle soit très simple du point de vue expérimental, elle offre une vision étonnamment détaillée des dynamiques de réplication génomique.Pour commencer, ensemencez des tubes à essai de 15 millilitres contenant huit millilitres de YEPD avec les cellules de levure d'intérêt. Un milieu synthétique ou riche est acceptable. Incubez les cellules toute la nuit pendant au moins 12 heures afin de les récolter durant leur phase de croissance exponentielle réelle.Le jour suivant, lorsque les cultures atteignent une densité de cinq à 15 millions de cellules par millilitre, centrifuger les cellules et les resuspendre dans 1,5 millilitre d'éthanol à 70 %. Transférer ensuite la suspension dans un tube microcentrifuge de 1,6 millilitre et laisser les cellules s'incuber pendant une heure à température ambiante ou pendant au moins trois heures sur de la glace. Après l'ensemencement, centrifuger les cellules et les resuspendre dans un millilitre de citrate de sodium.Enfin, soniquer brièvement les cellules deux fois. Répéter ensuite le cycle de centrifugation et resuspendre la levure dans un millilitre de citrate de sodium contenant de l'ARNase. Laisser l'ARNase réagir avec la levure à 50 degrés Celsius pendant une heure ou toute la nuit à 37 degrés Celsius dans un bloc chauffant ou un bain-marie.Après le traitement par la RNase, ajouter 50 microlitres de solution de protéinase K au mélange et poursuivre la réaction pendant une heure à 50 degrés Celsius. Ensuite, centrifuger les cellules et resuspendre les cellules dans un millilitre de citrate de sodium. Puis centrifuger les cellules et aspirer le surnageant à l’aide d’un vide.Ensuite, en lumière tamisée, resuspendre les cellules dans un millilitre de citrate de sodium avec un colorant vert pour les acides nucléiques. Incuber ensuite la levure à l’obscurité pendant une heure à température ambiante. Pour continuer, compter les cellules à l’aide d’un trieur cellulaire en utilisant des données d’émission à 530 nanomètres.Les trier en fonction de leur contenu en ADN selon les phases du cycle cellulaire : G1, S, début de G2 et fin de G2. Récupérer au moins 1,6 million de cellules haploïdes de chaque phase. Immédiatement après le tri, centrifuger les cellules pendant 20 minutes. Aspirer le surnageant et congeler le culot à -20 °C pour stockage.Nous avons constaté que l'étape la plus critique de cette procédure consiste simplement à centrifuger rapidement les cellules après leur collecte, au plus une heure après le tri. Cette extraction est basée sur un kit d'extraction d'ADN génomique de levure. Commencez par ajouter 120 microlitres de tampon de digestion et cinq microlitres d'enzyme lytique de levure.Ensuite, homogénéisez les cellules dans le mélange réactionnel à l’aide d’un vortex et incubez le mélange à 37 degrés Celsius pendant 40 à 60 minutes. Ajoutez ensuite 120 microlitres de tampon de lyse et vortexez le mélange à grande vitesse pendant 10 à 20 secondes. Puis ajoutez 250 microlitres de chloroforme et mélangez soigneusement le contenu du tube pendant une minute.Ensuite, centrifuger le tube à vitesse maximale pendant deux minutes. Puis transférer le surnageant sur la colonne de liaison de l'ADN. Faire passer le surnageant à travers la colonne par une centrifugation d'une minute à vitesse maximale.Pour laver l'ADN sur la membrane de la colonne, transférez la colonne dans un nouveau tube de collecte et ajoutez 300 microlitres de tampon de lavage de l'ADN. Ensuite, répétez la centrifugation à vitesse maximale pendant une minute. Répétez cette étape de lavage une fois supplémentaire.Pour recueillir l'ADN, transférez la colonne de centrifugation dans un tube propre. Ajoutez 60 microlitres d'eau et laissez reposer une à trois minutes. Puis, centrifugez la colonne à vitesse maximale pendant 10 secondes afin d'isoler l'eau contenant l'ADN élué.Ajoutez maintenant entre cinq et 195 microlitres de tampon à haute sensibilité pour ADN bicaténaire contenant le réactif à une concentration de un sur 200. Ensuite, mesurez la fluorescence de l'échantillon pour calculer le rendement. Prévoyez d'obtenir entre 10 et 50 nanogrammes d'ADN.Utilisez maintenant la sonication pour fragmenter l'ADN en morceaux de 250 à 350 paires de bases. Ensuite, utilisez un kit standard pour préparer une bibliothèque d'ADN et séquencer avec au moins 10 millions de lectures simples de 50 paires de bases. La procédure décrite a été utilisée pour identifier les sites de réplication tardive chez la levure en bourgeonnement.Des cellules normales ont été comparées à celles dépourvues de Sir2, une protéine désacétylase. Les données brutes contenaient de grands pics, principalement dus à la présence d'éléments TY. Ces pics ont été éliminés en plafonnant les profondeurs de lecture à 2,5 fois la profondeur médiane de lecture rouge pour chaque échantillon.Les données débarrassées des pics ont ensuite été lissées à l'aide d'une fenêtre glissante de 20 kb. Enfin, les données ont été normalisées et représentées sous forme de rapports par rapport aux niveaux en phase G1. Une cellule complètement non répliquée apparaîtrait à 0,5, tandis qu'une cellule complètement répliquée apparaîtrait à 1. Dans ces données provenant du chromosome sept, on observait une région connue de réplication tardive chez le mutant Sir2.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'identifier les régions du génome qui sont les dernières à terminer la réplication de l'ADN et qui sont par conséquent particulièrement vulnérables aux cassures d'ADN et à d'autres problèmes associés à une réplication tardive.

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Nous décrivons un protocole permettant d’amplifier les sites d’intégration rétrovirale à partir de l’ADN génomique des cellules infectées, de séquencer les jonctions virus-hôte amplifiées, puis de cartographier ces séquences sur un génome de référence. Nous décrivons également des techniques pour quantifier la distribution des sites d’intégration par rapport à diverses annotations génomiques à l’aide de BEDTools.

Amplification, Séquençage de nouvelle génération, et l&#39;ADN génomique Cartographie des rétrovirales Sites d&#39;intégration

Nous décrivons ici une approche relativement rapide et simple pour cartographier le moment de la réplication des mammifères à l’échelle du génome, de l’isolement cellulaire à l’analyse de base des résultats de séquençage. Une carte génomique d’un programme de réplication représentatif sera fournie conformément au protocole.

Détermination de l&#39;échelle du génome de Timing de réplication mammalienne par l&#39;ADN Mesure Contenu

Ce manuscrit décrit la procédure expérimentale et l'analyse de logiciel pour un test de site d'intégration bidirectionnelle qui peut analyser simultanément l'ADN de jonction vecteur-hôte en amont et en aval. Les produits de PCR bidirectionnels peuvent être utilisés pour toute plate-forme de séquençage en aval. Les données résultantes sont utiles pour une comparaison quantitative à haut débit des cibles intégrées d'ADN.

Site d&#39;intégration bidirectionnel Retroviral Méthodologie PCR et analyse de données quantitatives Workflow

Gel-seq permet aux chercheurs de préparer simultanément les bibliothèques pour les deux ADN - et RNA-seq au surcoût négligeable à partir de 100-1000 cellules à l’aide d’un dispositif simple hydrogel. Cet article présente une approche détaillée pour la fabrication de l’appareil ainsi que le protocole biologiques pour générer des bibliothèques appariés.

Gel-seq : PROCEDE de Preparation de bibliothèque simultanée de séquençage de l’ADN et l’ARN à l’aide de Matrices d’Hydrogel

L’identification des interactions physiques entre les gènes et les éléments de régulation est difficile, mais a été facilitée par les méthodes de capture de conformation du chromosome. Cette modification du protocole 4C-seq atténue la partialité de la PCR en réduisant au minimum l’amplification excessive des modèles PCR et maximise la mappability se lit en y incorporant une étape digest d’enzyme de restriction addition.

High-throughput Identification des séquences régulatrices du gène à l’aide de prochaine génération séquençage du Chromosome circulaire Conformation Capture (4C-seq)

Ici, nous présentons un protocole pour enrichir les sites endogènes de liaison d'ARN ou « empreintes » des complexes d'ARN:protéines (RNP) des cellules mammifères. Cette approche implique deux immunoprécipitations des sous-unités de RNP et est donc surnommée immunoprécipitation d'ARN en tandem (RIPiT).

Identification des empreintes de pas de l'ARN: Complexes protéiques par l'intermédiaire de l'immunoprécipitation d'ARN dans Tandem suivi du séquençage (RIPiT-Seq)

Ici, nous décrivons la procédure d’analyse de la progression de la réplication à travers des répétitions pathogènes et sujettes à la structure à l’aide de l’électrophorèse sur gel bidimensionnelle.

Analyse électrophorétique de la réplication à travers des répétitions d’ADN à structure variable dans l’épisome humain basé sur SV40

Une méthode à haut débit automatisée, la production de tabac en protoplastes et la transformation est décrite. Le système robotisé permet l'expression du gène massivement parallèle et de découverte dans le système modèle BY-2 qui devrait être traduisible aux cultures non-modèle.

Une plate-forme robotique pour haut débit protoplastes Isolement et Transformation

Découvrez la technique G2-seq pour identifier les régions tardives de réplication génomique par cytométrie en flux et séquençage à haut débit. Cette méthode simple révèle les vulnérabilités de la réplication de l'ADN.

G2-seq : Une haut débit basée sur le séquençage Technique d’identification tard reproduisant des régions du génome

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