Name: TEP et IRM guidé l’Irradiation d’un modèle de Rat de glioblastome en utilisant un Micro-irradiateur (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 48 s
Description: Découvrez l'irradiation conforme guidée par TEP et IRM pour le traitement du glioblastome chez le rat. Cette méthode permet de cibler précisément les zones tumorales les plus actives et améliore les résultats thérapeutiques.

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Les auteurs aimeraient remercier Stichting Luka Hemelaere et Soroptimist International pour soutenir ce travail.

L’étude a été approuvée par le Comité d’éthique pour l’expérimentation animale (DPE 09/23 et DCE 12/28). Tous les détails commerciaux se trouvent dans la Table des matières.
1. F98 GB Rat modèle cellulaire
<ol>
	<li>Les cellules F98 GB, a obtenu de l’ATCC, en monocouches utilisant de Dulbecco milieu Eagle modifié, sérum de veau 10 %, 1 % la pénicilline, streptomycine 1 %, 1 % L-glutamine et 0,1 % amphotéricine b, de la culture et le placer dans un incubateur à CO2 (5 % de CO2 et 37 ° C).</li>
	<li>Ensemencer les cellules de gliome dans le cerveau des rats Fischer F344 femelles (poids de 170 g).<ol>
		<li>Utiliser des instruments stériles et porter des gants stériles en tout temps.</li>
		<li>Anesthésier les rats en injectant un mélange de kétamine 74 mg/kg et de 11 mg/kg intrapertioneally de xylazine (IP) avec une seringue à insuline (1 mL, 29 G). Confirmer l’anesthetization en l’absence de réponse pour le réflexe de retrait du membre. Immobiliser les rats dans un appareil stéréotaxique à l’aide de points de fixation pour nez et oreilles. Place un œil carbomer gel pour prévenir le dessèchement des yeux sous anesthésie.</li>
		<li>Râper le rat de la hauteur des yeux à l’arrière du crâne et désinfecter la peau avec la povidone iodée.</li>
		<li>Exposer le crâne à travers une incision médiane de cuir chevelu de 2 cm et faire un trou de 1 mm (diamantées) 2 mm postérieur et 2,5 mm latéral pour le bregma dans l’hémisphère frontal droit.</li>
		<li>Insérer une aiguille stereotactically guidée de l’insuline (29 G) et injecter 5 µL de la suspension cellulaire (20 000 cellules de F98 GB) 3 mm de profondeur à l’aide d’un contrôleur de pompe microseringue (paramètres : injecter (I50), débit 1 nL/s (001 SDN)).</li>
		<li>Retirer la seringue lentement et refermer l’incision avec de la cire de l’OS. Suture de la peau et désinfecter avec povidone-iode.</li>
		<li>Stabiliser la température du corps de l’animale après la chirurgie en utilisant une lampe rouge. Surveiller l’éveil du rat jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Ne pas retourner l’animal à la compagnie des autres animaux jusqu'à ce que complètement guéri. Garder tous les animaux dans des conditions contrôlées pour l’environnement (cycles normaux de lumière/obscurité 12 h, 20-24 ° C et humidité relative de 40 à 70 %) avec de l’eau et nourriture ad libitum. Assurez-vous de suivre de près les animaux en surveillant leur poids corporel, alimentation, prise d’eau et leur activité et un comportement normal. Utilisez une dose létale de pentobarbital sodique pour euthanasier les animaux (160 mg/kg), si on observe une diminution du poids corporel de 20 % ou lorsque le comportement normal détériore gravement (p. ex., manque de toilettage).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. confirmation de la croissance tumorale
NOTE : Évaluer la tumeur croissance 8 jours après l’inoculation à l’aide de l’IRM pondérées en T2, MRI de renforcement du contraste dynamique (DCE-MRI) et renforcement du contraste de MRI pondérées en T1. Lorsque la tumeur atteint une taille de 2,5 x 2,5 x 2,5 mm3, sélectionnez le rat pour la thérapie.
<ol>
	<li>Tout d’abord, connectez une aiguille de 30 G à un tube de 60 cm de longueur, qui est placé par voie intraveineuse dans la veine caudale latéral. Anesthésier les rats à travers un cône de nez à l’isoflurane 2 % mélangé avec de l’oxygène (0,3 L/min). Confirmer anesthetization lorsque les rats ne répondent pas au réflexe retrait du membre. Couvrir les rats avec une couverture chauffée et placez-les dans le lit de MRI. Utiliser un gel ophtalmique de carbomer pour prévenir le dessèchement.</li>
	<li>Placer le lit dans le support avec une bobine de surface de cerveau rat fixe et le lit dans une bobine émettrice de 72 mm rat tout le corps.</li>
	<li>Effectue une recherche d’alignement de piste suivie d’une analyse d’écho de spin pondérées en T2 pour évaluer la croissance tumorale. Détails de séquence T2-MRI : TR/TE 3661/37,1 ms 109 µm de résolution dans le plan isotrope, tranche épaisseur 600 µm, 4 moyennes, TA 9 min 45 s.</li>
	<li>Si la tumeur est confirmée sur l’acquisition de pondérées en T2, injecter un agent de contraste contenant du gadolinium dans la tubulure intraveineuse placée (agent de contraste MRI ; 0,4 mL/kg) 30 s après le début de l’acquisition de DCE-MRI. Acquérir DCE-MRI pendant 12 min à l’aide d’un fast-bas angle tourné la séquence (FLASH) en une seule tranche (tranche 1 mm d’épaisseur). Utilisez une résolution spatiale dans le plan (312 µm2) et une résolution temporelle de 1,34 s.</li>
	<li>À l’aide de l’outil d’analyse de séquence image, sélectionnez une région d’intérêt (ROI) dans la région de tumeur présumée pour tracer l’intensité du signal au fil du temps. Par la suite, analyser la forme de la courbe résultante de DCE pour confirmer la présence de glioblastome (Figure 3).</li>
	<li>Enfin, acquérir une séquence contraste accentué pondérées en T1 écho de spin. Détails de séquence T1-MRI : TR/TE 1539/9,7 ms, 117 µm de résolution dans le plan isotrope, tranche épaisseur 600 µm 3 moyennes, TA 4 min 15 s. typique contraste accentué M. pondérées en T1 images sont affichées à la Figure 2.</li>
	<li>Après avoir finalisé les séquences pondérées en T1, l’animal peut réveiller sous surveillance continue, jusqu'à ce qu’il regagne la pleine conscience.</li>
</ol>
3. l’imagerie multimodalité pour la sélection du Volume cible
Remarque : Pour pouvoir effectuer le guidage MRI 3D irradiation conformationnelle du rat F98 GB modèle avec volume sous guidage PET stimuler, 3 imagerie besoin de modalités à accomplir. Tout d’abord, injecter le radiotraceur, puis effectuer le MRI au cours de l’incorporation du traceur, effectuer ultérieurement une acquisition statique de PET et un traitement planification CT.
<ol>
	<li>Anesthésier les animaux à l’aide d’un cône de nez à l’isoflurane 2 % mélangé avec de l’oxygène (0,3 L/min). Confirmer anesthetization lorsque les rats ne répondent pas au réflexe retrait du membre. Utilisez un gel de carbomère ophtalmique pour prévenir le dessèchement tandis que sous anesthésie.</li>
	<li>Insérer un cathéter (26 G) dans la veine caudale, ce qui permet l’injection du traceur radioactif de 37 MBq de PET dissoute dans une solution saline de 200 µL. Injecter soit 18F-FET ou 18F-FAZA, 30 min ou 2 h avant l’acquisition de PET, respectivement.</li>
	<li>Injecter par voie intraveineuse agent de contraste de MRI (0,4 mL/kg) dans la veine caudale utilisation du cathéter 15 min avant l’acquisition de l’animal.</li>
	<li>Placer les rats sur un interne fait le lit de la multimodalité et les fixer avec des attaches auto-agrippante, maintenir une position fixe au cours de l’imagerie et micro-irradiation (Figure 1).</li>
	<li>Difficulté trois marqueurs de multimodalité (capillaires remplis d’eau), dessous, au-dessus et sur le côté droit du crâne. Placer le rat, toujours fixé sur le lit de la multimodalité, du scanner MRI in animaux, difficulté de la bobine surface de cerveau de rat et ce set-up dans une bobine de dans tout l’organisme émetteur de rat de 72 mm. Effectue une recherche d’alignement de piste suivie d’une séquence de contraste accentué pondérées en T1 écho de spin.</li>
	<li>Le transport de l’animal pour effectuer une 18F-FET ou 18acquisition de F-FAZA PET. Acquérir une TEP statique de 30 min en mode liste. Scan devrait être acquise soit 30 min après l’injection de 18F-FET ou 2 h après l’injection de 18F-FAZA.</li></ol>Reconstruire tous les tomographies TEP dans une matrice de 200 × 200 × 64 en un algorithme Maximum vraisemblance Expectation Maximization (MLEM) 2D à l’aide de 60 itérations et une taille de voxel de 0,5 × 0,5 × 1,157 mm.
	<li>Placez l’animal, toujours fixé sur le lit de la multimodalité, sur un support en plastique fixé sur le tableau de positionnement robotique quatre axes de l’irradiateur-micro. Effectuer un balayage de CT de planification de traitement haute résolution en utilisant un filtre en aluminium de 1 mm et un détecteur à écran plat 20 x 20 cm (1 024 x 1 024 pixels) amorphe Si. Reconstruire les images de CT avec une taille de voxel isotropes de 0,2 mm. fixer la tension du tube et tube actuel à 70 kV et 0,4 mA, respectivement. Acquisition d’un total de 360 projections sur 360 °.</li>

4. planification du traitement RT
<ol>
	<li>Utiliser le traitement préclinique planification système (PCTPS) pour la planification du traitement. Importer la planification CT dans la PCTPS et manuellement des segments de cette image de CT en trois classes de différents tissus : OS, tissus mous et l’air. Cette segmentation manuelle repose sur la définition des trois différents seuils de gris-valeur sur le CT de planification. Ces seuils de gris-valeur sélectionnées manuellement doivent être choisies telles que l’air dans le cerveau est absent et que l’épaisseur osseuse du crâne n’est pas nulle. Une fois ces seuils sont définis, la densité matérielle est attribuée par la PCTPS des os, des tissus mous et l’air (Figure 4).</li>
	<li>Si seulement les conseils de MRI sont nécessaires, charger l’IRM et co s’inscrire avec le CT de planification à l’aide de la PCTPS.<ol>
		<li>Utilisez des transformations de corps rigide (trois translations et trois rotations), les marqueurs de la multimodalité et le crâne. En superposant l’intensité du signal accrue du crâne sur CT avec signal noir sur l’IRM, une fusion précise peut être obtenue (Figure 5).</li>
		<li>Sélectionnez la cible pour l’irradiation dans le centre de la tumeur amélioration de contraste à l’IRM pondérées en T1, voir Figure 6 et Figure 7.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Lorsque des informations supplémentaires de PET doivent être incluses, comprennent un enregistrement co CT/MRI/PET en utilisant le logiciel de quantification d’images biomédicales (BIQS).<ol>
		<li>Utilisez l’outil de contournage dans le BIQS pour atteindre la fusion d’image TEP/IRM (Figure 8). Après co-enregistrement, sélectionnez la cible dans le centre de l’absorption accrue de traceur de PET dans la BIQS (Figure 9) et entrer les coordonnées manuellement dans le PCTPS en utilisant les transformations suivantes : X → -X et Y → Z → Z -Y.</li>
		<li>Sélectionnez la dose prescrite, le nombre d’arcs, position de l’arc, plage de rotation des arcs et la taille de collimateur (Figure 10).</li>
		<li>Pour guidage de MRI RT, utilisez les paramètres suivants : une dose prescrite de 20 Gy, 3 arcs positionnés au canapé angles de-45 °, 0 ° et 45 ° avec des rotations d’arc de 120 ° et une taille de collimateur de 5 x 5 mm.</li>
		<li>Pour PET-MRI-guidé RT, utilisez les paramètres suivants : une dose prescrite de 20 Gy à l’aide des 3 arcs et un collimateur de 5 x 5 mm et extra 5 Gy pour Sub volume Booster à l’aide de 3 arcs non coplanaires et un collimateur de 1 x 1 mm. Sélectionnez une rotation de 120 ° pour tous les arcs tout en changeant la position du divan (-45 °, 0 ° et 45 °).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Calculer la répartition de la dose au sein de l’animal et les paramètres de réalisation de faisceau pour livrer la dose prescrite à la cible à l’aide de la PCTPS. Avant irradiation réelle, tester les rotations de l’arc aux positions canapé différentes afin d’éviter toute collision lors de l’irradiation.</li>
	<li>Pour l’irradiation réelle, sélectionnez un filtre de 0,15 mm cuivre, régler la tension des rayons x à 220 kV, définir la radiographie courant pour 13 mA et la position du collimateur de droite sur le portique. Exécuter la RT en transférant les paramètres de livraison approprié de faisceau de le PCTPS à l’irradiateur-micro.</li>
	<li>Au cours de ces procédures, le rat est maintenu sous anesthésie isoflurane continue (2 % isoflurane, mélangé avec de l’oxygène 0,3 L/min). Après l’exécution de l’arc en dernier, l’animal peut réveiller sous surveillance continue, jusqu'à ce qu’il regagne la pleine conscience.</li>
</ol>
5. dose Volume histogrammes (DVHs)
Remarque : Pour comparer la dose réelle envoyée pour les volumes cibles de tumeur et le tissu cérébral normal environnant, calculer DVHs.
<ol>
	<li>Dessiner un volume d’intérêt (VOI) autour de la tumeur et le cerveau normal sur les pondérées en T1 contraste accentué M. images pour calculer la dose moyenne, maximale et minimale (Figure 11).</li>
	<li>Comme un substitut pour la maximale, moyenne et la dose minimale pour le volume de la tumeur et le volume de tissu cérébral normal, calculer la D2, D50et D90. D représente la dose reçue par x % du volume, précédé de l’indice et peut être dérivé du DVH qui en résulte.</li>
</ol>
6. TMZ et chimiothérapie Sham
<ol>
	<li>Pour simuler le traitement du glioblastome chez les patients, administrer une chimiothérapie concomitante à l’aide d’injections d’IP de 29 mg/kg, que TMZ dissous dans une solution saline avec 25 % de diméthylsulfoxyde (DMSO) une fois par jour pendant 5 jours à partir du jour de l’irradiation24, 25. utilisation 1 mL, seringue à insuline à administrer l’injection 29 G.</li>
	<li>Pour le groupe témoin, administrer l’injection de l’étape 6.1 sans TMZ.</li>
</ol>

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<li>Robinson, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+alternative+temozolomide+schedules+on+glioblastoma+O%286%29-methylguanine-DNA+methyltransferase+activity+and+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Effect of alternative temozolomide schedules on glioblastoma O(6)-methylguanine-DNA methyltransferase activity and survival.</a> Br J Cancer. 103, 498-504 (2010).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêt à divulguer

Pour parvenir à une irradiation exacte de la cible glioblastome de tumeur dans le cerveau de rat, bord conseils de CT de l’irradiateur-micro n’était pas suffisante. Les tumeurs cérébrales sont à peine visibles à cause du contraste des tissus mous insuffisante, même si l’amélioration du contraste serait utilisée. Par conséquent, MRI doit être inclus pour permettre l’irradiation plus précise. À l’aide d’une acquisition de Monsieur séquentielle sur un système de T 7 et une acquisition de CT sur la micro-irradiateur, que nou...

Gliome est la plus courante et la plus agressive des tumeurs malignes du cerveau chez l’adulte avec une survie médiane de 1 an malgré les modalités actuelles de traitement. La norme de diligence comprend maximale résection chirurgicale suivie de combiné radiothérapie externe (RT) et témozolomide (TMZ), suivie d’entretien TMZ1,2,3. Depuis l’introduction du TMZ maintenant plus de 15 ans, aucune améliorations significatives n’ont été apportées dans le traitement de ces tumeurs. Par conséquent, la mise en œuvre de nouvelles stratégies thérapeutiques est urgent mais doit être tout d’abord étudié dans des modèles de thérapie de cancer animal petit (pour la plupart des souris et des rats). Modèles de rongeurs porteurs de tumeur permet d’étudier l’efficacité des protocoles de radiations nouvelles et complexes, éventuellement combiné avec d’autres agents de traitement (nouveau), pour évaluer la réaction de rayonnement ou d’enquêter sur les agents de radio-protection. Un avantage majeur de recherche préclinique de rayonnement est la capacité de travailler dans des conditions expérimentales contrôlées à l’aide de grandes cohortes résultant avec un rendement de données accéléré en raison de l’espérance de vie plus courte des rongeurs. Les résultats précliniques doivent ensuite être traduites en un essai clinique d’une manière beaucoup plus rapide et plus efficace que l’actuelle pratique4.
Expériences de petits animaux rayonnement dans les dernières décennies généralement réalisées à l’aide de sources de rayonnement fixe5,6,7, p. ex., 137Cs et 60Co, isotopes, ou linéaires accélérateurs à usage clinique humaine, appliquant un champ de rayonnement unique avec MV rayons x6,8,9,10,11. Toutefois, ces appareils ne parviennent pas à précision submillimétrique, ce qui est nécessaire pour les petits animaux12. En outre, MV radiographies ont caractéristiques inadaptées pour irradier les petites cibles, comme une accumulation de dose à l’interface air-tissu dans la région de l’entrée de la poutre avec une certaine mesure l’ordre de l’animal lui-même taille4,6 ,8,9,10,11. Ce dernier rend assez difficile à administrer une dose uniforme à une tumeur tout en épargnant qui entoure le cerveau normal tissus4,8,9,10,11. Par conséquent, on ignore à quelles études animales actuel de mesure sont encore pertinentes pour moderne RT pratique12. À cet égard, récemment mis au point en trois dimensions (3D) conforme petits animaux micro-irradiateurs sont prometteuses pour combler le fossé technologique entre 3D guidée par l’image RT techniques avancées, telles que la radiothérapie intensité modulée (IMRT) ou des arcs utilisés chez les humains et les actuels petits animaux irradiation4,13. Ces plates-formes font usage d’une source de rayons x kilovoltage (kV) pour obtenir penumbras forte et pour éviter l’accumulation de dose. Ces plateformes incluent un stade commandé par ordinateur pour l’animal, positionnement, un kV source de rayons x pour l’imagerie et de radiothérapie, d’une Assemblée de rotation portique pour permettre la livraison de rayonnement de différents angles et un système de collimation de façonner le faisceau de rayonnement 4. en 2011, un micro-irradiateur a été installé dans le laboratoire d’imagerie préclinique de l’Université de Gand (Figure 1). Ce système est similaire à une radiothérapie humaine moderne pratique et permet une grande variété d’expériences précliniques, tels que la synergie des rayonnements avec d’autres thérapies, les schémas complexes de rayonnement et des études Poussée sous-objectif guidée par l’image.
Planification sur ces micro-irradiateurs du traitement repose sur la CT, ce qui équivaut à la planification des systèmes14,15. Pour l’imagerie CT, un détecteur de rayons x embarqué est utilisé en combinaison avec le même tube à rayons x kV qui est utilisée pendant le traitement. L’imagerie CT est utilisé car il permet un positionnement précis des animaux et fournit les renseignements nécessaires pour les calculs de dose de rayonnement individuels via la segmentation. Toutefois, en raison du faible contraste des tissus mous dans CT d’imagerie, de tumeurs dans le cerveau des petits animaux, comme les gliomes de haut grade, ne peut pas être facilement délimitées. L’incorporation de l’imagerie multimodale est donc nécessaire pour une délimitation du volume cible précis. Par rapport aux CT, MRI fournit largement supérieur contraste des tissus mous. Cela le rend beaucoup plus facile de visualiser les limites de lésion qui seront traduira par une délimitation beaucoup mieux du volume cible, aidant à mieux irradier la lésion et éviter entourant les tissus, comme le montre Figure 24, 16. Un autre avantage est que l’IRM utilise des rayonnements non ionisants, à la différence de CT qui est à l’aide de rayonnements ionisants. Les principaux inconvénients de l’IRM sont les délais d’acquisition relativement longs et des coûts opérationnels élevés. Il est important de noter que l’IRM ne peut servir pour les calculs de dose, car ils ne fournissent pas les informations de densité électronique requis, bien que les progrès dans ce domaine, aussi avec le développement récent de M.-LINACS. À ce titre, un ensemble de données combinée CT/IRM est la méthode de choix pour la planification de l’irradiation des gliomes malins, contenant les informations requises pour le ciblage (IRM basée sur les volumes) et pour les calculs de dose (densité électronique axée sur le CT).
Pour diminuer l’écart entre les petite animale irradiation et clinique au quotidien, MRI a clairement besoin d’être intégré dans le flux de travail de la micro-irradiateur, nécessitant un enregistrement correct entre IRM et CT, ce qui est loin d’être négligeable. Dans cet article, notre protocole pour l’irradiation conformationnelle 3D guidée par MRI de F98 glioblastome chez le rat est discutée, qui a été récemment publié17.
Bien qu’intégrant CT et IRM dans le workflow de l’irradiateur-micro est un pas en avant dans la recherche de petits animaux irradiation, ces techniques d’imagerie anatomiques ne permettent pas toujours une définition complète du volume cible. Des changements pathologiques dans le cerveau sur le CT et IRM sont caractérisés par la teneur accrue en eau (oedème) et la fuite de la barrière hémato - encéphalique ou amélioration du contraste. Toutefois, les-l’amélioration du contraste et des zones hyper intense sur l’IRM pondérées en T2 ne sont pas toujours une mesure précise de l’étendue de la tumeur.Les cellules tumorales ont été détectés bien au-delà des marges d’amélioration du contraste12. En outre, aucune de ces techniques peut identifier les parties plus agressives au sein de la tumeur, qui peut être responsable de la résistance thérapeutique et une récidive tumorale. Par conséquent, des informations complémentaires des techniques d’imagerie moléculaires comme animal peut avoir une valeur ajoutée pour RT cibler définition du volume car ces techniques permettent de visualiser les voies biologiques in vivo12,18, 19.
En 2000, Ling et coll. a introduit le concept du volume cible biologique (BTV) en intégrant l’imagerie anatomique et fonctionnelle dans le workflow de radiothérapie, conduisant à ce qu’ils appelaient la radiothérapie conformationnelle multidimensionnelle20. Cela crée la possibilité d’améliorer le ciblage en livrant une dose non uniforme à une région cible en utilisant par exemple des images de PET de dose. La plus utilisée pour la mise en scène de tumeur traceur PET et pour surveiller le traitement réponse est fluor-18 (18F) étiqueté fluorodésoxyglucose (FDG), qui visualise le métabolisme de glucose21. Cancer de la tête et du cou, les études antérieures ont montré que l’utilisation de 18F-FDG PET a conduit à une meilleure estimation du volume de tumeur réelle, telle que définie par les spécimens pathologiques, comparées avec CT et MRI22. Dans le cerveau primitif, où FDG n’est pas utile en raison du signal de fond très fort du cerveau normal, acides aminés, tels que 11C-méthionine et, plus récemment, 18F-fluoroetthyltyrosine (FET), les tumeurs ont été étudiés pour GTV délimitation avec des différences souvent marquées entre acides aminés TEP et IRM à base GTVs23. Cependant, aucun essai prospectif étudie la signification de cette découverte n’a été réalisée encore. Dans cette étude, nous avons choisi l’acide aminé traceur 18F-FET et l’hypoxie traceur 18F-fluoroazomycin-arabinoside (18F-FAZA). 18 F-FET et 18F-FAZA ont été choisis parce qu’une augmentation de l’absorption d’acides aminés est fortement corrélée avec le taux de prolifération des tumeurs GB, tandis que l’absorption d’une hypoxie PET-traceur est corrélée avec une résistance à de radiothérapie (chimio)18 , 23. sous volume stimuler à l’aide de l’irradiateur-micro a été optimisé en donnant une dose de rayonnement supplémentaire à une partie définie par l’animal de la tumeur F98 GB chez les rats.

<table><tbody><tr><td>GB Modèle RAT</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>F98 Lignée cellulaire de glioblastome</td><td>ATCC</td><td>CRL-2397</td><td></td></tr><tr><td>Fischer F344/Ico crl Rats</td><td>Charles River</td><td>N/A</td><td>http://www.criver.com/products-services/basic-research/find-a-model/fischer-344-rat</td></tr><tr><td>Système de micropompe</td><td>World Precision Instruments</td><td>UMP3</td><td>Micro 4 : https://www.wpiinc.com/products/top-products/make-selection-ump3-ultramicropump/#tabs-1</td></tr><tr><td>Cadre stéréotaxique</td><td>Kopf</td><td>902</td><td>Modèle 902 Dual Small Animal Cadre stéréotaxique</td></tr><tr><td>foret diamant</td><td>Velleman</td><td>VTHD02</td><td>https://www.velleman.eu/products/view/?id=370450</td></tr><tr><td>Cire d’os</td><td>Aesculap</td><td>1029754</td><td>https://www.aesculapusa.com/products/wound-closure/hemostatic-bone-wax</td></tr><tr><td>Seringue à insuline Microfine</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>320924</td><td>1 mL, 29G</td></tr><tr><td>InfraPhil Lampe IR</td><td>Philips</td><td>HP3616/01</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>662G/662H</td><td>FS-2, 4-0, 3/8, 19 mm</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td> Numéro de catalogue </td><td>Comments</strong</td></tr><tr><td>>Culture cellulaire</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>14040-091</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-streptomycine</td><td>Invitrogen</td><td>15140-148</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Invitrogen</td><td>25030-032</td><td></td></tr><tr><td>Fungizone</td><td>Invitrogen</td><td>15290-018</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25300-062</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Invitrogen</td><td>14040-224</td><td></td></tr><tr><td>Falcons</td><td>Thermo Scientific</td><td>178883</td><td>175 cm2 Nunclon surface, jetables pour la culture cellulaire avec bouchons filtrants</td></tr><tr><td>Milieu de congélation</td> cellulaire <td>Sigma-aldrich</td><td>C6164</td><td>Milieu de congélation cellulaire-DMSO, stérile-filtrant, adapté pour la culture cellulaire, endotoxine testée</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Irradiation animale</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-irradiator</td><td>X-strahl</td> Logiciel <td>SARRP</td><td></td></tr><tr><td>pour l’irradiation</td><td>X-strahl</td><td></td><td>Système de planification préclinique des traitements (PCTPS) MuriPlan, version 2.0.5.</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Small animal PET</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>microPET possibilité 1</td><td>Molecubes</td><td>B-Cube</td><td>http://www.molecubes.com/b-cube/</td></tr> <tr><td>possibilité de système microPET 2</td><td>TriFoil Imagerie, Northridge CA</td><td>FLEX Triumph II</td><td>http://www.trifoilimaging.com</td></tr><tr><td>Traceurs TEP</td><td>fabriqués en</td><td></td> interne <td>18F-FDG, 18F-FET, 18F-FAZA, 18F-Choline</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Commentaires</strong</td></tr><tr><td>>IRM pour petits animaux</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>système microIRM</td><td>Bruker Biospin</td><td>Pharmascan 70/16</td><td>https://www.bruker.com/products/mr/preclinical-mri/pharmascan/overview.html</td></tr><tr><td>Agent de contraste Dotarem</td><td>Agent de contraste IRM Guerbet, Dotarem 0,5 mmol/ml</td><td></td> bobine transmettrice corps entier de rat Rapid Biomedical V-HLS-070 bobine de surface cérébrale de rat Rapid Biomedical <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>P-H02LE-070</td><td></td></tr><tr><td>Unité de chauffage à base d’eau</td><td>Bruker Biospin</td><td>MT0125</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille 30 G pour injection IV</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>305128</td><td>30 G</td></tr><tr><td>PE 10 tube (60 cm/injection)</td><td>Instech laboratories, Inc</td><td>BTPE-10</td><td>BTPE-10, tube en polyéthylène 0,011 x 0,024 po (0,28 x 60 mm), non stérile, bobine de 30 m (98 pi), Instech laboratories, Inc Plymouth meeting PA USA- (800) 443-4227- http://www.instechlabs.com</td></tr><tr><td>microcapillaires héparinisés non héparinés</td><td>GMBH</td><td>7493 21</td><td>ces capillaires sont remplis d’eau pour créer des marqueurs visibles à l’IRM et à la tomodensitométrie<</td></tr><tr><td>strong>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</strong</td></tr><tr><td>>Consumables</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>isoflurane : Isoflo</td><td>Zoetis</td><td>B506</td><td>Anesthésie</td></tr><tr><td>kétamine : Ketamidor</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Anesthésie</td></tr><tr><td>xylazine : Sedaxyl</td><td>Codifar NV</td><td></td><td>Cathéter d’anesthésie</td></tr><tr><td></td><td>Terumo</td><td>Versatus-W</td><td>26G</td></tr><tr><td>Temozolomide</td><td>Sigma-aldrich</td><td>T2577-100MG</td><td>chimiothérapie</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-aldrich</td><td>276855-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Seringue à insuline Microfine</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>320924</td><td>1 mL, 29G</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Image analysis</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Logiciel</td><td>PMOD PMOD technologies LLC</td><td>PFUS (outil de fusion)</td><td>logiciel de quantification d’images biomédicales (BIQS), version 3.405,</td></tr> <tr><td>https://www.pmod.com/web/?portfolio=22-image-processing-pfusNom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</strong</td></tr><tr><td>>Anesthesia-equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Unité d’anesthésie</td><td>ASA LTD</td><td>ASA 0039</td><td>ASA LTD, 5 valley road, Keighley, BD21 4LZ</td></tr><tr><td>Générateur d’oxygène</td><td>Techniques vétérinaires Int.</td><td>7F-3</td><td>BDO-Medipass, Ijmuiden</td></tr></tbody></table>

tep et irm guidé l’irradiation d’un modèle de rat de glioblastome en utilisant un micro-irradiateur

PET and MRI Guided Irradiation of a Glioblastoma Rat Model Using a Micro-irradiator

Pendant des décennies, recherche de petits animaux rayonnement principalement s’est déroulée à l’aide de configurations expérimentales assez brutes, appliquant des techniques simples de faisceau unique sans la capacité de cibler un volume tumoral spécifique ou bien défini. La livraison de rayonnement a été réalisée à l’aide de sources de rayonnement fixe ou accélérateurs linéaires produisant des rayons x megavoltage (MV). Ces dispositifs sont incapables d’atteindre submillimétrique précision requise pour petits animaux. En outre, les fortes doses livré à saine évaluation environnante de la réaction du panier de tissu. Pour augmenter la traduction entre petites études sur les animaux et les humains, notre but était d’imiter le traitement du glioblastome humain dans un modèle de rat. Pour activer une irradiation plus précise dans un cadre préclinique, récemment, des plates-formes de recherche guidée par l’image de rayonnement animaux petite précision ont été développés. Similaire aux systèmes humains de planification, planification sur ces micro-irradiateurs le traitement repose sur la tomodensitométrie (TDM). Cependant, faible contraste des tissus mous sur CT le rend très difficile de localiser les cibles dans certains tissus, comme le cerveau. Par conséquent, incorporant l’imagerie par résonance magnétique (IRM), qui a un excellent contraste des tissus mous par rapport aux CT, permettrait une délimitation plus précise de la cible pour l’irradiation. Dans les dernières techniques d’imagerie biologique aussi dix ans, comme la tomographie par émission de positrons (PET) acquise intérêt pour l’orientation de rayonnement thérapie traitement. PET permet de visualiser par exemple, la consommation de glucose, acides aminés transport ou hypoxie, présent dans la tumeur. Ciblant les parties très prolifératives ou résistant à la radio de la tumeur avec une dose plus élevée pourrait donner un avantage de survie. Cette hypothèse conduit à l’introduction du volume des tumeurs biologique (BTV), outre le volume cible brut conventionnel (GTV), volume cible clinique (CTV) et volume (PTV) de la cible prévue.
Le laboratoire d’imagerie préclinique de l’Université de Gand, un micro-irradiateur, un petit animal animal de compagnie et un petit animal de 7 T MRI sont disponibles. L’objectif était d’incorporer l’irradiation guidée par MRI et PET-guidé sous volume augmentant dans un modèle de rat de glioblastome.

Pour imiter la méthodologie de traitement humain pour l’irradiation des glioblastomes dans un modèle préclinique, inclusion de radiothérapie guidée par MRI a été nécessaire. À l’aide de la PCTPS et l’interface micro-irradiateur, nous étions en mesure d’irradier F98 glioblastome chez les rats avec plusieurs arcs non coplanaires conformes ciblant la région contraste accentué le MRI pondérées en T1,17. Les transformations du corps rigide en combinaison avec un lit de ...

Petite animale irradiation a été habituellement faite dans le passé, sans la possibilité de cibler un volume des tumeurs bien délimitées. Le but était d’imiter le traitement du glioblastome humain chez les rats. En utilisant une plate-forme petit animal de l’irradiation, nous avons effectué irradiation conformationnelle 3D guidée par MRI avec base de PET sous volume stimuler dans un cadre préclinique.

TEP et IRM guidé l’Irradiation d’un modèle de Rat de glioblastome en utilisant un Micro-irradiateur

For decades, small animal radiation research was mostly performed using fairly crude experimental setups applying simple single-beam techniques without ...

L’objectif global de cette méthodologie est d’effectuer une irradiation conforme guidée par l’image chez de petits animaux. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la radiologie sur la façon de délimiter des volumes tumoraux spécifiques pour une radiothérapie ciblée. Le principal avantage de cette technique est qu’elle imite le traitement humain du cancer et permet l’irradiation cellulaire des tumeurs chez le rat.L’utilisation des PET pour guider les faisceaux de déradiation, permet de prendre en compte la biologie du cancer comme un développement nouveau et prometteur dans le domaine de la radiothérapie des petits animaux. L’inclusion d’un volume cible biologique permet de cibler les zones les plus actives et les plus résistantes aux radiations des tumeurs, ce qui entraîne de meilleurs résultats de la thérapie. Pour inoculer le cerveau d’un rat Fisherer 5344 anesthésié de 170 grammes avec des cellules de gliome, d’abord, confirmez la sédation par manque de réponse au pincement des orteils, retirez les poils du niveau des yeux à l’arrière du crâne et appliquez de la pommade sur les yeux de l’animal.Immobiliser l’animal à l’aide d’un dispositif stéréotaxique. Désinfectez la peau exposée avec de la povidone iodée et exposez le crâne avec une incision médiane de deux centimètres du cuir chevelu. À l’aide d’une perceuse diamantée, faites un trou d’un millimètre à deux millimètres en arrière et de deux millimètres et demi sur le côté du bregma dans l’hémisphère frontal droit.Ensuite, chargez l’aiguille d’une seringue à insuline de calibre 29 avec cinq microlitres de suspension cellulaire, utilisez un contrôleur de pompe à microseringue pour injecter les cellules à trois millimètres de profondeur dans le crâne sous guidage stéréotaxique et retirez l’aiguille lentement. Fermez l’incision avec de la cire pour os. Ensuite, suturez et désinfectez la peau avec plus de povidone iodée et utilisez une lampe rouge pour stabiliser la température corporelle de l’animal après la chirurgie avec surveillance jusqu’à la récupération complète.Huit jours après l’inoculation, connectez une aiguille de calibre 30 à un tube de 60 centimètres de long. Positionné par voie intraveineuse dans la veine latérale de la queue et placez l’animal anesthésié dans un lit d’IRM. Placez le lit dans le support avec une bobine de surface fixe en cervelle de rat et positionnez le lit dans une bobine de transmission de corps de prise de rat de 72 millimètres.Ensuite, évaluez la croissance tumorale à l’aide d’un scanner localisateur, suivi d’un échographisme de spin pondéré T2. Si une tumeur est confirmée, commencez une acquisition d’IRM dynamique améliorée de 12 minutes, en injectant un agent de contraste contenant du gadolinium dans la tubulure placée par voie intraveineuse 30 secondes après le début de l’examen. Pour tracer l’intensité du signal au fil du temps, utilisez l’outil d’analyse de séquence d’images pour sélectionner une région d’intérêt dans la région tumorale suspectée et analyser la forme de la courbe de contraction dynamique résultante pour confirmer la présence du glioblastome.Ensuite, acquérez une séquence d’écho de spin pondérée T1 améliorée. Pour l’imagerie multimodale du volume cible, insérez un cathéter de calibre 26 dans la veine de la queue et injectez 37 mégabecquerels du traceur radioactif TEP d’intérêt et 200 microlitres de solution saline dans le cathéter. 15 minutes avant l’acquisition de la TEP, injectez l’agent de contraste IRM à travers le cathéter veineux de la queue et placez le rat anesthésié sur un lit multimodal sur mesure.Placez un marqueur multimodal sous, au-dessus et sur le côté droit du crâne. À l’aide d’attaches auto-agrippantes, fixez le rat au lit. Placez le lit dans le support animal du scanner IRM, fixez la bobine de surface du cerveau de rat et positionnez l’ensemble de la configuration dans la bobine de transmission du corps de maintien du rat de 72 millimètres.Obtenir un balayage d’alignement de piste suivi d’une séquence d’écho de spin pondérée T1 avec contraste, comme illustré. À la fin du scan T1, transférez l’animal dans l’instrument TEP et obtenez le TEP statique approprié de 30 minutes en mode liste selon les paramètres du traceur TEP injecté. Ensuite, transférez le lit sur un support en plastique fixé sur la table de positionnement robotisée à quatre axes du micro-irradiateur.Et obtenez une tomodensitométrie de planification de traitement haute résolution à l’aide d’un filtre en aluminium d’un millimètre et d’un capteur plat en silicium amorphe de 20 x 20 centimètres. Sélectionnez manuellement les seuils de valeurs de gris jusqu’à ce que vous obteniez une bonne segmentation de l’os, des tissus mous et de l’air. Assurez-vous qu’il n’y a pas d’air à l’intérieur du crâne.Pour la planification du traitement, importez la tomodensitométrie (TDM) dans le système de planification du traitement préclinique (PCTPS) et segmentez manuellement l’image CT en trois classes de tissus différentes. Une fusion précise peut être obtenue en superposant l’intensité accrue du signal du crâne sur la tomodensitométrie avec le signal noir sur l’IRM. Chargez l’IRM, le scan et le co-enregistrement à l’aide des transformations rigides et des marqueurs multi-modaux et du crâne.Chargez l’IRM dans le PCTPS. Remplissez d’abord la matrice de transformation. Passez de la tomodensitométrie à l’IRM et vice-versa pour vérifier la fusion et ajouter des transformations et des rotations supérieures gauche, droite, postérieure, antérieure et inférieure jusqu’à ce que la fusion parfaite soit obtenue.Ensuite, sélectionnez la cible ou l’irradiation au centre de la tumeur améliorant le contraste sur l’IRM pondérée T1. Si des informations supplémentaires sur la TEP doivent être incluses, utilisez le logiciel de quantification d’images biomédicales pour inclure un enregistrement CT/MRI PETCO. Tout d’abord, chargez la tomodensitométrie, puis chargez la TEP.Vérifiez l’orientation de la tomographie par émission de positons lors du chargement. Modifiez l’échelle de couleurs de l’image PET et l’orientation. Appliquez un filtre gaussien à l’image, de sorte que l’absorption du traceur dans la tumeur devienne clairement visible.Ajustez le contraste CT pour démarrer le processus de fusion d’images afin d’obtenir une fusion d’images IRM TEP, et utilisez l’outil de contournage dans le logiciel de quantification. Après le co-enregistrement, sélectionnez la cible au centre de l’augmentation de l’absorption du traceur PET dans le logiciel de quantification. Utilisez à la fois les rotations et les translations et vérifiez la fusion dans toutes les tranches de l’image.Sélectionnez le centre de la région avec le taux d’absorption du traceur le plus élevé et extrayez les coordonnées. Et entrez manuellement les coordonnées dans le PCTPS. Si les outils automatiques de fusion d’images TEP, IRM et TDM ne génèrent pas une bonne fusion, des outils de contournage et des transformations manuelles peuvent être utilisés pour améliorer les résultats de fusion.Sélectionnez la dose prescrite, le nombre d’arcs, la position de l’arc, la plage de rotation des arcs et la taille du collimateur et ajustez les paramètres pour la radiothérapie guidée par IRM ou TEP-IRM appropriée. Pour l’irradiation proprement dite, choisissez un filtre en cuivre de 0,5 millimètre, réglez la tension des rayons X à 220 kilovolts et le courant des rayons X à 13 milliampères, et positionnez le collimateur droit sur le portique. Ensuite, transférez les paramètres appropriés de distribution du faisceau du PCTPS au micro-irradiateur pour exécuter la radiothérapie.Pour imiter la méthodologie de traitement humain de l’irradiation du glioblastome dans un modèle préclinique, l’isocentre d’irradiation est sélectionné au centre de la région tumorale avec contraste amélioré sur l’IRM pondérée en T1, comme nous venons de le démontrer. Dans cette expérience, les distributions et les histogrammes de volume de dose cumulé des doses moyennes, minimales et maximales du volume cible, ainsi que des volumes normaux de tissu cérébral, ont été calculés pour cinq animaux différents. Pour le co-enregistrement des modalités d’IRM et de TDM, le logiciel de quantification d’images biomédicales permet l’utilisation de nombreux outils pour l’appariement rigide.En appliquant une simple transformation, les isocentres basés sur l’IRM et la TEP peuvent être transférés au PCTPS pour le calcul de la dose de rayonnement à l’intérieur de chaque isocentre. Une petite technique certaine peut être utilisée pour irradier les tumeurs chez les rats et les souris si elle est correctement exécutée. En effectuant cette procédure, il est important de se rappeler de surveiller attentivement les animaux pendant qu’ils sont sous anesthésie.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’appliquer l’irradiation guidée par l’image de petits animaux de cibles tumorales d’intérêt.

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Nous décrivons une méthode intégrée pour la précision, l'implantation stéréotaxique de cellules humaines de glioblastome multiforme dans le cerveau des souris nude et de série...

Implantation stéréotaxique intracrânienne et<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie bioluminescente de xénogreffes tumorales dans un système de modèle de souris de glioblastome multiforme

Source : Bolcaen, J., et. al., Irradiation guidée par TEP et IRM d’un modèle de rat glioblastome à l’aide d’un micro-irradiateur.  J. Vis. Exp. (2017)Cette vidéo montre la procédure d’établissement d’un modèle de glioblastome chez le rat en injectant stéréotaxiquement des cellules de glioblastome causant une tumeur cérébrale dans le cortex préfrontal.

Génération d’un modèle de rat glioblastome

Recherche sur les stratégies de traitement pour les tératomes de dérivés de cellules souches pluripotentes est importante pour la traduction clinique de la thérapie de cellules souches. Nous décrivons ici un protocole visant, en premier lieu, générer des cellules souches dérivées de tératomes chez la souris et, ensuite, à cible sélectivement et traiter ces tumeurs in vivo à l’aide d’un irradiateur de petits animaux.

Traitement ciblé et sélectif des tératomes de dérivé de cellules souches pluripotentes à l’aide de radiothérapie externe dans un modèle de petits animaux

Nous présentons ici un protocole pour effectuer une radiothérapie préclinique basée sur la tomographie par émission de positons dans un modèle de glioblastome de rat à l’aide d’algorithmes développés en interne pour optimiser la précision et l’efficacité.

Radiothérapie par peinture de dose basée sur la tomographie par émission de positons dans un modèle de rat de glioblastome à l’aide de la plate-forme de recherche sur les rayonnements de petits animaux

Ici, nous décrivons un modèle murin orthotopique préclinique pour le GBM, établi par injection intracrânienne de cellules dérivées de tumeurs modèles de souris génétiquement modifiées. Ce modèle présente les caractéristiques de la maladie du GBM humain. Pour les études translationnelles, la tumeur cérébrale de souris est suivie par IRM in vivo et histopathologie.

Modèles orthotopiques translationnels de glioblastome multiforme

Nous présentons une nouvelle approche pour la microscopie à deux photons de l’administration tumorale de nanoparticules d’oxyde de fer marquées par fluorescence au glioblastome dans un modèle murin.

Microscopie intravitale à deux photons du glioblastome dans un modèle murin

La barrière hémato-encéphalique est un obstacle important à l’administration de traitements pour le glioblastome, une maladie pour laquelle il n’existe aucun remède. Ici, nous rapportons une nanoplateforme thérapeutique d’oxyde de fer guidée par l’image in vivo qui peut contourner cette barrière physiologique en raison de sa taille et s’accumuler dans la tumeur.

Livraison de nanoparticules d’une charge utile d’oligonucléotide dans un modèle animal de glioblastome multiforme

Le glioblastome est une forme dévastatrice de cancer primitif du cerveau, et la thérapie thermique interstitielle au laser apparaît comme une alternative prometteuse à la résection chirurgicale conventionnelle pour le glioblastome inopérable. Ce protocole décrit un modèle murin préclinique optimisé qui peut être utilisé pour étudier les effets du traitement ou les traitements adjuvants et combinatoires.

Un modèle murin immunocompétent pour la thérapie thermique interstitielle au laser du glioblastome

Découvrez l'irradiation conforme guidée par TEP et IRM pour le traitement du glioblastome chez le rat. Cette méthode permet de cibler précisément les zones tumorales les plus actives et améliore les résultats thérapeutiques.

TEP et IRM guidé l’Irradiation d’un modèle de Rat de glioblastome en utilisant un Micro-irradiateur

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