Name: Utilisation pratique de l’interférence d’ARN : l’administration orale d’ARN Double brin dans Liposome transporteurs pour les blattes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-01T14:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 26 s
Description: Découvrez l'interférence d'ARN par ingestion orale d'ARN double brin encapsulé dans des liposomes pour contrôler les blattes. Cette méthode permet d'étudier le silençage génique dans l'intestin moyen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Cette étude a été financée par des subventions de Taiwan (ministère de la Science et la technologie, plus 100-2923-B-002-002-MY3 et 106-2313-B-002-011-MY3 à H.J.L.), la République tchèque (subvention Agence de Bohême du sud Université, Gamal accorder 065/2017/P à Y.H.L) et (Espagne) Ministère espagnol de l’économie et la compétitivité, subventions CGL2012-36251 et CGL2015-64727-P X.B., et le gouvernement Catalan, accorder 2014 SGR / 619 à X.B.) ; Il a également reçu un soutien financier du Fonds européen pour le développement économique et régional (fonds FEDER à X.B.).

1. synthèse et préparation d’ARNdb
<ol><li>Identifier les sites dsRNA de cibles dans la région non traduite en 3' des gènes cibles. Le dsTub est utilisé pour cibler le gène α-tubuline (tub) (numéro de GenBank accession : KX228233), et dsEGFP comme un contrôle négatif dsRNA est conçu à partir de la séquence d’une protéine de fluorescence verte (EGFP ; Numéro d’accession GenBank : LC311024).</li>
	<li>Effectuer l’amplification par PCR standard pour synthétiser les modèles dsRNA avec des amorces de gène-spécifique contenant la séquence du promoteur T7 (5'-TAATACGACTCACTATAGGG-3'). Les conditions d’amplification PCR et les informations d’apprêt utilisé sont celles rapportées par Lin et al. (2017) 12 (voir Table des matières).</li>
	<li>Procéder à la préparation de dsRNA utilisant une Transcription T7 Kit (voir Table des matières), suivant les instructions du fabricant. Remarque : Pour obtenir la quantité élevée de dsRNA, mélanger deux réactions dans un tube (au total 40 µL) et incuber à 37 ° C pendant la nuit.</li>
	<li>Ajouter 2 µL de DNase (voir Table des matières) dans des échantillons de dsRNA pendant 15 min à 37 ° C à digérer l’ADN modèles.</li>
	<li>Ajouter 200 µL de réactif d’extraction (voir Table des matières) et chloroforme 40 µL, puis vortexer.</li>
	<li>Centrifuger pendant 10 min à 13 000 x g à 4 ° C, puis recueillir le surnageant (150 µL) dans un nouveau tube de microcentrifuge.</li>
	<li>Précipiter les ARNdb en ajoutant 150 µL isopropanol et incuber pendant 15 minutes sur la glace.</li>
	<li>Centrifuger à 13 000 x g à 4 ° C pendant 15 minutes, puis enlever le surnageant.</li>
	<li>Ajouter 200 µL de l’éthanol à 70 % à laver dsRNA granulés. Centrifugation pendant 10 min à 13 000 x g à 4 ° C.</li>
	<li>Enlever l’éthanol et répéter les étapes de lavage de l’éthanol.</li>
	<li>Supprimer l’éthanol et les granulés secs dsRNA par centrifuges concentrateurs sous vide pendant 3 min, puis remettre en suspension les ARNdb eau exempte de RNase.</li>
	<li>Déterminer la quantité de l’ARNdb purifiée à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis de micro-volume (voir Table des matières) selon les instructions du fabricant et de s’adapter à la concentration désirée (par exemple, 0,25 µg/µL pour la préparation de dsRNA lipoplexes).</li>
	<li>Stocker les échantillons de dsRNA à-20 ° C pendant 3 mois.</li>
</ol>2. préparation d’ARNdb Lipoplexes
<ol><li>Diluer 4 µL de réactif de la transfection (voir Table des matières) en ajoutant 4 µL de solution de glucose à 5 %. Diluer 4 µL de l’ARNdb (1 µg) en ajoutant 4 µL de solution de glucose à 5 %.</li>
	<li>Ajouter la solution de réactif dilué liposome immédiatement dans la solution diluée de dsRNA tout à la fois. Vortex brièvement pour mélanger, puis incuber pendant 15 min à 25 ° C. Remarque : Ne pas mélanger les solutions dans l’ordre inverse.</li>
	<li>Les lipoplexes ARNdb sont prêts à l’emploi. Utiliser dans 1 heure de préparation et mettre au rebut après 1 heure. Remarque : Selon les instructions du fabricant, les lipoplexes doit être utilisé dès que possible.</li>
</ol>3. perception des Enzymes extracellulaires de l’hémolymphe et Midgut jus
<ol><li>
Insecte tampon salin (stock de x 10)
	<ol>
<li>Mélanger 900 mL eau bidistillée à 109,3 g NaCl, 15,7 g KCl, 6,3 g de CaCl2et 8,3 g MgCl2·6H2O.</li>
		<li>Ajuster le pH à 6,8 et compléter à 1 000 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Collection de l’hémolymphe
	<ol>
<li>Anesthésier les cafards sur la glace jusqu'à ce qu’ils ne bougent pas pendant 3 min.</li>
		<li>Maintenez la blatte avec deux doigts (pouce et index) et augmentez la face ventrale de la blatte.</li>
		<li>Le ciseaux de dissection permet de couper l’extrémité d’une coxa d’une patte arrière. Remarque : Couper l’intersection connectée entre la coxa et trochanter. L’excision de l’autre partie de coxa était moins efficace pour collecter l’hémolymphe.</li>
		<li>Presser l’abdomen doucement avec le doigt du milieu et recueillir l’hémolymphe des saignements de l’incision avec une micropipette 10 µL.</li>
		<li>Piscine de l’hémolymphe de plusieurs cafards (5 personnes) dans un tube de microcentrifuge. Remarque : Garder les tubes de microcentrifuge sur glace pour empêcher la mélanisation. Le volume moyen de l’hémolymphe provenant d’un cafard masculin est 2-3 µL.</li>
		<li>Tournez en bas l’hémolymphe brièvement avec une centrifugeuse de paillasse pendant 10 s.</li>
		<li>Transférer le volume souhaité de l’hémolymphe (c.-à-d., 10 µL) et le mélanger avec 50 µL de tampon saline au x insectes 1.</li>
		<li>Centrifuger pendant 10 min à 1 000 x g à 4 ° C, pour filer vers le bas hémocytes. Transférer le surnageant dans un tube de microcentrifuge propre.</li>
		<li>Quantifier la concentration de protéines totales à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis de micro-volume en mesurant A28015.</li>
		<li>Ajuster chaque échantillon pour avoir la même concentration de protéine (6 µL/mg de protéine totale).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Collection de jus strié
	<ol>
<li>Anesthésier les cafards sur la glace. Fixer les cafards face ventrale vers le haut sur la plaque de dissection avec tampon saline au insectes froid 1 x à l’aide d’épingles à insectes.</li>
		<li>Disséquer l’abdomen avec des pinces fines. Enlever l’intestin entier (y compris l’intestin avant, milieu et arrière) pour un plat frais avec 1 x tampon saline insecte.</li>
		<li>Enlever l’intestin avant et arrière et transférer rapidement l’intestin moyen dans un tube de microcentrifuge qui contient 100 µL de tampon saline insectes.</li>
		<li>La piscine de l’intestin moyen de six cafards dans le même tube et vortexer pendant 10 s.</li>
		<li>Centrifuger pendant 10 min à 1 000 x g à 4 ° C, pour filer vers le bas les hémocytes et les tissus de l’intestin. Transférer le surnageant dans un tube de microcentrifuge propre.</li>
		<li>Quantifier la concentration de protéines totales à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis de micro-volume en mesurant A28015.</li>
		<li>Ajuster chaque échantillon pour avoir la même concentration de protéine (6 µL/mg de protéine totale).</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. dsRNA dégradation Assay
<ol><li>Fraîchement préparer 4 µL de l’ARNdb nu ou dsRNA lipoplexes (1 µg).</li>
	<li>Mélanger dsRNA enzymes de solutions avec 10 µL de tampon saline insecte (contrôle), extraites de l’hémolymphe, ou de l’intestin moyen le jus.</li>
	<li>Ajouter 2 µL de EGTA (20 mM) ou de l’eau exempte de RNase pour séparer les échantillons sous forme de contrôles pour l’inhibition de l’activité enzymatique.</li>
	<li>Incuber pendant 1 heure ou plus long (6, 12 ou 24 heures) à 25 ° C.</li>
	<li>Ajouter 200 µL de réactif d’extraction et de 40 µL chloroforme, puis vortexer.</li>
	<li>Centrifuger pendant 10 min à 13 000 x g à 4 ° C, puis recueillir le surnageant (150 µL) dans un nouveau tube de microcentrifuge.</li>
	<li>Précipiter les ARNdb en ajoutant 150 µL isopropanol et incuber pendant 15 minutes sur la glace.</li>
	<li>Centrifuger à 13 000 x g à 4 ° C pendant 15 minutes, puis enlever le surnageant.</li>
	<li>Ajouter 200 µL de l’éthanol à 70 % à laver dsRNA granulés. Centrifugation pendant 10 min à 13 000 x g à 4 ° C.</li>
	<li>Enlever l’éthanol et répéter les étapes de lavage de l’éthanol.</li>
	<li>Supprimer l’éthanol et les granulés secs dsRNA par centrifuges concentrateurs sous vide pour 3 min. remettre dsRNA avec de l’eau exempte de RNase 10 µL.</li>
	<li>Vérifier l’intégrité des traités dsRNA par électrophorèse sur un gel d’agarose de 1,5 %.</li>
</ol>5. orale d’ARNdb
<ol><li>Maintenir les cafards sur une alimentation ad libitum de nourriture sèche (dog ChowMD). Priver d’eau les blattes un jour avant les expériences de dsRNA ingestion.</li>
	<li>Tenez un cafard en saisissant ses ailes avec la pince flexible (Figure 1, échelon 5). Remarque : Ne prenez pas les parties du corps de cafards.</li>
	<li>Préparer les lipoplexes dsRNA, ainsi que dsRNA nu, destinés à l’alimentation, tel que décrit à l’article 2. Remarque : Les lipoplexes dsRNA devrait être fraîchement préparées avant la tétée.</li>
	<li>4 µL d’ARNdb lipoplexes ou dsRNA nu d’alimentation (250 ng) avec une micropipette.</li>
	<li>Lentement pipette la goutte de la solution de dsRNA à proximité les pièces buccales de cafards et laissez les cafards ingèrent la gouttelette complètement.</li>
	<li>Réaliser les expériences de l’ingestion deux fois par jour (1 h après s’allume et 1 h avant les lumières) pour 8 jours ou 16 jours en continu. Remarque : Tous les cancrelats acquis l’eau que par le biais d’une alimentation manuelle avec dsRNA réactifs de solution ou de contrôle (par exemple, eau gratuite nucléase, solution de glucose et réactif aux liposomes) au cours d’expériences de l’ingestion.</li>
	<li>Fournir des bouteilles d’eau pour les cafards après 16 jours d’ingestion d’ARNdb expériences.</li>
</ol>6. évaluer le Knockdown
<ol><li>Au moment choisi points (2, 9 et 17 jours après l’essai d’ingestion de dsRNA), collecter les insectes traités dsEGFP et dsTub et disséquer les tissus choisis (par exemple, de l’intestin moyen).</li>
	<li>Effectuer une PCR en temps réel quantitative (qRT-PCR). Les qRT-PCR amplification conditions et les informations d’apprêt tel que rapporté par Lin et coll.. (2017) 12.</li>
	<li>Évaluer le contrôle et les insectes de dsRNA-traités quotidiennement pour vérifier la mortalité et supprimer les cafards qui ne sont plus mobiles.</li>
</ol>

<ol><li>Hammond, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dicing+and+slicing%3A+The+core+machinery+of+the+RNA+interference+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">Dicing and slicing: The core machinery of the RNA interference pathway.</a> FEBS Lett. 579, 5822-5829 (2005).</li>
<li>Bellés, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+drosophila%3A+RNAi+in+vivo+and+functional+genomics+in+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Beyond drosophila: RNAi in vivo and functional genomics in insects.</a> Annu. Rev. Entomol. 55, 111-128 (2010).</li>
<li>Wynant, N., Santos, D., Vanden Broeck, J. Chapter Five - Biological Mechanisms Determining the Success of RNA Interference in Insects. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/journal/19376448/312">International Review of Cell and Molecular Biology</a>. Jeon, K. W. 312, Academic Press. 139-167 (2014).</li>
<li>San Miguel, K., Scott, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+next+generation+of+insecticides%3A+dsRNA+is+stable+as+a+foliar-applied+insecticide%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manag.+Sci%22%5BJournal%5D)">The next generation of insecticides: dsRNA is stable as a foliar-applied insecticide.</a> Pest Manag. Sci. 72, 801-809 (2016).</li>
<li>Scott, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+the+elements+of+successful+insect+RNAi%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Towards the elements of successful insect RNAi.</a> J. Insect Physiol. 59, 1212-1221 (2013).</li>
<li>Joga, M. R., Zotti, M. J., Smagghe, G., Christiaens, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNAi+efficiency%2C+systemic+properties%2C+and+novel+delivery+methods+for+pest+insect+control%3A+What+we+know+so+far%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Physiol%22%5BJournal%5D)">RNAi efficiency, systemic properties, and novel delivery methods for pest insect control: What we know so far.</a> Front. Physiol. 7, (2016).</li>
<li>Garbutt, J. S., Bellés, X., Richards, E. H., Reynolds, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistence+of+double-stranded+RNA+in+insect+hemolymph+as+a+potential+determiner+of+RNA+interference+success%3A+Evidence+from+Manduca+sexta+and+Blattella+germanica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Persistence of double-stranded RNA in insect hemolymph as a potential determiner of RNA interference success: Evidence from Manduca sexta and Blattella germanica.</a> J. Insect Physiol. 59, 171-178 (2013).</li>
<li>Arimatsu, Y., Kotani, E., Sugimura, Y., Furusawa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+characterization+of+a+cDNA+encoding+extracellular+dsRNase+and+its+expression+in+the+silkworm%2C+Bombyx+mori%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochem.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Molecular characterization of a cDNA encoding extracellular dsRNase and its expression in the silkworm, Bombyx mori.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 37, 176-183 (2007).</li>
<li>Wang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variation+in+RNAi+efficacy+among+insect+species+is+attributable+to+dsRNA+degradation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochem.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Variation in RNAi efficacy among insect species is attributable to dsRNA degradation in vivo.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 77, 1-9 (2016).</li>
<li>Wynant, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification%2C+functional+characterization+and+phylogenetic+analysis+of+double+stranded+RNA+degrading+enzymes+present+in+the+gut+of+the+desert+locust%2C+Schistocerca+gregaria%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochem.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Identification, functional characterization and phylogenetic analysis of double stranded RNA degrading enzymes present in the gut of the desert locust, Schistocerca gregaria.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 46, 1-8 (2014).</li>
<li>Huang, J. -H., Belles, X., Lee, H. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+characterization+of+hypertrehalosemic+hormone+receptor+in+relation+to+hemolymph+trehalose+and+to+oxidative+stress+in+the+cockroach+Blattella+germanica%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Functional characterization of hypertrehalosemic hormone receptor in relation to hemolymph trehalose and to oxidative stress in the cockroach Blattella germanica.</a> Exp. Endocrinol. 2, 114(2012).</li>
<li>Lin, Y. -H., Lee, C. -M., Huang, J. -H., Lee, H. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+regulation+of+permethrin+susceptibility+by+glutathione+S-transferase+%28BgGSTD1%29+in+the+German+cockroach+%28Blattella+germanica%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Circadian regulation of permethrin susceptibility by glutathione S-transferase (BgGSTD1) in the German cockroach (Blattella germanica).</a> J. Insect Physiol. 65, 45-50 (2014).</li>
<li>Lozano, J., Kayukawa, T., Shinoda, T., Belles, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+role+for+taiman+in+insect+metamorphosis%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Genet%22%5BJournal%5D)">A role for taiman in insect metamorphosis.</a> PLOS Genet. 10, 1004769(2014).</li>
<li>Lozano, J., Montañez, R., Belles, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MiR-2+family+regulates+insect+metamorphosis+by+controlling+the+juvenile+hormone+signaling+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">MiR-2 family regulates insect metamorphosis by controlling the juvenile hormone signaling pathway.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 112, 3740-3745 (2015).</li>
<li>Lin, Y. -H., Huang, J. -H., Liu, Y., Belles, X., Lee, H. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral+delivery+of+dsRNA+lipoplexes+to+German+cockroach+protects+dsRNA+from+degradation+and+induces+RNAi+response%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manag.+Sci%22%5BJournal%5D)">Oral delivery of dsRNA lipoplexes to German cockroach protects dsRNA from degradation and induces RNAi response.</a> Pest Manag. Sci. 73, 960-966 (2017).</li>
<li>Gharavi, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chiral+cationic+polyamines+for+chiral+microcapsules+and+siRNA+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorg.+Med.+Chem.+Lett%22%5BJournal%5D)">Chiral cationic polyamines for chiral microcapsules and siRNA delivery.</a> Bioorg. Med. Chem. Lett. 23, 5919-5922 (2013).</li>
<li>Whyard, S., Singh, A. D., Wong, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ingested+double-stranded+RNAs+can+act+as+species-specific+insecticides%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochem.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Ingested double-stranded RNAs can act as species-specific insecticides.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 39, 824-832 (2009).</li>
<li>Luo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+responses+of+migratory+locusts+to+systemic+RNA+interference+via+double-stranded+RNA+injection+and+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Differential responses of migratory locusts to systemic RNA interference via double-stranded RNA injection and feeding.</a> Insect Mol. Biol. 22, 574-583 (2013).</li>
<li>Liu, J., Smagghe, G., Swevers, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+response+of+BmToll9-1+and+RNAi+machinery+genes+to+exogenous+dsRNA+in+the+midgut+of+Bombyx+mori%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transcriptional response of BmToll9-1 and RNAi machinery genes to exogenous dsRNA in the midgut of Bombyx mori.</a> J. Insect Physiol. 59, 646-654 (2013).</li>
<li>Airs, P. M., Bartholomay, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+interference+for+mosquito+and+mosquito-borne+disease+control%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">RNA interference for mosquito and mosquito-borne disease control.</a> Insects. 8, 4(2017).</li>
<li>Taning, C. N. T., et al. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10340-016-0736-9">Oral RNAi to control Drosophila suzukii: Laboratory testing against larval and adult stages.</a> J. Pest Sci. 89, 803-814 (2016).</li>
<li>Wu, S. Y., McMillan, N. A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipidic+systems+for+in+vivo+siRNA+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22AAPS+J%22%5BJournal%5D)">Lipidic systems for in vivo siRNA delivery.</a> AAPS J. 11, 639-652 (2009).</li>
<li>Tam, Y. Y. C., Chen, S., Cullis, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+lipid+nanoparticles+for+siRNA+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Advances in lipid nanoparticles for siRNA delivery.</a> Pharmaceutics. 5, 498-507 (2013).</li>
<li>Xia, Y., Tian, J., Chen, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+surface+properties+on+liposomal+siRNA+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Effect of surface properties on liposomal siRNA delivery.</a> Biomaterials. 79, 56-68 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole présente une méthode pour RNAi efficace par administration orale de dsRNA lipoplexes, impliquant la protection contre la digestion de la ribonucléase dans le jus de l’intestin moyen de la blatte germanique. Comme indiqué dans d’autres études dans diverses espèces d’insectes, l’effet de RNAi pauvre par administration orale de dsRNA est principalement expliquée par la dégradation de l’ARNdb8,9,10. Ce protocole produit...

Arni a été démontrée comme une méthode efficace pour l’expression des gènes knockdown au moyen d’un mécanisme d’une voie de silencieux post-transcriptionnelle déclenchée par les molécules de dsRNA dans nombreux eucaryotes1. Ces dix dernières années d’étude, l’ARNi est devenu un outil utile pour étudier les fonctions des gènes du développement au comportement en appauvrissant l’expression de gènes spécifiques par injection et/ou alimentation d’ARNdb dans divers taxons d’insectes2,3. En raison de la spécificité et la robustesse de l’appauvrissant la couche d’effet, l’application de l’ARNi est actuellement considérée comme une stratégie potentielle de pest control management4,5. Cependant, l’efficacité de l’ARNi varie considérablement entre les espèces d’insectes, selon les différents gènes ciblés et les méthodes de livraison. Un corps croissant d’évidence suggère que l’instabilité des ARNdb, qui est dégradée par les ribonucléases, est un facteur critique dans l’efficacité limitée des Arni5,6. Par exemple, la faible sensibilité de l’ARNi dans Manduca sexta a été expliquée par le fait que l’ARNdb mélangé à l’hémolymphe était rapidement dégradé dans 1 heure7. De même, la présence des nucléases alcalines dans l’intestin moyen, qui efficacement dégrader dsRNA ingéré, est fortement corrélée à faible efficacité de RNAi dans des ordres différents insectes8,9,10.
L’administration orale de dsRNA est particulièrement intéressante pour l’application de l’ARNi dans une stratégie de lutte antiparasitaire, mais une méthode pour retarder la dégradation de l’ARNdb par les nucléases dans l’intestin n'a pas encore été développée, qui aurait le potentiel d’assurer efficacement ARNi en se nourrissant. Toutefois, le problème de blocage de l’ARNi pour administration orale de dsRNA a été signalé par la grande quantité de dsRNA, par exemple 50 µg du Bombyx mori, d’alimentation ou d’alimentation sans interruption pendant 8 jours (8 µg dsRNA au total) chez les espèces de criquets. La blatte germanique, Blatella germinica, est très sensible aux Arni par l’injection d’ARNdb11,12,13,14, mais ne répondre pas aux ARNdb en se nourrissant. Récemment, Lin et al. (2017) ont démontré que dsRNA encapsulés avec résultats porteurs liposome dans RNAi réussie à knockdown l’expression du gène α-tubuline dans l’intestin moyen et déclencher une mortalité significative de la blatte germanique15. Comme la dégradation des ARNdb dans l’intestin moyen est le facteur limitant pour RNAi orale, les transporteurs de liposome servent de véhicule pour protéger dsRNA de dégradation, qui est facilement applicable chez d’autres insectes avec activités nucléase forte dans le tube digestif. À noter, la raison d’avoir choisi le réactif de transfection particulière (voir Table des matières), nous avons utilisé comme transporteur de liposome dans le protocole actuel, c’est qu’il a été testé pour la transfection de cellules insectes ligne avec moins de toxicité, conformément à la instructions du fabricant. D’après la comparaison des systèmes de transfection différentes liposome Gharavi et al. (2013) 16, l’efficacité de transfection des petits ARN interférents (siARN) est approximativement la même entre ceci et d’autres systèmes disponibles dans le commerce qui ont été utilisés pour les systèmes de livraison de dsRNA dans autres insectes17,18 . De plus, notre méthode d’alimentation est assez prudent afin d’assurer une quantité suffisante de dsRNA est ingérée par chaque cafard, et que les résultats sont robustes et confirmés. En résumé, le présent protocole et les résultats démontrent qu’à l’aide de dsRNA lipoplexes améliore la stabilité de l’ARNdb et ouvre la voie à la conception de l’administration orale de stratégie de l’ARNi, qui est une approche prometteuse pour la lutte contre les ravageurs à l’avenir.

<table><tbody><tr><td>GenJe Plus ADN réactif de transfection in vitro</td><td>SignaGen</td><td>SL100499</td><td>pour la préparation de lipoplexes</td></tr><tr><td>Blend Taq plus</td><td>TOYOBO&nbsp ;</td><td>BTQ-201</td><td>pour PCR</td></tr><tr><td>Fast SYBR Green Master Mix</td><td>ABI&nbsp ;</td><td>4385612</td><td>pour qPCR</td></tr><tr><td>FirstChoice RLM-RACE Kit</td><td>Invitrogen</td><td>AM1700</td><td>pour l’identification UTR 3'&nbsp ;</td></tr><tr><td>MEGAscript T7 Transcription Kit</td><td>Invitrogen</td><td>AMB13345</td><td>pour la synthèse de l’ARNdb</td></tr><tr><td>TURBO DNase</td><td>Invitrogen</td><td>AM2239</td><td>supprimer la matrice d’ADN de l’ARNdb</td></tr><tr><td>TRIzol</td><td>Invitrogen</td><td>15596018</td><td>pour l’extraction de l’ARNdb ou de l’ARN total</td></tr><tr><td>RQ1 DNase sans RNase</td><td>Promega</td><td>M6101</td><td>supprimer la matrice d’ADN de l’ARN total&nbsp ;</td></tr><tr><td>chloroforme&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C2432</td><td>pour l’extraction de l’ARNdb ou de l’ARN total</td></tr><tr><td>2-Propanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I9516</td><td>pour l’extraction de l’ARNdb ou de l’ARN total</td></tr><tr><td>Éthanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>24102</td><td>pour l’extraction de l’ARNdb ou de l’ARN total</td></tr><tr><td>Pyrocarbonate de diéthyle, DEPC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5758</td><td>pour la préparation de l’eau sans RNase</td></tr><tr><td>Solution de glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G3285</td><td>pour la préparation de lipoplexes</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium, NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td>Formule tampon saline pour insectes</td></tr><tr><td>Chlorure de potassium, KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td>Formule tampon salin pour insectes</td></tr><tr><td>Chlorure de calcium, CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1016</td><td>Formule</td></tr> <tr><td>tampon salin pour insectesChlorure de magnésium hexahydraté, MgCl2.6H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2670</td><td>insecte sérum sérum</td></tr><tr><td>formule EGTA&nbsp ;</td><td>Inhibiteur</td> <td>de l’enzyme Sigma-Aldrich</td><td>E3889</td></tr><tr><td>ciseaux de dissection</td><td>F.S.T.</td><td></td><td>dissection cafard</td></tr> pince <tr><td>à épiler fine</td><td>F.S.T.</td><td></td><td>dissection de cafards</td></tr><tr><td>pince à épiler flexible</td><td>F.S.T.</td><td></td><td>Holding de cafards&nbsp ;</td></tr><tr><td>pipetman</td><td>RAININ</td><td>P10</td><td>préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>microtube à centrifuger</td><td>Axygen</td><td>MCT175C, PCR02C</td><td>préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>pointe de pipette&nbsp ;</td><td>Axygen</td><td></td><td>préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>vortexter</td><td>Digisystem</td><td>vm1000</td><td>préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>Minispin centrifugeuse</td><td>The Gruffin Group</td><td>GMC 206</td><td>pour le spin down liquide&nbsp ;</td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td>ALC</td><td>PK121R</td><td>Préparation d’échantillons</td></tr><tr><td>pH mètre&nbsp ;</td><td>JENCO</td><td>6071</td> pour spectrophotomètre micro-volume <td>d’ajustement du pH</td></tr><tr><td></td><td>Quawell</td><td>Q3000</td><td>PCR quantitative d’acide nucléique</td></tr><tr><td>Thermocycleur</td><td>ABI&nbsp ;</td><td>2720</td><td>pour la PCR matrice ou&nbsp ; l’incubation de la synthèse de dsRNA&nbsp ;</td></tr><tr><td>PCR quantitative en temps réel</td><td>ABI&nbsp ;</td><td>StepOne plus</td> Concentrateurs <td>Centrifuges à Vide Quantitatif</td></tr><tr><td></td><td>eppendorf</td><td>5301</td><td>pour l’extraction d’ARNdb ou d’ARN total</td></tr><tr><td>Multipette&nbsp ;</td><td>eppendorf</td><td>xstream</td><td>pour le chargement d’échantillons PCR en temps réel&nbsp ;</td></tr><tr><td>Agarose I</td><td>amresco</td><td>0710</td><td>pour l’électrophorèse des acides nucléiques</td></tr><tr><td>gène de la cuve specfifc preimer</td><td>avant tri-I biotech</td><td></td><td>GGG ACA AGC CGG AGT GCA GA</td></tr><tr><td>tub gène specfifc reverse preimer</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>TCC TGC TCC TGT CTC GCT GA</td></tr><tr><td>dsTub modèle amorce avant</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGA CAA GCC GGA GTG CAG&nbsp ;</td></tr><tr><td>dsTub modèle inversé amorce</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT CCT GCT CCT GTC TCG CTG&nbsp ;</td></tr><tr><td>dsEGFP modèle preimer avant</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT ATG GTG AGC AAG GGC GAG GAG</td></tr><tr><td>dsEGFP modèle preimer</td><td>inversé tri-I biotech</td><td></td><td>TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT GGC GGA TCT TGA AGT CC</td></tr><tr><td>tub qPCR amorce avant</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>GGA GCG CAT CAG GAA ACT GGC</td></tr><tr><td>tub qPCR reverse preimer</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>CCA CAG ACA GCC TCT CCA TGA GC</td></tr><tr><td>ef1 qPCR amorce avant</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>CGC TTG AGG AAA TCA AGA AGG A</td></tr><tr><td>ef1 qPCRreverse preimer</td><td>tri-I biotech</td><td></td><td>CCT GCA GAG GAA GAC GAA</td></tr></tbody></table> G

utilisation pratique de l’interférence d’arn : l’administration orale d’arn double brin dans liposome transporteurs pour les blattes

Practical Use of RNA Interference: Oral Delivery of Double-stranded RNA in Liposome Carriers for Cockroaches

L’interférence ARN (ARNi) a été largement appliqué pour découvrir les fonctions biologiques de nombreux gènes et il a été envisagé comme un outil de contrôle antiparasitaire marche par perturbation de l’expression des gènes essentiels. Bien que différentes méthodes, telles que l’injection, d’alimentation et de trempage, ont été signalés pour la mise en œuvre réussie de l’ARN double brin (dsRNA), l’efficacité de l’ARNi par administration orale de dsRNA est très variable entre les différents groupes d’insectes. La blatte germanique, Blattella germanica, est très sensible à l’injection d’ARNdb, comme en témoignent de nombreuses études publiées précédemment. La présente étude décrit une méthode pour démontrer que dsRNA encapsulé avec des transporteurs de liposome est suffisant pour retarder la dégradation de l’ARNdb par jus de l’intestin moyen. Notamment, l’alimentation continue des dsRNA encapsulé de liposomes significativement réduit l’expression de la tubuline dans l’intestin moyen et a causé la mort de cafards. En conclusion, la formulation et l’utilisation de lipoplexes dsRNA, qui protègent les ARNdb contre nucléases, pourraient être une utilisation pratique de l’ARNi pour le contrôle des insectes nuisibles à l’avenir.

Un schéma simplifié du protocole pour l’administration orale de dsRNA est présenté dans la Figure 1, où figurent les principales étapes pour la préparation de dsRNA lipoplexes.
Afin d’étudier la protection accordée par les transporteurs aux liposomes à la dégradation de l’ARNdb dans le jus de l’intestin moyen de b. germanica, un test ex vivo où dsTub lipoplexes sont incubées avec d...

Ce manuscrit montre l’épuisement d’expression de gène dans l’intestin moyen de la blatte germanique par ingestion orale de l’ARN double brin encapsulée dans des liposomes.

Utilisation pratique de l’interférence d’ARN : l’administration orale d’ARN Double brin dans Liposome transporteurs pour les blattes

RNA interference (RNAi) has been widely applied for uncovering the biological functions of numerous genes, and has been envisaged as a pest control tool ...

L’objectif global de ce protocole est d’appauvrir l’expression génique dans l’intestin des cafards en utilisant l’interférence ARN via l’ingestion orale d’ARN double brin encapsulé dans des transporteurs de liposomes. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le développement de nouvelles méthodes de lutte antiparasitaire, telles que l’élimination de gènes essentiels en plein champ peut-elle tuer les ravageurs ? Le principal avantage de cette technique est que le liposome protège l’ARN double brin spécifique du gène pour assurer sa livraison à la cellule cible.Jia-Hsin Huang, post-doctorante, et Yun Liu, un technicien de mon laboratoire, feront la démonstration de la procédure. Pour commencer, anesthésez les cafards sur de la glace jusqu’à ce qu’ils ne bougent plus pendant trois minutes. Ensuite, ramassez un insecte à l’aide du pouce et de l’index pour accéder à sa face ventrale.Ensuite, utilisez des ciseaux à disséquer pour couper le bout d’une coxa d’une patte arrière entre la coxa et le trochanter. La coupe ailleurs sur la coxa est moins efficace pour les collections d’hémolymphe. Maintenant, placez une micropipette de 10 microlitres sur l’incision et pressez

practical-use-rna-interference-oral-delivery-double-stranded-rna

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

ARN interférence a été prouvé très efficace pour analyser la fonction des gènes...

Interférences ARNi par injection dans les ARNdb Drosophile Embryons

Nous décrivons ici une procédure pour inhiber la fonction des gènes chez les moustiques vecteurs de la maladie grâce à l'utilisation de chitosane / interférer nanoparticules d'ARN qui sont ingérés par les larves.

Chitosane / ARN interférant nanoparticules Mediated Gene Silencing dans la maladie vectorielle larves de moustiques

Ici, nous présentons des protocoles d'élevage un coléoptère intermédiaire germe, Dermestes maculatus (D. maculatus) dans le laboratoire. Nous partageons également des protocoles pour l'embryon et des parents ARNi et méthodes pour l'analyse des phénotypes embryonnaires pour étudier la fonction des gènes de cette espèce.

L'élevage et d'ARN double brin médiée Gene Knockdown dans le Hide Beetle, Dermestes maculatus

Cet article explique les nouvelles techniques mises au point pour l’administration orale de l’ARN double brin (dsRNA) à travers les tissus vasculaires des plantes pour l’interférence ARN (ARNi) en sève nourrir les insectes.

Méthodes de prestation orale ARN double-brin d’induire l’interférence d’ARN dans le phloème et insectes hémiptères plante-sap-alimentation

Ce protocole décrit une méthode de microinjection que nous avons normalisé et utilisé depuis plusieurs années à livrer des quantités d’acides nucléiques spécifiques directement à l’hémolymphe des moustiques et des mouches domestiques. Ce protocole se traduit par la mortalité injection minime et permet des mesures de dose en corrélation de la fécondité.

DsRNA reproductible Microinjection et bioessais sur la ponte chez les moustiques et les mouches domestiques

L’interférence de l’ARN est une technique puissante et largement applicable pour manipuler l’expression des gènes à des stades de développement spécifiques. Ici, nous décrivons les étapes nécessaires pour mettre en œuvre cette technique dans le coléoptère de plongée aquatique Thermonectus marmoratus, de l’acquisition de séquences génétiques à l’effondrement des gènes qui affectent la structure ou le comportement.

Interférence de l’ARN dans les coléoptères aquatiques comme un outil puissant pour manipuler l’expression des gènes à des points de temps de développement spécifiques

L’administration orale d’ARNd produit par des bactéries, une méthode d’administration de l’interférence ARN (ARNi) couramment utilisée chez Caenorhabditis elegans, a été appliquée avec succès ici aux moustiques adultes. Notre méthode permet des études robustes de génétique inverse et des études de vecteurs bloquant la transmission sans l’utilisation de l’injection.

Administration efficace d’interférence ARN orale (ARNi) aux moustiques anophèles gambiens adultes

Le présent protocole décrit des lignes directrices étape par étape pour les techniques d’opération de l’ARNi chez P. americana.

Applications de l’interférence ARN chez le cafard américain

Voici un protocole pour l’administration de nanoparticules de chitosane/ARNdb dans les larves de ver à soie Bombyx mori afin d’induire le silençage génique par ingestion.

Interférence de l’ARN larvaire chez le ver à soie Bombyx mori par l’administration de nanoparticules de chitosane/ARNdb

Cette méthode décrit un rendement élevé in vitro synthèse d'ARNm capés et non capés à partir d'un plasmide linéarisé contenant le Gaussia gène de la luciférase (GLuc). L'ARN est purifié et une fraction de l'ARN non capée est capée enzymatiquement à l'aide du Vaccinia enzyme de coiffage viral. Dans la dernière étape, l'ARNm est transfecté dans des cellules HeLa et les surnageants de culture cellulaire sont analysés pour l'activité de la luciférase.

Transcription in vitro et plafonnement de l&#39;ARNm de luciférase Gaussia Suivie par la transfection de cellules HeLa

Découvrez l'interférence d'ARN par ingestion orale d'ARN double brin encapsulé dans des liposomes pour contrôler les blattes. Cette méthode permet d'étudier le silençage génique dans l'intestin moyen.

Utilisation pratique de l’interférence d’ARN : l’administration orale d’ARN Double brin dans Liposome transporteurs pour les blattes (Vidéo) | JoVE Journal

Utilisation pratique de l’interférence d’ARN : l’administration orale d’ARN Double brin dans Liposome transporteurs pour les blattes

Explorer plus de vidéos