Name: Génération d’organoïdes vasculaires à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-12-13T13:20:00.000+00:00
Duration: 4 min 41 s
Description: Découvrez une méthode évolutive pour produire des organoïdes vasculaires homogènes à partir de cellules souches pluripotentes induites humaines. Cette approche améliore la reproductibilité et minimise les variations entre lots pour la modélisation de maladies.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

<meta charset="utf8"></head><body>Organoïdes vasculaires dérivés de hiPSC pour le criblage de médicaments et la modélisation de maladies

<ol><li>Park, S. E., Georgescu, A., Huh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organoids-on-a-chip%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Organoids-on-a-chip.</a> Science. 364 (6444), 960-965 (2019).</li>
<li>Takebe, T., Wells, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organoids+by+design%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Organoids by design.</a> Science. 364 (6444), 956-959 (2019).</li>
<li>Griffith, L. G., Swartz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capturing+complex+3d+tissue+physiology+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Bio%22%5BJournal%5D)">Capturing complex 3d tissue physiology in vitro.</a> Nat Rev Mol Cell Bio. 7 (3), 211-224 (2006).</li>
<li>Lancaster, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+organoids+model+human+brain+development+and+microcephaly%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Cerebral organoids model human brain development and microcephaly.</a> Nature. 501 (7467), 373-379 (2013).</li>
<li>Pasca, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+cortical+neurons+and+astrocytes+from+human+pluripotent+stem+cells+in+3d+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Functional cortical neurons and astrocytes from human pluripotent stem cells in 3d culture.</a> Nat Methods. 12 (7), 671-678 (2015).</li>
<li>Takasato, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+organoids+from+human+iPS+cells+contain+multiple+lineages+and+model+human+nephrogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Kidney organoids from human iPS cells contain multiple lineages and model human nephrogenesis.</a> Nature. 526 (7574), 564-568 (2015).</li>
<li>Koike, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modelling+human+hepato-biliary-pancreatic+organogenesis+from+the+foregut-midgut+boundary%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Modelling human hepato-biliary-pancreatic organogenesis from the foregut-midgut boundary.</a> Nature. 574 (7776), 112-116 (2019).</li>
<li>Takebe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+and+functional+human+liver+from+an+iPSC-derived+organ+bud+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Vascularized and functional human liver from an iPSC-derived organ bud transplant.</a> Nature. 499 (7459), 481-484 (2013).</li>
<li>Osakada, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+the+generation+of+rod+and+cone+photoreceptors+from+mouse%2C+monkey+and+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Toward the generation of rod and cone photoreceptors from mouse, monkey and human embryonic stem cells.</a> Nat Biotechnol. 26 (2), 215-224 (2008).</li>
<li>Potente, M., Gerhardt, H., Carmeliet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+and+therapeutic+aspects+of+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Basic and therapeutic aspects of angiogenesis.</a> Cell. 146 (6), 873-887 (2011).</li>
<li>Wimmer, R. A., Leopoldi, A., Aichinger, M., Kerjaschki, D., Penninger, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+blood+vessel+organoids+from+human+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Generation of blood vessel organoids from human pluripotent stem cells.</a> Nat Protoc. 14 (11), 3082-3100 (2019).</li>
<li>Wimmer, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+blood+vessel+organoids+as+a+model+of+diabetic+vasculopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Human blood vessel organoids as a model of diabetic vasculopathy.</a> Nature. 565 (7740), 505-510 (2019).</li>
<li>He, S., et al. Mapping morphological malformation to genetic dysfunction in blood vessel organoids with 22q11.2 deletion syndrome. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHe%2C+S+%22Biorxiv%22">Biorxiv</a>. , (2021).</li>
<li>He, S., et al. Human vascular organoids with a mosaic akt1 mutation recapitulate proteus syndrome. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHe%2C+S+%22Biorxiv%22">Biorxiv</a>. , (2024).</li>
<li>Chen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+versatile+polypharmacology+platform+promotes+cytoprotection+and+viability+of+human+pluripotent+and+differentiated+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">A versatile polypharmacology platform promotes cytoprotection and viability of human pluripotent and differentiated cells.</a> Nat Methods. 18 (5), 528-541 (2021).</li>
<li>Ungrin, M. D., Joshi, C., Nica, A., Bauwens, C., Zandstra, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproducible%2C+ultra+high-throughput+formation+of+multicellular+organization+from+single+cell+suspension-derived+human+embryonic+stem+cell+aggregates%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Reproducible, ultra high-throughput formation of multicellular organization from single cell suspension-derived human embryonic stem cell aggregates.</a> PLoS ONE. 3 (2), e1565(2008).</li>
<li>Hwang, Y. -S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microwell-mediated+control+of+embryoid+body+size+regulates+embryonic+stem+cell+fate+via+differential+expression+of+wnt5a+and+wnt11%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Microwell-mediated control of embryoid body size regulates embryonic stem cell fate via differential expression of wnt5a and wnt11.</a> Proc Natl Acad Sci. 106 (40), 16978-16983 (2009).</li>
<li>Antonchuk, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+embryoid+bodies+from+human+pluripotent+stem+cells+using+aggrewell+plates%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Formation of embryoid bodies from human pluripotent stem cells using aggrewell plates.</a> Methods Mol Biol. 946, 523-533 (2013).</li>
<li>Lippmann, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+of+blood-brain+barrier+endothelial+cells+from+human+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Derivation of blood-brain barrier endothelial cells from human pluripotent stem cells.</a> Nat Biotechnol. 30 (8), 783-791 (2012).</li>
<li>Nishihara, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+human+pluripotent+stem+cells+to+brain+microvascular+endothelial+cell-like+cells+suitable+to+study+immune+cell+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Star+Protoc%22%5BJournal%5D)">Differentiation of human pluripotent stem cells to brain microvascular endothelial cell-like cells suitable to study immune cell interactions.</a> Star Protoc. 2 (2), 100563(2021).</li>
<li>Qian, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directed+differentiation+of+human+pluripotent+stem+cells+to+blood-brain+barrier+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Adv%22%5BJournal%5D)">Directed differentiation of human pluripotent stem cells to blood-brain barrier endothelial cells.</a> Sci Adv. 3 (11), e1701679(2017).</li>
<li>Stebbins, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+pluripotent+stem+cell-derived+brain+pericyte-like+cells+induce+blood-brain+barrier+properties%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Adv%22%5BJournal%5D)">Human pluripotent stem cell-derived brain pericyte-like cells induce blood-brain barrier properties.</a> Sci Adv. 5 (3), eaau7375(2019).</li>
<li>Campisi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+self-organized+microvascular+model+of+the+human+blood-brain+barrier+with+endothelial+cells%2C+pericytes+and+astrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">3D self-organized microvascular model of the human blood-brain barrier with endothelial cells, pericytes and astrocytes.</a> Biomaterials. 180, 117-129 (2018).</li>
<li>Osaki, T., Sivathanu, V., Kamm, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineered+3D+vascular+and+neuronal+networks+in+a+microfluidic+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Engineered 3D vascular and neuronal networks in a microfluidic platform.</a> Sci Rep. 8 (1), 5168(2018).</li>
<li>Osaki, T., Uzel, S. G. M., Kamm, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphysiological+3D+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis+%28ALS%29+from+human+iPS-derived+muscle+cells+and+optogenetic+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Adv%22%5BJournal%5D)">Microphysiological 3D model of amyotrophic lateral sclerosis (ALS) from human iPS-derived muscle cells and optogenetic motor neurons.</a> Sci Adv. 4 (10), eaat5847(2018).</li>
<li>Sakurai, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microengineered+vascularized+bleeding+model+that+integrates+the+principal+components+of+hemostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">A microengineered vascularized bleeding model that integrates the principal components of hemostasis.</a> Nat Commun. 9 (1), 509(2018).</li>
<li>Kim, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+of+a+biomimetic+pericyte-covered+3d+microvascular+network%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Engineering of a biomimetic pericyte-covered 3d microvascular network.</a> PLoS ONE. 10 (7), e0133880(2015).</li>
<li>Kosyakova, N., et al. Differential functional roles of fibroblasts and pericytes in the formation of tissue-engineered microvascular networks in vitro. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKosyakova%2C+N+%22Biorxiv%22">Biorxiv</a>. , (2019).</li>
<li>Whisler, J. A., Chen, M. B., Kamm, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+perfusable+microvascular+network+morphology+using+a+multiculture+microfluidic+system%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">Control of perfusable microvascular network morphology using a multiculture microfluidic system.</a> Tissue Eng Part C Methods. 20 (7), 543-552 (2013).</li>
<li>Haase, K., Kamm, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+on-chip+vascularization%5BTitle%5D)+AND+%22Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Advances in on-chip vascularization.</a> Regen Med. 12 (3), 285-302 (2017).</li>
<li>Wong, K. H. K., Chan, J. M., Kamm, R. D., Tien, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+models+of+vascular+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Microfluidic models of vascular functions.</a> Annu Rev Biomed Eng. 14 (1), 205-230 (2012).</li>
<li>Boerckel, J. D., Uhrig, B. A., Willett, N. J., Huebsch, N., Guldberg, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+regulation+of+vascular+growth+and+tissue+regeneration+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Mechanical regulation of vascular growth and tissue regeneration in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci. 108 (37), E674-E680 (2011).</li>
<li>Homan, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow-enhanced+vascularization+and+maturation+of+kidney+organoids+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Flow-enhanced vascularization and maturation of kidney organoids in vitro.</a> Nat Methods. 16 (3), 255(2019).</li>
<li>Mansour, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vivo+model+of+functional+and+vascularized+human+brain+organoids%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">An in vivo model of functional and vascularized human brain organoids.</a> Nat Biotechnol. 36 (5), 432-441 (2018).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>2-Mercaptoethanol (1000x)</td><td>Gibco</td><td>21985023</td><td></td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6964</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 AffiniPure F(ab')2 Fragment Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L)</td><td>Jackson Immuno Research Labs</td><td>711-546-152</td><td>reconstitue avec 0,25 mL 50 % de glycérol,&nbsp ; conserver à -20 &deg ; C jusqu’à 1 an, taux de dilution d’utilisation : 1:1000</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 AffiniPure F(ab')2 Fragment Donkey Anti-Goat IgG (H+L)&nbsp ;</td><td>Jackson Immuno Research Labs</td><td>705-606-147</td><td>reconstitue avec 0,25 mL de glycérol à 50 %, &nbsp ; conserver à -20&deg ; C jusqu’à 1 an, taux de dilution d’utilisation : 1:1000</td></tr><tr><td>supplément de B27 moins vitamine A (50x)</td><td>Gibco</td><td>12587010</td><td>décongeler à 4 &deg ; C, aliquote et stockage à -20 &deg ; C, éviter le cycle de congélation-décongélation</td></tr><tr><td>BMP4</td><td>ProSpec</td><td>CYT-081</td><td>reconstituer avec du ddH2O stérile à une concentration de 100 ng/&micro ; L, aliquote et stocker à -20 &deg ; Anticorps C</td></tr><tr><td>CD31</td><td>abcam</td><td>AB28364</td><td>Rapport de dilution : 1:400</td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td>Eppendorf</td><td>022626001</td><td></td></tr><tr><td>CHIR99021</td><td>Tocris Bioscience</td><td>4423/10</td><td>faire la solution mère à 12 mM avec DMSO, et stocker à -20 &deg ; C jusqu’à 1 an.</td></tr><tr><td>Chromane 1</td><td>Tocris</td><td>7163/10</td><td>faire la solution mère à 100 & micro ; M avec DMSO, et stocker à -20 &deg ; C jusqu’à 1 an.</td></tr><tr><td>Collagène I&nbsp ;</td><td>Corning</td><td>40236</td><td></td></tr><tr><td>Microscope confocal</td><td>Nikon</td><td>AXRMP/Ti2</td><td></td></tr><tr><td>Corning Elplasia Plaques</td><td>Corning</td><td>4441</td><td></td></tr><tr><td>Countess II FL compteur de cellules automatisé</td><td>Thermo Fisher</td><td>AMQAF1000</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F-12, supplément GlutaMAX</td><td>Gibco</td><td>10565018</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F-12, poudre</td><td>Gibco</td><td>12500062</td><td>préparer une solution mère 10x avec du ddH2O biograde et la stériliser avec un 0,2 &micro ; Filtre M. Conserver à 4 °C.</td></tr><tr><td>Edi042A</td><td>Cedars Sinai</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Emricasan</td><td>Medchemexpress LLC</td><td>HY1039610MG</td><td>préparer la solution mère à 1 mM avec DMSO, et stocker à -20 &deg ; C jusqu’à 1 an.</td></tr><tr><td>Anticorps ERG</td><td>Cell Singali Technology</td><td>97249</td><td>taux de dilution : 1:400</td></tr><tr><td>Sérum de veau fœtal - Premium</td><td>Atlanta Biologicals</td><td>S11150</td><td>décongeler à 4 &deg ; C&nbsp ; et aliquote, stocker à&nbsp ; -20 &deg ; C jusqu’à cinq ans, ou conserver à 4 &deg ; C pendant un mois maximum</td></tr><tr><td>FGF2</td><td>ProSpec</td><td>CYT557</td><td>reconstitue avec du ddH2O stérile à une concentration de 100 ng/&micro ; L, aliquote et stocker à -20 &deg ; C</td></tr><tr><td>Fluorodish Cell Culture Dish World</td><td>Precision Instruments</td><td>FD35-100</td><td></td></tr><tr><td>Forskolin</td><td>Tocris Bioscience</td><td>1099</td><td>reconstituer avec du DMSO à une concentration de 12 mM, aliquote et stocker à -20 &deg ; C</td></tr><tr><td>Gentamicine (50 mg/mL)</td><td>Gibco</td><td>15710064</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX supplement (100x)</td><td>Gibco</td><td>35050061</td><td></td></tr><tr><td>Héparine, 100 kU</td><td>MilliporeSigma</td><td>375095100KU</td><td>reconstituer avec du ddH2O stérile à une concentration de 4 kU/mL</td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Incubateur</td><td>15630080</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Gibco Thermo Scientific</td><td>13998123</td><td></td></tr><tr><td>Knockout Serum Replacement</td><td>Gibco</td><td>10828028</td><td>décongeler à 4 &deg ; C, aliquote et stockage à -20&deg ; C, éviter le cycle gel-dégel</td></tr><tr><td>Matrigel, GFR Membrane basale Matrix</td><td>Corning</td><td>356230</td><td>décongeler à 4 &deg ; C, aliquote et stockage à -80&deg ; C, éviter le cycle de gel-dégel</td></tr><tr><td>Solution d’acides aminés non essentiels MEM (NEAA, 100x)</td><td>Gibco</td><td>11140050</td><td></td></tr><tr><td>Molecular Biology Grade Water</td><td>Corning</td><td>46000CV</td><td></td></tr><tr><td>mTeSR plus kit</td><td>STEMCELL Technologies</td><td>1001130</td><td>décongeler à 4 &deg ; C, aliquote et stockage à -20&deg ; C, éviter le supplément N2 du cycle de gel-dégel</td></tr><tr><td>(100x)</td><td>Gibco</td><td>17502048</td><td>décongeler à 4 &deg ; C, aliquote et stockage à -20&deg ; C, éviter le cycle de gel-dégel</td></tr><tr><td>Solution de NaOH (1 M)</td><td>Cytiva&nbsp ; HyClone</td><td>SH31088.01</td><td></td></tr><tr><td>NeuroBasal medium</td><td>Gibco</td><td>21103049</td><td></td></tr><tr><td>NIS-Elements, ver 5.42</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Normal Donkey Serum</td><td>Jackson Immuno Research</td><td>Labs 17000121</td><td>reconstituer avec 10 mL stérile de ddH2O, stocker à 4 &deg ; C jusqu’à deux semaines de</td></tr><tr><td>paraformaldéhyde, 20 %</td> <td>de microscopie électronique Sciences</td><td>15713S</td><td>dilué avec</td></tr><tr><td>PBS PBST, 20x</td><td>Thermofisher</td><td>28352</td><td></td></tr><tr><td>PDGFR&beta ; anticorps</td><td>R& D</td><td>AF385</td><td>Taux de dilution : 1:400</td></tr><tr><td>supplément de polyamine (1000x)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8483</td><td></td></tr><tr><td>Réactif de clarification Rapiclear, 1,49</td><td>SUNJIN LAB</td><td>RC149001</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonate de sodium (7,5 %)</td><td>Gibco</td><td>25080094</td><td></td></tr><tr><td>Désoxycholate de sodium monohydraté</td><td>Thermofisher</td><td>J6228822</td><td>dissoudre avec du ddH2O pour une solution mère à 1 % (poids/v)</td></tr><tr><td>TBST, 20x</td><td>Thermofisher</td><td>28360</td><td></td></tr><tr><td>trans-ISRIB</td><td>Tocris Bioscience</td><td>5284/10</td><td>faire la solution mère à 1 mM avec DMSO, et stocker à -20&deg ; C jusqu’à 1 an.</td></tr><tr><td>Tritin X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787-50ML</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Bleu Teinture (0.4 %)</td><td>Thermo Fisher</td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P7949-100ML</td><td></td></tr><tr><td>VEGF-A</td><td>ProSpec</td><td>CYT-116</td><td>reconstituer avec du ddH2O stérile à une concentration de 100 ng/&micro ; L, aliquote et stocker à -20&deg ; L</td></tr></tbody></table>

génération d’organoïdes vasculaires à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Vascular Organoid Generation from Human-Induced Pluripotent Stem Cells

La figure 1A présente le schéma de ce protocole, y compris les composants clés utilisés dans chaque étape. La différenciation a commencé avec la formation de l’EB, suivie de l’induction du mésoderme et de la spécification de la lignée vasculaire (Figure 1B-D). Les agrégats sont devenus plus grands et moins sphériques au fil du temps. Les organoïdes ont commencé à montrer des bords rugueux le jour 5. Après avoir été intégrées dans le mélange de matrice de collagène I-membrane basale, les cellules endothéliales vasculaires et les péricytes ont germé et dépassé pour former des réseaux vasculaires complexes dès le 7e jour (Figure 1E). Comme l’objectif principal de cette méthode modifiée est de minimiser les variations entre les différents lots de génération, nous avons mesuré la taille de l’EB à partir de deux lots indépendants, et les mesures de taille et l’analyse statistique ont confirmé la cohérence et l’uniformité de cette méthode (Figure 1F).
Pour valider la différenciation vasculaire, des organoïdes ont été collectés le jour 5 avant l’enrobage et colorés avec des marqueurs vasculaires, notamment CD31, ERG1 et PDGFRβ. Les organoïdes expriment CD31, ERG1 et PDGFRβ (Figure 2), indiquant la présence de cellules endothéliales vasculaires et de péricytes.
Après l’éclaircissement des tissus, les réseaux vasculaires ont été analysés par microscopie d’immunofluorescence à monture entière (Figure 3A). Les organoïdes matures ont été colorés avec CD31, ERG1 et PDGFRβ le jour 17 (figure 3B, échantillon dans le bloc de gel) et le jour 28 (figure 3C, l’échantillon a été extrait du bloc de gel et cultivé individuellement dans une plaque de 96 puits ; notez que le réseau vasculaire sur les bords enveloppait les sphéroïdes au lieu de se dilater radialement après avoir été récupéré du bloc de gel).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67125/67125fig01.jpg"> Figure 1 : Génération d’organoïdes vasculaires. (A) Schéma des étapes et chronologie de la génération d’organoïdes vasculaires. (B-E) Images représentatives en champ clair d’organoïdes vasculaires à différents stades. Barres d’échelle : 100 μm. (F) Analyse statistique en taille EB à partir de deux lots de génération EB différents à l’aide de la méthode des micropuits présentée dans ce travail. Pour la génération d’EB, 1 000 cellules par micropuits ont été utilisées, et pour les lots 1 et 2, n = 42 et n = 40, respectivement. La signification est présentée par ns, et non significative. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67125/67125fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67125/67125fig02.jpg"> Figure 2 : Immunomarquage des organoïdes vasculaires avant l’enrobage du gel. Images fluorescentes représentatives d’organoïdes colorés avec les marqueurs endothéliales (A) CD31 (vert) et (B) ERG1 (vert) ainsi que (C) le marqueur péricytaire, PDGFRβ (vert), respectivement. Les noyaux ont été contre-colorés avec du DAPI (bleu). Barres d’échelle : 50 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67125/67125fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67125/67125fig03.jpg"> Figure 3 : Caractérisations immunofluorescentes du réseau vasculaire dans les organoïdes vasculaires. (A) Une image représentative montre des organoïdes vasculaires enrobés de gel dans la boîte de verre après le nettoyage des tissus. Les organoïdes étaient transparents mais visibles sous une lumière UV de 385 nm. (B) Une image 3D représentative de l’organoïde vasculaire au jour 17. L’organoïde vasculaire a été coloré avec du DAPI (bleu), le marqueur de la cellule endothéliale vasculaire, CD31 (vert) et le marqueur du péricyte, PDGFRβ (magenta). (C) Une imagerie 3D représentative de l’ensemble d’un organoïde vasculaire récupéré au jour 28, coloré avec les marqueurs endothéliales CD31 (rouge) et ERG1 (vert). Barres d’échelle : 150 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67125/67125fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Fluide d’expansion hiPSC</td>
			<td>500 ml</td>
		</tr><tr><td>Milieu basal mTeSR Plus</td>
			<td>400 ml</td>
		</tr><tr><td>Complément mTeSR Plus</td>
			<td>100 ml</td>
		</tr><tr><td>Gentamicine (50 mg/mL)</td>
			<td>1 mL</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1 : Composition du milieu d’expansion hiPSC.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Milieu de semis hiPSC</td>
			<td>20 mL</td>
		</tr><tr><td>Support d’extension PSC</td>
			<td>20 mL</td>
		</tr><tr><td>Chromane 1 (100 μM)</td>
			<td>10 μL</td>
		</tr><tr><td>Emricasan (1 mM)</td>
			<td>30 μL</td>
		</tr><tr><td>Supplément de polyamine (1000x)</td>
			<td>20 μL</td>
		</tr><tr><td>trans-ISRIB (1 mM)</td>
			<td>14 μL</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 2 : Composition du milieu d’ensemencement hiPSC.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>N2B27 moyen</td>
			<td>100 ml</td>
		</tr><tr><td>DMEM/F-12, supplément GlutaMAX</td>
			<td>48,6 ml</td>
		</tr><tr><td>Milieu neurobasal</td>
			<td>48,6 ml</td>
		</tr><tr><td>Supplément GlutaMAX (100x)</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>Solution d’acides aminés non essentiels MEM (NEAA, 100x)</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>2-Mercaptoéthanol (1000x)</td>
			<td>0,1 mL</td>
		</tr><tr><td>Gentamicine (50 mg/mL)</td>
			<td>0,1 mL</td>
		</tr><tr><td>Supplément N2 (100x)</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>Supplément de B27 moins vitamine A (50x)</td>
			<td>1 mL</td>
		</tr><tr><td>Héparine, 4 kU/mL</td>
			<td>0,1 mL</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 3 : Composition du milieu N2B27.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Milieu d’induction du mésoderme (MIM)</td>
			<td>3 ml</td>
		</tr><tr><td>N2B27 moyen</td>
			<td>3 ml</td>
		</tr><tr><td>BMP4 (100 ng/μL)</td>
			<td>0,9 μL</td>
		</tr><tr><td>CHIR99021 (12 mM)</td>
			<td>3 μL</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 4 : Composition du milieu d’induction du mésoderme (MIM).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Milieu de différenciation vasculaire 1 (VDM1)</td>
			<td>3 ml</td>
		</tr><tr><td>N2B27 moyen</td>
			<td>3 ml</td>
		</tr><tr><td>Forsklin (12 mM)</td>
			<td>0,5 μL</td>
		</tr><tr><td>VEGFA (100 ng/μL)</td>
			<td>3 μL</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 5 : Composition du milieu de différenciation vasculaire 1 (VDM1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Mélange de collagène I</td>
			<td>5 mL</td>
		</tr><tr><td>Collagène I (3,61 g/mL)</td>
			<td>2,77 ml</td>
		</tr><tr><td>10x DMEM/F12 moyen</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>Bicarbonate de sodium, 7,5 %</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>HEPES, 1 M</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>H2O</td>
			<td>0,73 mL</td>
		</tr><tr><td>NaOH, 1 M</td>
			<td>75 μL</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 6 : Composition du mélange de collagène I.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Collagène I - mélange de matrice de membrane basale</td>
			<td>6,5 ml</td>
		</tr><tr><td>Mélange Collage I</td>
			<td>5 mL</td>
		</tr><tr><td>Matrigel (10 mg/mL)</td>
			<td>1,5 mL</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 7 : Composition du mélange de matrice de collagène I-membrane basale.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Milieu de différenciation vasculaire 2 (VDM2)</td>
			<td>5 mL</td>
		</tr><tr><td>DMEM/F-12, supplément GlutaMAX™</td>
			<td>3,67 ml</td>
		</tr><tr><td>Gentamicine (50 mg/mL)</td>
			<td>5 μL</td>
		</tr><tr><td>Solution d’acides aminés non essentiels MEM (NEAA, 100X)</td>
			<td>50 μL</td>
		</tr><tr><td>2-Mercaptoéthanol (1000x)</td>
			<td>5 μL</td>
		</tr><tr><td>Héparine, 4 kU/mL</td>
			<td>5 μL</td>
		</tr><tr><td>Remplacement du sérum knockout</td>
			<td>0,75 mL</td>
		</tr><tr><td>FBS</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>VEGFA (100 ng/μL)</td>
			<td>5 μL</td>
		</tr><tr><td>FGF2 (100 ng/μL)</td>
			<td>5 μL</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 8 : Composition du milieu de différenciation vasculaire 2 (VDM2).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Tampon de blocage</td>
			<td>50 ml</td>
		</tr><tr><td>Sérum d’âne</td>
			<td>2,5 ml</td>
		</tr><tr><td>Préadolescent 20</td>
			<td>0,25 mL</td>
		</tr><tr><td>Triton X-100</td>
			<td>0,25 mL</td>
		</tr><tr><td>Solution de désoxycholate de sodium (1 %, poids/v)</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>PBS</td>
			<td>46,5 ml</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 9 : Composition du tampon de blocage pour l’immunomarquage.

Génération d’organoïdes vasculaires à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Vascular organoids derived from human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) recapitulate the cell type diversity and complex architecture of human ...

vascular-organoid-generation-from-human-induced-pluripotent-stem-cells

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

La vidéo montre une méthode de génération d’organoïdes cérébraux humains à partir de cellules souches pluripotentes induites. Il montre comment la neurosphère forme une couche neuroectodermique, qui supprime la formation d’autres couches germinales. Les neurosphères sont intégrées dans une matrice de gel 3D et forment des bourgeons neuroépithéliaux. Lorsqu’ils sont incubés avec des organes organoïdes, ces bourgeons neuroépithéliaux se différencient en régions cérébrales spécifiques, ce qui...

Une méthode in vitro pour générer des organoïdes cérébraux humains

Cette vidéo décrit la création d'organoïdes de type cerveau antérieur à partir de cellules souches pluripotentes induites humaines (iPSC), démontrant la progression des agrégats de cellules souches vers des structures complexes qui imitent le cortex cérébral et se différencient en divers types de neurones.

Génération d’organoïdes cérébraux de type cerveau antérieur à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Organoïdes cérébrales représentent un nouveau système modèle pour étudier au début cerveau humain développement in vitro. Cet article présente la méthodologie détaillée pour générer efficacement homogène du prosencéphale dorsale de type organoïdes à partir des cellules souches humaines pluripotentes induites notamment les étapes cruciales de caractérisation et validation.

Génération de type prosencéphale standardisées et reproductibles organoïdes cérébrale de l’homme induites par les cellules souches pluripotentes

Ce protocole a été généré comme un moyen de produire des organoïdes cérébraux d’une manière simplifiée et peu coûteuse sans facteurs de croissance exogènes ou matrice de membrane de sous-sol tout en maintenant la diversité des types de cellules cérébrales et de nombreuses caractéristiques de l’organisation cellulaire.

Une méthode statique auto-dirigée pour générer des organoïdes cérébraux à partir de cellules souches embryonnaires humaines

Nous décrivons ici un protocole pour générer des organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme (CSI). Pour obtenir des organoïdes cérébraux en grande quantité et de haute qualité, nous utilisons des mini-bioréacteurs faits maison.

Génération d’organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites dans des mini-bioréacteurs faits maison

Ici, nous décrivons un protocole pour créer des organoïdes cardiaques humains (hHO) pertinents pour le développement en utilisant efficacement des cellules souches pluripotentes humaines par auto-organisation. Le protocole repose sur l’activation séquentielle des signaux de développement et produit des tissus cardiaques humains très complexes et fonctionnellement pertinents.

Génération d’organoïdes cardiaques humains auto-assemblés dérivés de cellules souches pluripotentes

Ce protocole décrit la génération de vaisseaux sanguins auto-organisés à partir de cellules souches pluripotentes et pluripotentes induites humaines. Ces réseaux de vaisseaux sanguins présentent un réseau endothélial étendu et connecté entouré de péricytes, d’actine musculaire lisse et d’une membrane basale continue.

Génération d’organoïdes de vaisseaux sanguins humains à partir de cellules souches pluripotentes

Ce protocole décrit la génération d’organoïdes hépatiques endodermiques rapides et reproductibles (eHEPO). Avec ce protocole, les eHEPO peuvent être produits en 2 semaines et se développer à long terme (plus d’un an) sans perdre leur différenciation et leur fonctionnalité.

Génération d’organoïdes hépatiques endodermiques fonctionnels

Ce protocole présente une méthode complète et efficace pour produire des organoïdes rénaux à partir de cellules souches pluripotentes induites (CSPi) en utilisant des conditions de culture en suspension. L’objectif principal de cette étude réside dans la détermination de la densité cellulaire initiale et de la concentration d’agonistes WNT, ce qui profite aux chercheurs intéressés par la recherche sur les organoïdes rénaux.

Génération d’organoïdes rénaux en suspension à partir de cellules souches pluripotentes induites

Ce protocole décrit le développement, l'expansion et l'imagerie in vivo des cellules NK dérivées de CSEh et iPSCs.

Le développement, l&#39;expansion et<em&gt; In vivo</em&gt; Suivi des cellules NK humaines à partir de cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) et et induit des cellules souches pluripotentes (CISP)

Découvrez une méthode évolutive pour produire des organoïdes vasculaires homogènes à partir de cellules souches pluripotentes induites humaines. Cette approche améliore la reproductibilité et minimise les variations entre lots pour la modélisation de maladies.

Génération d’organoïdes vasculaires à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Explorer plus de vidéos