Name: Utilisation pratique de l’interférence d’ARN : l’administration orale d’ARN Double brin dans Liposome transporteurs pour les blattes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-01T14:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 26 s
Description: Découvrez l'interférence d'ARN par ingestion orale d'ARN double brin encapsulé dans des liposomes pour contrôler les blattes. Cette méthode permet d'étudier le silençage génique dans l'intestin moyen.

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Cette étude a été financée par des subventions de Taiwan (ministère de la Science et la technologie, plus 100-2923-B-002-002-MY3 et 106-2313-B-002-011-MY3 à H.J.L.), la République tchèque (subvention Agence de Bohême du sud Université, Gamal accorder 065/2017/P à Y.H.L) et (Espagne) Ministère espagnol de l’économie et la compétitivité, subventions CGL2012-36251 et CGL2015-64727-P X.B., et le gouvernement Catalan, accorder 2014 SGR / 619 à X.B.) ; Il a également reçu un soutien financier du Fonds européen pour le développement économique et régional (fonds FEDER à X.B.).

1. synthèse et préparation d’ARNdb
<ol><li>Identifier les sites dsRNA de cibles dans la région non traduite en 3' des gènes cibles. Le dsTub est utilisé pour cibler le gène α-tubuline (tub) (numéro de GenBank accession : KX228233), et dsEGFP comme un contrôle négatif dsRNA est conçu à partir de la séquence d’une protéine de fluorescence verte (EGFP ; Numéro d’accession GenBank : LC311024).</li>
	<li>Effectuer l’amplification par PCR standard pour synthétiser les modèles dsRNA avec des amorces de gène-spécifique contenant la séquence du promoteur T7 (5'-TAATACGACTCACTATAGGG-3'). Les conditions d’amplification PCR et les informations d’apprêt utilisé sont celles rapportées par Lin et al. (2017) 12 (voir Table des matières).</li>
	<li>Procéder à la préparation de dsRNA utilisant une Transcription T7 Kit (voir Table des matières), suivant les instructions du fabricant. Remarque : Pour obtenir la quantité élevée de dsRNA, mélanger deux réactions dans un tube (au total 40 µL) et incuber à 37 ° C pendant la nuit.</li>
	<li>Ajouter 2 µL de DNase (voir Table des matières) dans des échantillons de dsRNA pendant 15 min à 37 ° C à digérer l’ADN modèles.</li>
	<li>Ajouter 200 µL de réactif d’extraction (voir Table des matières) et chloroforme 40 µL, puis vortexer.</li>
	<li>Centrifuger pendant 10 min à 13 000 x g à 4 ° C, puis recueillir le surnageant (150 µL) dans un nouveau tube de microcentrifuge.</li>
	<li>Précipiter les ARNdb en ajoutant 150 µL isopropanol et incuber pendant 15 minutes sur la glace.</li>
	<li>Centrifuger à 13 000 x g à 4 ° C pendant 15 minutes, puis enlever le surnageant.</li>
	<li>Ajouter 200 µL de l’éthanol à 70 % à laver dsRNA granulés. Centrifugation pendant 10 min à 13 000 x g à 4 ° C.</li>
	<li>Enlever l’éthanol et répéter les étapes de lavage de l’éthanol.</li>
	<li>Supprimer l’éthanol et les granulés secs dsRNA par centrifuges concentrateurs sous vide pendant 3 min, puis remettre en suspension les ARNdb eau exempte de RNase.</li>
	<li>Déterminer la quantité de l’ARNdb purifiée à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis de micro-volume (voir Table des matières) selon les instructions du fabricant et de s’adapter à la concentration désirée (par exemple, 0,25 µg/µL pour la préparation de dsRNA lipoplexes).</li>
	<li>Stocker les échantillons de dsRNA à-20 ° C pendant 3 mois.</li>
</ol>2. préparation d’ARNdb Lipoplexes
<ol><li>Diluer 4 µL de réactif de la transfection (voir Table des matières) en ajoutant 4 µL de solution de glucose à 5 %. Diluer 4 µL de l’ARNdb (1 µg) en ajoutant 4 µL de solution de glucose à 5 %.</li>
	<li>Ajouter la solution de réactif dilué liposome immédiatement dans la solution diluée de dsRNA tout à la fois. Vortex brièvement pour mélanger, puis incuber pendant 15 min à 25 ° C. Remarque : Ne pas mélanger les solutions dans l’ordre inverse.</li>
	<li>Les lipoplexes ARNdb sont prêts à l’emploi. Utiliser dans 1 heure de préparation et mettre au rebut après 1 heure. Remarque : Selon les instructions du fabricant, les lipoplexes doit être utilisé dès que possible.</li>
</ol>3. perception des Enzymes extracellulaires de l’hémolymphe et Midgut jus
<ol><li>
Insecte tampon salin (stock de x 10)
	<ol>
<li>Mélanger 900 mL eau bidistillée à 109,3 g NaCl, 15,7 g KCl, 6,3 g de CaCl2et 8,3 g MgCl2·6H2O.</li>
		<li>Ajuster le pH à 6,8 et compléter à 1 000 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Collection de l’hémolymphe
	<ol>
<li>Anesthésier les cafards sur la glace jusqu'à ce qu’ils ne bougent pas pendant 3 min.</li>
		<li>Maintenez la blatte avec deux doigts (pouce et index) et augmentez la face ventrale de la blatte.</li>
		<li>Le ciseaux de dissection permet de couper l’extrémité d’une coxa d’une patte arrière. Remarque : Couper l’intersection connectée entre la coxa et trochanter. L’excision de l’autre partie de coxa était moins efficace pour collecter l’hémolymphe.</li>
		<li>Presser l’abdomen doucement avec le doigt du milieu et recueillir l’hémolymphe des saignements de l’incision avec une micropipette 10 µL.</li>
		<li>Piscine de l’hémolymphe de plusieurs cafards (5 personnes) dans un tube de microcentrifuge. Remarque : Garder les tubes de microcentrifuge sur glace pour empêcher la mélanisation. Le volume moyen de l’hémolymphe provenant d’un cafard masculin est 2-3 µL.</li>
		<li>Tournez en bas l’hémolymphe brièvement avec une centrifugeuse de paillasse pendant 10 s.</li>
		<li>Transférer le volume souhaité de l’hémolymphe (c.-à-d., 10 µL) et le mélanger avec 50 µL de tampon saline au x insectes 1.</li>
		<li>Centrifuger pendant 10 min à 1 000 x g à 4 ° C, pour filer vers le bas hémocytes. Transférer le surnageant dans un tube de microcentrifuge propre.</li>
		<li>Quantifier la concentration de protéines totales à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis de micro-volume en mesurant A28015.</li>
		<li>Ajuster chaque échantillon pour avoir la même concentration de protéine (6 µL/mg de protéine totale).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Collection de jus strié
	<ol>
<li>Anesthésier les cafards sur la glace. Fixer les cafards face ventrale vers le haut sur la plaque de dissection avec tampon saline au insectes froid 1 x à l’aide d’épingles à insectes.</li>
		<li>Disséquer l’abdomen avec des pinces fines. Enlever l’intestin entier (y compris l’intestin avant, milieu et arrière) pour un plat frais avec 1 x tampon saline insecte.</li>
		<li>Enlever l’intestin avant et arrière et transférer rapidement l’intestin moyen dans un tube de microcentrifuge qui contient 100 µL de tampon saline insectes.</li>
		<li>La piscine de l’intestin moyen de six cafards dans le même tube et vortexer pendant 10 s.</li>
		<li>Centrifuger pendant 10 min à 1 000 x g à 4 ° C, pour filer vers le bas les hémocytes et les tissus de l’intestin. Transférer le surnageant dans un tube de microcentrifuge propre.</li>
		<li>Quantifier la concentration de protéines totales à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis de micro-volume en mesurant A28015.</li>
		<li>Ajuster chaque échantillon pour avoir la même concentration de protéine (6 µL/mg de protéine totale).</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. dsRNA dégradation Assay
<ol><li>Fraîchement préparer 4 µL de l’ARNdb nu ou dsRNA lipoplexes (1 µg).</li>
	<li>Mélanger dsRNA enzymes de solutions avec 10 µL de tampon saline insecte (contrôle), extraites de l’hémolymphe, ou de l’intestin moyen le jus.</li>
	<li>Ajouter 2 µL de EGTA (20 mM) ou de l’eau exempte de RNase pour séparer les échantillons sous forme de contrôles pour l’inhibition de l’activité enzymatique.</li>
	<li>Incuber pendant 1 heure ou plus long (6, 12 ou 24 heures) à 25 ° C.</li>
	<li>Ajouter 200 µL de réactif d’extraction et de 40 µL chloroforme, puis vortexer.</li>
	<li>Centrifuger pendant 10 min à 13 000 x g à 4 ° C, puis recueillir le surnageant (150 µL) dans un nouveau tube de microcentrifuge.</li>
	<li>Précipiter les ARNdb en ajoutant 150 µL isopropanol et incuber pendant 15 minutes sur la glace.</li>
	<li>Centrifuger à 13 000 x g à 4 ° C pendant 15 minutes, puis enlever le surnageant.</li>
	<li>Ajouter 200 µL de l’éthanol à 70 % à laver dsRNA granulés. Centrifugation pendant 10 min à 13 000 x g à 4 ° C.</li>
	<li>Enlever l’éthanol et répéter les étapes de lavage de l’éthanol.</li>
	<li>Supprimer l’éthanol et les granulés secs dsRNA par centrifuges concentrateurs sous vide pour 3 min. remettre dsRNA avec de l’eau exempte de RNase 10 µL.</li>
	<li>Vérifier l’intégrité des traités dsRNA par électrophorèse sur un gel d’agarose de 1,5 %.</li>
</ol>5. orale d’ARNdb
<ol><li>Maintenir les cafards sur une alimentation ad libitum de nourriture sèche (dog ChowMD). Priver d’eau les blattes un jour avant les expériences de dsRNA ingestion.</li>
	<li>Tenez un cafard en saisissant ses ailes avec la pince flexible (Figure 1, échelon 5). Remarque : Ne prenez pas les parties du corps de cafards.</li>
	<li>Préparer les lipoplexes dsRNA, ainsi que dsRNA nu, destinés à l’alimentation, tel que décrit à l’article 2. Remarque : Les lipoplexes dsRNA devrait être fraîchement préparées avant la tétée.</li>
	<li>4 µL d’ARNdb lipoplexes ou dsRNA nu d’alimentation (250 ng) avec une micropipette.</li>
	<li>Lentement pipette la goutte de la solution de dsRNA à proximité les pièces buccales de cafards et laissez les cafards ingèrent la gouttelette complètement.</li>
	<li>Réaliser les expériences de l’ingestion deux fois par jour (1 h après s’allume et 1 h avant les lumières) pour 8 jours ou 16 jours en continu. Remarque : Tous les cancrelats acquis l’eau que par le biais d’une alimentation manuelle avec dsRNA réactifs de solution ou de contrôle (par exemple, eau gratuite nucléase, solution de glucose et réactif aux liposomes) au cours d’expériences de l’ingestion.</li>
	<li>Fournir des bouteilles d’eau pour les cafards après 16 jours d’ingestion d’ARNdb expériences.</li>
</ol>6. évaluer le Knockdown
<ol><li>Au moment choisi points (2, 9 et 17 jours après l’essai d’ingestion de dsRNA), collecter les insectes traités dsEGFP et dsTub et disséquer les tissus choisis (par exemple, de l’intestin moyen).</li>
	<li>Effectuer une PCR en temps réel quantitative (qRT-PCR). Les qRT-PCR amplification conditions et les informations d’apprêt tel que rapporté par Lin et coll.. (2017) 12.</li>
	<li>Évaluer le contrôle et les insectes de dsRNA-traités quotidiennement pour vérifier la mortalité et supprimer les cafards qui ne sont plus mobiles.</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole présente une méthode pour RNAi efficace par administration orale de dsRNA lipoplexes, impliquant la protection contre la digestion de la ribonucléase dans le jus de l’intestin moyen de la blatte germanique. Comme indiqué dans d’autres études dans diverses espèces d’insectes, l’effet de RNAi pauvre par administration orale de dsRNA est principalement expliquée par la dégradation de l’ARNdb8,9,10. Ce protocole produit...

Arni a été démontrée comme une méthode efficace pour l’expression des gènes knockdown au moyen d’un mécanisme d’une voie de silencieux post-transcriptionnelle déclenchée par les molécules de dsRNA dans nombreux eucaryotes1. Ces dix dernières années d’étude, l’ARNi est devenu un outil utile pour étudier les fonctions des gènes du développement au comportement en appauvrissant l’expression de gènes spécifiques par injection et/ou alimentation d’ARNdb dans divers taxons d’insectes2,3. En raison de la spécificité et la robustesse de l’appauvrissant la couche d’effet, l’application de l’ARNi est actuellement considérée comme une stratégie potentielle de pest control management4,5. Cependant, l’efficacité de l’ARNi varie considérablement entre les espèces d’insectes, selon les différents gènes ciblés et les méthodes de livraison. Un corps croissant d’évidence suggère que l’instabilité des ARNdb, qui est dégradée par les ribonucléases, est un facteur critique dans l’efficacité limitée des Arni5,6. Par exemple, la faible sensibilité de l’ARNi dans Manduca sexta a été expliquée par le fait que l’ARNdb mélangé à l’hémolymphe était rapidement dégradé dans 1 heure7. De même, la présence des nucléases alcalines dans l’intestin moyen, qui efficacement dégrader dsRNA ingéré, est fortement corrélée à faible efficacité de RNAi dans des ordres différents insectes8,9,10.
L’administration orale de dsRNA est particulièrement intéressante pour l’application de l’ARNi dans une stratégie de lutte antiparasitaire, mais une méthode pour retarder la dégradation de l’ARNdb par les nucléases dans l’intestin n'a pas encore été développée, qui aurait le potentiel d’assurer efficacement ARNi en se nourrissant. Toutefois, le problème de blocage de l’ARNi pour administration orale de dsRNA a été signalé par la grande quantité de dsRNA, par exemple 50 µg du Bombyx mori, d’alimentation ou d’alimentation sans interruption pendant 8 jours (8 µg dsRNA au total) chez les espèces de criquets. La blatte germanique, Blatella germinica, est très sensible aux Arni par l’injection d’ARNdb11,12,13,14, mais ne répondre pas aux ARNdb en se nourrissant. Récemment, Lin et al. (2017) ont démontré que dsRNA encapsulés avec résultats porteurs liposome dans RNAi réussie à knockdown l’expression du gène α-tubuline dans l’intestin moyen et déclencher une mortalité significative de la blatte germanique15. Comme la dégradation des ARNdb dans l’intestin moyen est le facteur limitant pour RNAi orale, les transporteurs de liposome servent de véhicule pour protéger dsRNA de dégradation, qui est facilement applicable chez d’autres insectes avec activités nucléase forte dans le tube digestif. À noter, la raison d’avoir choisi le réactif de transfection particulière (voir Table des matières), nous avons utilisé comme transporteur de liposome dans le protocole actuel, c’est qu’il a été testé pour la transfection de cellules insectes ligne avec moins de toxicité, conformément à la instructions du fabricant. D’après la comparaison des systèmes de transfection différentes liposome Gharavi et al. (2013) 16, l’efficacité de transfection des petits ARN interférents (siARN) est approximativement la même entre ceci et d’autres systèmes disponibles dans le commerce qui ont été utilisés pour les systèmes de livraison de dsRNA dans autres insectes17,18 . De plus, notre méthode d’alimentation est assez prudent afin d’assurer une quantité suffisante de dsRNA est ingérée par chaque cafard, et que les résultats sont robustes et confirmés. En résumé, le présent protocole et les résultats démontrent qu’à l’aide de dsRNA lipoplexes améliore la stabilité de l’ARNdb et ouvre la voie à la conception de l’administration orale de stratégie de l’ARNi, qui est une approche prometteuse pour la lutte contre les ravageurs à l’avenir.

<table><tbody><tr><td>GenJe Plus ADN réactif de transfection in vitro</td><td>SignaGen</td><td>SL100499</td><td>pour la préparation de lipoplexes</td></tr><tr><td>Blend Taq plus</td><td>TOYOBO&nbsp ;</td><td>BTQ-201</td><td>pour PCR</td></tr><tr><td>Fast SYBR Green Master Mix</td><td>ABI&nbsp ;</td><td>4385612</td><td>pour qPCR</td></tr><tr><td>FirstChoice RLM-RACE Kit</td><td>Invitrogen</td><td>AM1700</td><td>pour l’identification UTR 3'&nbsp ;</td></tr><tr><td>MEGAscript T7 Transcription Kit</td><td>Invitrogen</td><td>AMB13345</td><td>pour la synthèse de l’ARNdb</td></tr><tr><td>TURBO DNase</td><td>Invitrogen</td><td>AM2239</td><td>supprimer la matrice d’ADN de l’ARNdb</td></tr><tr><td>TRIzol</td><td>Invitrogen</td><td>15596018</td><td>pour l’extraction de l’ARNdb ou de l’ARN total</td></tr><tr><td>RQ1 DNase sans RNase</td><td>Promega</td><td>M6101</td><td>supprimer la matrice d’ADN de l’ARN total&nbsp ;</td></tr><tr><td>chloroforme&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C2432</td><td>pour l’extraction de l’ARNdb ou de l’ARN total</td></tr><tr><td>2-Propanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I9516</td><td>pour l’extraction de l’ARNdb ou de l’ARN total</td></tr><tr><td>Éthanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>24102</td><td>pour l’extraction de l’ARNdb ou de l’ARN total</td></tr><tr><td>Pyrocarbonate de diéthyle, DEPC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5758</td><td>pour la préparation de l’eau sans RNase</td></tr><tr><td>Solution de glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G3285</td><td>pour la préparation de lipoplexes</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium, NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td>Formule tampon saline pour insectes</td></tr><tr><td>Chlorure de potassium, KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td>Formule tampon salin pour insectes</td></tr><tr><td>Chlorure de calcium, CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1016</td><td>Formule</td></tr> <tr><td>tampon salin pour insectesChlorure de magnésium hexahydraté, MgCl2.6H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2670</td><td>insecte sérum sérum</td></tr><tr><td>formule EGTA&nbsp ;</td><td>Inhibiteur</td> <td>de l’enzyme Sigma-Aldrich</td><td>E3889</td></tr><tr><td>ciseaux de dissection</td><td>F.S.T.</td><td></td><td>dissection cafard</td></tr> pince <tr><td>à épiler fine</td><td>F.S.T.</td><td></td><td>dissection de cafards</td></tr><tr><td>pince à épiler flexible</td><td>F.S.T.</td><td></td><td>Holding de cafards&nbsp ;</td></tr><tr><td>pipetman</td><td>RAININ</td><td>P10</td><td>préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>microtube à centrifuger</td><td>Axygen</td><td>MCT175C, PCR02C</td><td>préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>pointe de pipette&nbsp ;</td><td>Axygen</td><td></td><td>préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>vortexter</td><td>Digisystem</td><td>vm1000</td><td>préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>Minispin centrifugeuse</td><td>The Gruffin Group</td><td>GMC 206</td><td>pour le spin down liquide&nbsp ;</td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td>ALC</td><td>PK121R</td><td>Préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>pH mètre&nbsp ;</td><td>JENCO</td><td>6071</td> pour spectrophotomètre micro-volume <td>d’ajustement du pH</td></tr><tr><td></td><td>Quawell</td><td>Q3000</td><td>PCR quantitative d’acide nucléique</td></tr><tr><td>Thermocycleur</td><td>ABI&nbsp ;</td><td>2720</td><td>pour la PCR matrice ou&nbsp ; l’incubation de la synthèse de dsRNA&nbsp ;</td></tr><tr><td>PCR quantitative en temps réel</td><td>ABI&nbsp ;</td><td>StepOne plus</td> Concentrateurs <td>Centrifuges à Vide Quantitatif</td></tr><tr><td></td><td>eppendorf</td><td>5301</td><td>pour l’extraction d’ARNdb ou d’ARN total</td></tr><tr><td>Multipette&nbsp ;</td><td>eppendorf</td><td>xstream</td><td>pour le chargement d’échantillons PCR en temps réel&nbsp ;</td></tr><tr><td>Agarose I</td><td>amresco</td><td>0710</td><td>pour l’électrophorèse des acides nucléiques</td></tr><tr><td>gène de la cuve specfifc preimer</td><td>avant tri-I biotech</td><td></td><td>GGG ACA AGC CGG AGT GCA GA</td></tr><tr><td>tub gène specfifc reverse preimer</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>TCC TGC TCC TGT CTC GCT GA</td></tr><tr><td>dsTub modèle amorce avant</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGA CAA GCC GGA GTG CAG&nbsp ;</td></tr><tr><td>dsTub modèle inversé amorce</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT CCT GCT CCT GTC TCG CTG&nbsp ;</td></tr><tr><td>dsEGFP modèle preimer avant</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT ATG GTG AGC AAG GGC GAG GAG</td></tr><tr><td>dsEGFP modèle preimer</td><td>inversé tri-I biotech</td><td></td><td>TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT GGC GGA TCT TGA AGT CC</td></tr><tr><td>tub qPCR amorce avant</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>GGA GCG CAT CAG GAA ACT GGC</td></tr><tr><td>tub qPCR reverse preimer</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>CCA CAG ACA GCC TCT CCA TGA GC</td></tr><tr><td>ef1 qPCR amorce avant</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>CGC TTG AGG AAA TCA AGA AGG A</td></tr><tr><td>ef1 qPCRreverse preimer</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>CCT GCA GAG GAA GAC GAA</td></tr></tbody></table> G

utilisation pratique de l’interférence d’arn : l’administration orale d’arn double brin dans liposome transporteurs pour les blattes

Practical Use of RNA Interference: Oral Delivery of Double-stranded RNA in Liposome Carriers for Cockroaches

L’interférence ARN (ARNi) a été largement appliqué pour découvrir les fonctions biologiques de nombreux gènes et il a été envisagé comme un outil de contrôle antiparasitaire marche par perturbation de l’expression des gènes essentiels. Bien que différentes méthodes, telles que l’injection, d’alimentation et de trempage, ont été signalés pour la mise en œuvre réussie de l’ARN double brin (dsRNA), l’efficacité de l’ARNi par administration orale de dsRNA est très variable entre les différents groupes d’insectes. La blatte germanique, Blattella germanica, est très sensible à l’injection d’ARNdb, comme en témoignent de nombreuses études publiées précédemment. La présente étude décrit une méthode pour démontrer que dsRNA encapsulé avec des transporteurs de liposome est suffisant pour retarder la dégradation de l’ARNdb par jus de l’intestin moyen. Notamment, l’alimentation continue des dsRNA encapsulé de liposomes significativement réduit l’expression de la tubuline dans l’intestin moyen et a causé la mort de cafards. En conclusion, la formulation et l’utilisation de lipoplexes dsRNA, qui protègent les ARNdb contre nucléases, pourraient être une utilisation pratique de l’ARNi pour le contrôle des insectes nuisibles à l’avenir.

Un schéma simplifié du protocole pour l’administration orale de dsRNA est présenté dans la Figure 1, où figurent les principales étapes pour la préparation de dsRNA lipoplexes.
Afin d’étudier la protection accordée par les transporteurs aux liposomes à la dégradation de l’ARNdb dans le jus de l’intestin moyen de b. germanica, un test ex vivo où dsTub lipoplexes sont incubées avec d...

Ce manuscrit montre l’épuisement d’expression de gène dans l’intestin moyen de la blatte germanique par ingestion orale de l’ARN double brin encapsulée dans des liposomes.

Utilisation pratique de l’interférence d’ARN : l’administration orale d’ARN Double brin dans Liposome transporteurs pour les blattes

RNA interference (RNAi) has been widely applied for uncovering the biological functions of numerous genes, and has been envisaged as a pest control tool ...

L’objectif global de ce protocole est d’appauvrir l’expression génique dans l’intestin des cafards en utilisant l’interférence ARN via l’ingestion orale d’ARN double brin encapsulé dans des transporteurs de liposomes. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le développement de nouvelles méthodes de lutte antiparasitaire, telles que l’élimination de gènes essentiels en plein champ peut-elle tuer les ravageurs ? Le principal avantage de cette technique est que le liposome protège l’ARN double brin spécifique du gène pour assurer sa livraison à la cellule cible.Jia-Hsin Huang, post-doctorante, et Yun Liu, un technicien de mon laboratoire, feront la démonstration de la procédure. Pour commencer, anesthésez les cafards sur de la glace jusqu’à ce qu’ils ne bougent plus pendant trois minutes. Ensuite, ramassez un insecte à l’aide du pouce et de l’index pour accéder à sa face ventrale.Ensuite, utilisez des ciseaux à disséquer pour couper le bout d’une coxa d’une patte arrière entre la coxa et le trochanter. La coupe ailleurs sur la coxa est moins efficace pour les collections d’hémolymphe. Maintenant, placez une micropipette de 10 microlitres sur l’incision et pressez doucement l’abdomen tout en aspirant l’hémolymphe saignante.Répétez ce processus jusqu’à ce que l’hémolymphe de cinq cafards ait été recueillie dans un seul tube de microcentrifugation. Ensuite, faites tourner brièvement l’hémolymphe accumulée pendant 10 secondes. Ensuite, combinez 10 microlitres d’hémolymphe avec 50 microlitres de 1x tampon salin pour insectes.Maintenant, centrifugez l’hémolymphe diluée pendant 10 minutes pour extraire les hémocytes de la solution. Ensuite, transférez le surnageant dans un nouveau tube. Enfin, quantifiez la concentration totale de protéines à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis de microvolume et ajustez la concentration de chaque échantillon à six milligrammes de protéines par microlitre.Pour recueillir le jus de l’intestin moyen, anesthésiez d’abord les cafards sur de la glace. Ensuite, transférez-en un sur une plaque de dissection chargée de 1x tampon salin pour insectes froid, et utilisez des épingles à insectes pour le fixer côté ventral vers le haut. Maintenant, disséquez l’abdomen à l’aide d’une pince à épiler fine.Ensuite, retirez tout l’intestin et transférez-le dans un plat frais avec 1 tampon salin pour insectes. Ensuite, isolez l’intestin moyen, c’est-à-dire la région située entre la culture et les tubules de Malpighian. Pour ce faire, retirez la partie avant de l’animal et retirez l’intestin postérieur.Ensuite, transférez rapidement l’intestin moyen dans un tube de microcentrifugation avec 100 microlitres de tampon salin pour insectes. Collectez les intestins moyens de six cafards dans le même tube. Ensuite, faites tourbillonner le tube pendant 10 secondes.Ensuite, centrifugez le mélange pendant 10 minutes pour séparer les hémocytes et les tissus intestinaux. Ensuite, transférez le surnageant dans un tube de microcentrifugation propre et ajustez la concentration à six milligrammes de protéines par microlitre. Les lipoplexes d’ARN double brin doivent être utilisés dans l’heure qui suit la préparation.Lors de leur préparation, assurez-vous de combiner en même temps tout le réactif dilué avec l’ARN double brin dilué. Ensuite, vortex rapidement et incubez le mélange. Une fois prêt, mélangez quatre microlitres de la solution d’ARN double brin avec 10 microlitres de tampon salin d’insecte comme contrôle, ou mélangez-le avec 10 microlitres d’enzymes extraites de l’hémolymphe ou du jus de l’intestin moyen.Ensuite, faites un contrôle inhibé par une enzyme en ajoutant deux microlitres d’EGTA. Sinon, ajoutez deux microlitres d’eau sans RNase. Ensuite, incubez les échantillons pendant une heure ou plus à 25 degrés Celsius.Après l’incubation, ajoutez 200 microlitres de réactif d’extraction et 40 microlitres de chloroforme, puis vortex. Ensuite, centrifugez les échantillons pendant 10 minutes. Ensuite, transférez 150 microlitres de chaque surnageant dans un nouveau tube et précipitez l’ARN double brin de chaque échantillon en ajoutant 150 microlitres d’isopropanol et en incubant les échantillons sur de la glace pendant 15 minutes.Après l’incubation, centrifugez à nouveau les échantillons et jetez le surnageant. Ensuite, lavez deux fois les granulés d’ARN en ajoutant 200 microlitres d’éthanol à 70 % à chaque granulé et en centrifugeant le tube. Après le deuxième lavage, séchez les granulés d’ARN double brin à l’aide d’un concentrateur centrifuge sous vide pendant trois minutes.Ensuite, mettez les granulés en suspension dans 10 microlitres d’eau sans RNase. Enfin, vérifiez l’intégrité de l’ARN double brin traité à l’aide d’un gel d’agarose à 1,5 %. Nourrissez les cafards deux fois par jour, une heure après l’allumage des lumières et une heure avant l’extinction des lumières.Faites-le pendant huit ou 16 jours sans pause. Pendant ce temps, les cafards devraient être privés d’eau. Pour l’alimentation, ayez à disposition des lipoplexes d’ARN double brin fraîchement préparés et de l’ARN double brin nu.Pour le bolus, utiliser avec quatre microlitres de lipoplexes d’ARN double brin ou 250 nanogrammes d’ARN double brin nu. Pour nourrir un cafard, saisissez-le d’abord par les ailes à l’aide d’une pince flexible. Ne saisissez pas les parties du corps d’un cafard.Ensuite, pipetez lentement la gouttelette de solution près des pièces buccales et observez le cafard ingérer la gouttelette. Après le dernier repas, fournissez des bouteilles d’eau aux cafards. Tout au long de la période d’alimentation, évaluez quotidiennement les insectes pour vérifier s’il n’y a pas de mortalité et retirez les cafards qui ne bougent plus de l’expérience.L’administration orale continue de lipoplexes à double brin a permis de réduire l’expression de la tubuline dans l’intestin moyen de 40 % au neuvième jour à 60 % au 17e jour. En comparaison, l’ARN double brin nu n’a eu aucun effet. Cela est probablement dû au fait que l’exposition de l’ARN double brin nu au jus de l’intestin moyen a entraîné une dégradation en l’heure, tandis que l’ARN double brin conjugué aux liposomes est resté stable.Non seulement les niveaux d’ARN ont diminué, mais l’alimentation continue des lipoplexes d’ARN double brin de tubuline a également entraîné une létalité significative. Il est peu probable que cela soit dû au vecteur, car les lipoplexes transportant l’ARN double brin vers l’EGFP n’ont entraîné aucune létalité. Lors de la tentative de ce système d’administration orale d’interférence ARN, il est important d’effectuer une alimentation continue d’ARN double brin pendant plusieurs jours.Une fois maîtrisé, l’étape d’alimentation peut se faire en deux minutes par insecte si elle est bien exécutée. Si nécessaire, différentes formulations de nanoparticules de liposomes peuvent être appliquées pour améliorer la procédure d’alimentation et l’efficacité de l’ARNi. En fin de compte, cette technique a permis aux chercheurs dans le domaine de la lutte antiparasitaire d’explorer de nouvelles stratégies de lutte à l’aide de l’ARNi.

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