Name: כימות רזולוציה גבוהות של הצטברות צלולוזת גבישים ב ארבידופסיס שורשי לפקח סלולארי רקמות ספציפיות קיר שינויים (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 27 s
Description: למד כיצד לכמת צלולוזה גבישית ברזולוציה תאית בשורשי Arabidopsis באמצעות מיקרוסקופיית אור מקוטב. השיטה מאפשרת השוואות ישירות בין רקמות שונות ותורמת להבנת פיזיולוגיה ופיתוח צמחים.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

אנו מודים לד"ר מ. רוזנברג על עצתה ועזרתה בחתך אנטומי. אנו מודים גם לד. אייזלר על עזרתו הטכנית. מחקר זה נתמך על ידי מענקים מ-FP7-PEOPLE-IRG-2008, מחקר ופיתוח חקלאי דו-לאומי (BARD; ת"י 4246-09) והקרן הלאומית למדע (ISF; 592/13).

1. צמח צמיחה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משטח לעקר זרעים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר זרעים (עד 30 מ&quot;ג) על ידי שיטה רטובה או יבשה. כדוגמה, עבור שיטת עיקור יבש, מוסיפים 1 מ&quot;ל קרחונים HCl 37% ב 50 מ&quot;ל אקונומיקה, בכוס זכוכית ייבוש סגור לפחות 4 שעות ועד לילה. בצע פעולה זו במנדף כימי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מורחים את הזרעים סטרילית על צלחות עם אגר צמח 0.8% ב 0.5x Murashige &amp; Skoog (MS) בינוני. גלישת צלחות עם Parafilm או קלטת נקבובי ומכסים ברדיד אלומיניום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את הצלחות ב 4 ° C. עבור 1 - 4 ימים כדי לקדם נביטה אחידה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעביר את צלחות חדרי צמיחה מתאימים לגידול שתילים ארבידופסיס. מניחים את הצלחות אנכית כדי לשמור על צמיחה שורש על גבי המדיום אגר ולמנוע חדירה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שתילי העברה קוֹבֵעַ 7 ימים לאחר הנביטה (DAG). </li></ol> קיבוע 2. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן 50 מיליליטר ריצ&#39;רדסון solution על ידי שילוב כמויות שווות של 1 בורקס% (סוכן חיץ), 1% מתילן כחול 1% Azure (צבעי היסטולוגית) במים מזוקקים פעמים. סינון דרך מזרק מונע 0.22 מיקרומטר יחידת מסנן PVDF לפני השימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 50 מ&quot;ל של מקבע: 1.25% Glutaraldehyde ב 0.05 M נתרן Cacodylate (סוכן חציצה). הערה: חומרים אלה רעילים ויש לטפל במנדף כימי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת 100 μl של פתרון ריצ&#39;רדסון (ראה 2.1) לפתרון קיבעון (ראה 2.2) כדי לקבל את פתרון קיבעון הסופי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מארק היטב בכל צלחת 6-היטב עם שם המדגם המקביל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים 3 - 2 מ&quot;ל פתרון קיבעון הסופי (ראה 2.3) לתוך הבארות, כך שתילים, הועבר פעם, יכוסו באופן מלא בנוזל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר בזהירות, באמצעות מלקחיים, עד 10 שתילים היטב כל אחד. חותם את הצלחות באמצעות Parafilm. חנות ב 4 ° C, בחושך, לפחות לילה אחד, עד שבוע. </li></ol> התייבשות 3. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"> &lt;li&gt; מייבשי שתילים. ולהעבירם בין הבארות של 6 צלחות באר חדשות, המכילים ריכוז גדל והולך של אתנול, כמפורט כאן: אתנול 10% במשך 15 דקות; 30% אתנול במשך 15 דקות; 50% אתנול במשך 15 דקות; 70% אתנול במשך 15 דקות; 85% אתנול במשך 15 דקות; 95% אתנול במשך 15 דקות; אתנול 95% ב 4 ° C, לילה, לכל הפחות. טפל שתילים ידי אחיזה אותם בקפידה על ידי cotyledons שלהם, העדיף עם מלקחי פלסטיק. </li></ol> 4. הסתננות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן בינוני חדיר. מערבבים את התוכן של 1 שקית של מפעיל ערכת historesin עם 50 ערכת נוזל שרף בסיסי מ&quot;ל בבקבוק זכוכית קטן. מערבבים עם מגנט עבור 20 דקות. מדיום הסתננות נשמר ב 4 מעלות צלזיוס למשך מספר שבועות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מארק היטב בכל צלחת 6-באר חדשה עם השם מדגם המקביל ולמלא עם 2 - 3 מ&quot;ל של מדיום הסתננות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעביר את השתילים מפתרון אתנול 95% עד הבינוני החדיר באמצעות מלקחיים. ודא את השתילים הם פוlly מכוסה על ידי המדיום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חנות ב 4 מעלות צלזיוס למשך 4 ימים לפחות, כדי להבטיח חדירה מקסימלית לתוך רקמות הצמח. </li></ol> 5. הכנת בלוק <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח תוויות קטנות, עפרונות המסומנות שם מדגם, בתוך היטב בכל הטבעת תבניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן הטבעה בינוני על ידי הוספת המקשה 1 מ&quot;ל ל 15 מ&quot;ל בינוני חדירה (ראה 4.1). אל תנסה להכין נפח קטן יותר מ -15 מ&quot;ל, כדי למנוע בעיות פילמור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו חצי היטב כל העובש עם 200 μl הטבעה בינוניים ומכסי חתיכת סרט תקורה לחתוך את צורת העובש, אלא בגודל 1 מ&quot;מ גדול יותר בכל צד. דגירה בטמפרטורת החדר למשך שעה לפחות 2, כדי לאפשר פילמור. אינו עולה על 5 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן יצוו נוסף של הטבעה בינונית (ראה 5.2) ולשמור על קרח, כדי למנוע פילמור בעוד טיפי שורש שמתבצעים מסודרים העובש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים כל קצה השורש תחת בהיקף לנתח באמצעות אזמל בזהירות רבה העמדה שאני<html> t: אנכי עבור סעיפים רוחביים או אופקי עבור חתך לאורך, בסביבות 2 - 3 מ&quot;מ מפריפרית העובש. ממלא את התבנית לחלוטין עם פתרון חסימה ומכסי סרט תקורה. ראוי לציין, כי הפתרון החוסם יתכווץ מעט לאחר שהוא polymerized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור בטמפרטורת החדר למשך 2 שעות, לכל הפחות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לייבש את אבני, למקם בתוך קופסה עם ג&#39;ל סיליקה יבש ומשאירים בטמפרטורת החדר למשך הלילה, לכל הפחות. </li></ol> 6. חתך <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן סכיני זכוכית מוטות זכוכית עם מתקן להכנת סכין. השתמש סכיני הזכוכית עבור חתך רקמות. חותך את מוט הזכוכית לריבוע ולאחר מכן לחתוך את הכיכר באלכסון כדי לייצר שני סכינים, באמצעות כלי ניקוד יהלומים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בלוקי סעיף לתוך 2 - 3 מיקרומטר פרוסות רוחב, באמצעות מכונת חתך. פרוסות מקום בשקופית זכוכית, על גבי טיפות מים מזוקקים במקום להחליק על גוש חום מוגדר אש נמוכה (50 - 60 מעלות צלזיוס), עד מים מתאדים. </li></ol>התחת = &quot;jove_title&quot;&gt; 7. חלק כנה מיקרוסקופ Polarized <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל פתרון ריצ&#39;רדסון (ראה 2.1) ל -0.2% מהפתרון המקורי ולהשתמש 1 מ&quot;ל של זה כדי לכסות את פרוסות. מניח על הגוש החום למשך 5 שניות ולאחר מכן לשטוף עם מים מזוקקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יבש את השקופית על פלטה חשמלית. שימו לב תחת בהיקף לנתח ולסמן האחורי של השקופית עם סמן, כדי לציין את המיקום של פרוסות של עניין, כדי להקל על זיהוי מאוחר יותר שלהם תחת מיקרוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת 100 μl של בינוניים כיסוי גוברים עם להחליק את מכסה. </li></ol> 8. Image Acquisition <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את שקף המכוסה המכיל את סעיפי השורש תחת מיקרוסקופ אור מצוידת במערכת Polscope מתאימה לקבל מידע retardance ומסנן אופטי מקטב / הפרעה (AD איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדלה בחר המאפשר ויזואליזציה ברורה מכלל המדגם (למשל, 40X במחקר זה) ולמקד את microscopדואר על שדה ריק המכיל סעיף לחסום אבל לא בקטע שורש. נסה למצוא באזור נקי ללא פגמים. השתמש באזור זה כדי להגדיר את הרקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את מערכת הדמיה ופרמטרים תוכנה: מגוון הגדר עד 17 ננומטר. החל &quot;חשיפה אוטומטית&quot; ולקבל תמונת רקע מהתחום הריק (ראה 8.2). תמונת רקע אחד משמשת לכל ניסוי. </li></ol> 9. ניתוח Polscope של כיווניות התאיות מיקרופיברילות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח סעיפים אורכים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום שקופיות המכילות סעיפים אורכים מתחת למיקרוסקופ לקבל תמונת retardance ממנו. פוקוס מיקרוסקופ על קטע של עניין שורש. תן שם קובץ חדש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צילום תמונת abrio (תמונה עם מידע פיגור) דרך החלון &quot;Abrio החי&quot;. הקפד ללכוד קטע זה כולל את דופן התא, אשר ניתן לזהות על ידי תאית מוכתם רץ לאורך בפריפריה של התא, כפי שמוצג באיור 2C.</li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח תמונה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ פעמיים על התמונה הרלוונטית בערימה תמונה. בחר &quot;צבע כיווניות פסאודו&quot; בלשונית &quot;הגדרות תצוגה&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להעריך את הזווית התאית מיקרופיברילות, להתאים את הגוון מקביל דופן תא לזה של גלגל הצבעים. הערה: גלגל הצבעים באיור 2C משקף את הציר האיטי של אור שוכב לאורך מיקרופיברילות המצביע על הכיוון לאורך ציר זמן של מיקרופיברילות. הזווית של מיקרופיברילות התאית היא הזווית שצוינה על ידי הצבע ואת ציר זמן של התא. לדוגמה, בתא מתארך ב הבלעה מראה צבע ציאן, מוטה על ידי כ -90 ° לציר הארוך של התאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לכמת את זווית מיקרופיברילות הממוצעת בקיר התא, השתמש &quot;retardance ו אזימוט בול&quot; כלי מסרגל הכלים של התוכנה. בעת בחירת הכלי, הצבע ולחץ על האזור של עניין בתמונה מתקבלת. הערה: wil זהתוצאת l בתצוגה של הזוויות (אזימוט) במעלות (איור 2 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשנת תוכנת ניתוח תמונת אור מקוטב גישה פתוחה חלופית, צהריים &quot;Pol-Analyzer&quot; תוסף מתפריט התוסף. בחלון החדש שנפתח, בחר את הכרטיסייה &quot;שבירה כפולה&quot; ופתוח ולאחר מכן שמור את הקובץ הרקע ואת קובץ התמונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחלון התמונה, בחר &quot;מפרט.&quot; ולהתאים את &#39;גודל ROI פיקסל&#39; (שימוש 5 פיקסלים למחקר זה). ב &quot;המפרט&quot;. חלון, בחרו &quot;צג ערכים בטבלת תוצאה&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בכלי מצולע כדי לסמן את האזור של עניין בחלון התמונה. בחר &quot;קווי התמצאות&quot; כדי להשיג את הכיוון של מיקרופיברילות התאית. הערה: זה יגרום התצוגה של זוויות (אזימוט) במעלות. הערה: הזווית הממוצעת מחושבת על ידי אחת משתי השיטות צריכה להיות מנורמלת אז למיצובה של סעיף השורש לאורך השקופית. כדי לתקן את הסטייההמיצוב האופקי של סעיף השורש השלם לאורך השקופית, לכמת את זווית מיקרופיברילות הממוצעת של דופן תא איגוף התא לאורך הציר הארוך שלה (כלומר, בניצב הסעיף ולאורך ציר צמיחת שורש, איור 2C). זווית זו היא 180 ° כאשר סעיף השורש ממוצבת בצורה מדויקת לאורך השקופית. לצורך חישוב זווית מיקרופיברילות, להפחית את זווית מיקרופיברילות נמדד ממוצע של דופן תא האיגוף מ -180 °. מוסיפים את הפער נבע לזווית מיקרופיברילות נמדד הממוצע של דופן התא שנמצאת שטוח בשקופית. </li></ol></li></ol> 10. ניתוח Polscope של גבישי תאית הצטברות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בסעיפים הרוחביים (צלב). שים לב הצטברות גבישי תאית ניתן להשוות רק בין תאים כאשר מיקרופיברילות התאית שלהם מיושרות בזווית דומה (כפי שנקבעה 9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ פעמיים על התמונה הרלוונטית בערימה תמונה. בחר &quot;Pseudo צבע &quot;&quot; כרטיסיית הגדרות תצוגה &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי למדוד retardance. זום-אין על התמונה. בחר &quot;אזור&quot; ולסמן כל אזורי עניין. עבור אל הכרטיסיה &quot;מדידות&quot; ו &quot;העתק ללוח&quot; כל הערכים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעביר את הנתונים ל- Excel ולחלץ מידע הנדרש (ממוצע באזור retardance). לנרמל את הנתונים. הערה: כדי להסביר את ההבדלים בין עובי הפרוס, מבטאת את הערכים ביחס יתרון דופן תא ספציפי בשקופית. כדי לנרמל, לחלק את retardance הממוצע המתאים את דופן התא של ריבית על ידי retardance הממוצע של דופן תא שונה באותה התמונה. לדוגמא, את דופן התא החיצונית באפידרמיס הייתה מנורמלת את דופן תא בקליפת המוח הפנימית במחקרנו. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על מדידות לפחות 3 חלקים לכל שורש, עם מינימום של 3 שורשים לדגימה. </li></ol>

<ol><li>Cosgrove, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+the+plant+cell+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Growth of the plant cell wall.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 6, 850-861 (2005).</li>
<li>Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+control+and+cell+wall+signaling+in+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Growth control and cell wall signaling in plants.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).</li>
<li>Mazeau, K., Heux, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Dynamics+Simulations+of+Bulk+Native+Crystalline+and+Amorphous+Structures+of+Cellulose%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem.+B%22%5BJournal%5D)">Molecular Dynamics Simulations of Bulk Native Crystalline and Amorphous Structures of Cellulose.</a> J. Phys. Chem. B. 107, 2394-2403 (2003).</li>
<li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+cellulose+fiber+structure+by+SEM%2C+XRD%2C+NMR+and+acid+hydrolysis%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydr+Polym%22%5BJournal%5D)">Studying cellulose fiber structure by SEM, XRD, NMR and acid hydrolysis.</a> Carbohydr Polym. 68, 235-241 (2007).</li>
<li>Fujita, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+microtubules+optimize+cell-wall+crystallinity+to+drive+unidirectional+growth+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">Cortical microtubules optimize cell-wall crystallinity to drive unidirectional growth in Arabidopsis.</a> Plant J. 66, 915-928 (2011).</li>
<li>Peng, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fractional+separation+and+structural+features+of+hemicelluloses+from+sweet+sorghum+leaves%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresources%22%5BJournal%5D)">Fractional separation and structural features of hemicelluloses from sweet sorghum leaves.</a> Bioresources. 7, (2012).</li>
<li>Xu, S. L., Rahman, A., Baskin, T. I., Kieber, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+leucine-rich+repeat+receptor+kinases+mediate+signaling%2C+linking+cell+wall+biosynthesis+and+ACC+synthase+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Two leucine-rich repeat receptor kinases mediate signaling, linking cell wall biosynthesis and ACC synthase in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 20, 3065-3079 (2008).</li>
<li>Anderson, C. T., Carroll, A., Akhmetova, L., Somerville, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-Time+Imaging+of+Cellulose+Reorientation+during+Cell+Wall+Expansion+in+Arabidopsis+Roots%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Real-Time Imaging of Cellulose Reorientation during Cell Wall Expansion in Arabidopsis Roots.</a> Plant Physiol. 152, 787-796 (2010).</li>
<li>Baskin, T. I., Beemster, G. T., Judy-March, J. E., Marga, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disorganization+of+cortical+microtubules+stimulates+tangential+expansion+and+reduces+the+uniformity+of+cellulose+microfibril+alignment+among+cells+in+the+root+of+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Disorganization of cortical microtubules stimulates tangential expansion and reduces the uniformity of cellulose microfibril alignment among cells in the root of Arabidopsis.</a> Plant Physiol. 135, 2279-2290 (2004).</li>
<li>Iyer, K. R. K., Neelakantan, P., Radhakrishnan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Birefringence+of+native+cellulosic+fibers.+I.+Untreated+cotton+and+ramie%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Polym.+Sci.+A-2%3A+Polymer+Physics%22%5BJournal%5D)">Birefringence of native cellulosic fibers. I. Untreated cotton and ramie.</a> J. Polym. Sci. A-2: Polymer Physics. 6, 1747-1758 (1968).</li>
<li>Abraham, Y., Elbaum, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+microfibril+angle+in+secondary+cell+walls+at+subcellular+resolution+by+means+of+polarized+light+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytol%22%5BJournal%5D)">Quantification of microfibril angle in secondary cell walls at subcellular resolution by means of polarized light microscopy.</a> New Phytol. 197, 1012-1019 (2013).</li>
<li>Petricka, J. J., Winter, C. M., Benfey, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+Arabidopsis+root+development%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Control of Arabidopsis root development.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 563-590 (2012).</li>
<li>Vanstraelen, M., Benkova, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hormonal+Interactions+in+the+Regulation+of+Plant+Development%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Hormonal Interactions in the Regulation of Plant Development.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. , (2012).</li>
<li>Singh, A. P., Savaldi-Goldstein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+control%3A+brassinosteroid+activity+gets+context%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Bot%22%5BJournal%5D)">Growth control: brassinosteroid activity gets context.</a> J Exp Bot. 66, 1123-1132 (2015).</li>
<li>Fridman, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Root+growth+is+modulated+by+differential+hormonal+sensitivity+in+neighboring+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Root growth is modulated by differential hormonal sensitivity in neighboring cells.</a> Genes Dev. 28, 912-920 (2014).</li>
<li>Vragovic, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translatome+analyses+capture+of+opposing+tissue-specific+brassinosteroid+signals+orchestrating+root+meristem+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Translatome analyses capture of opposing tissue-specific brassinosteroid signals orchestrating root meristem differentiation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 923-928 (2015).</li>
<li>Hacham, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brassinosteroid+perception+in+the+epidermis+controls+root+meristem+size%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Brassinosteroid perception in the epidermis controls root meristem size.</a> Development. 138, 839-848 (2011).</li>
<li>Gu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+cellulose+synthase-associated+protein+required+for+cellulose+biosynthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12866-12871 (2010).</li>
<li>Fendrych, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Programmed+cell+death+controlled+by+ANAC033%2FSOMBRERO+determines+root+cap+organ+size+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Programmed cell death controlled by ANAC033/SOMBRERO determines root cap organ size in Arabidopsis.</a> Curr Biol. 24, 931-940 (2014).</li>
</ol>

למחברים אין ניגודי אינטרסים.

כאן, אנו מציגים שיטה לקביעת ההצטברות של תאית גבישים ברקמות השונות המרכיבות את השורשים ארבידופסיס, תוך שמירה על מידע אנטומי. ככזה, הוא מספק צעד נוסף להבנת תהליכי צמיחת צמחים ברזולוציה הסלולר. שיטה זו יכולה להיות מיושמת גם לחקר מיני צמחים נוספים ואיברים. מספר נקודות יש לקחת בחשבון בעת ​​יישום השיטה. הצטברות ראשית, תאית גבישים ב קטע שורש נתון ניתן להשוות בין רקמות, בקרב חלקים מן גנוטיפים שונים ובקרב טיפולים...

דופן תא הצמח היא מבנה דינמי. תאי גידול מוקפים חומת תא ראשונית, ארגון אשר מאפשרת לתאים להרחיב. תאים אשר מפסיקים לגדול פיקדון קיר משני נוקשה יותר זה משפר את התמיכה המכאנית של הצמח. קירות תא שניהם מורכבים מיקרופיברילות תאית משוקעת בתוך גוש של סוכרים של מבנים שונים (למשל, hemicellulose ופקטין) המשתנים בהתאם לשלב ההתפתחותי השונה ורקמות 1,2. תאית הוא מסונתז כמו שרשראות של (1,4) -β-D-גלוקן כי מיושרים בחוזקה כדי ליצור את מיקרופיברילות של מבנה גבישי. תאית אמורפיים מתייחס באזורים שבהם רשתות גלוקן פחות מסודרות. היחס בין הגבישים ואת תחומי אמורפי הוא פרמטר אחד חשב להשפיע על התכונות המכאניות של דופן התא, על ידי מתן כוח מכאני מאפיין viscoelastic, בהתאמה 3. כמה שיטות כברפתח על מנת לזהות ולכמת שתי צורות של הסדר תאי, ביניהם עקיף של קרני רנטגן, קיטוב צלב / זווית קסם ספינינג NMR 4-המצב מוצק. קרן ה- X עקיף יכול לשמש כדי לקבוע את שיעור גבישים לעומת תחומים תאיים אמורפי במדגם 5. שיטה חלופית משתמשת חלוקה של תוכן דופן תא לחומר חומצה-מסיס וחומצה מסיסה, להבחין בין הגבישים ו התאי אמורפי או פולימרים אחרים, בהתאמה. לפי גישה זו, שילוב של גלוקוז שכותרתו ([14 C] גלוקוז) משמש לכמת את 6,7 התאית. שיטות אלו דורשים כמויות גדולות של חומר צמחי עבור ניתוחים איבר שלם, במקרה הטוב, ומכאן, רגישים במידה מספקת כדי וריאציה רקמות ספציפיות במבנה דופן התא. ויזואליזציה של מיקרופיברילות התאית ברזולוציה הסלולר ניתן להשיג במחקרי הדמיה חיה בשילוב עם צבעי ניאון 8,9, שיכול לזהות שינוייםאת הכיוון של מיקרופיברילות התאית. עם זאת, צבעים אלה אינם משמשים כימות, הם אינם ספציפיים צחים תאיים ועלולים להפריע במבנה הרגיל של תא הקיר 8. Polscope היא טכניקת הדמיה המסתמכת על היכולת של תאית גבישים לפצל קרן אור ולעכב חלק 10 האור. פיגור אור הוא חזק ביותר עבור מיקרופיברילות העומדים בניצב לכיוון התקדמות אור. לקבלת מיקרופיברילות עם אוריינטציה דומה, גבוה יותר את מידת crystallinity, גדול יותר retardance אור 11. לפיכך, polscope משמש ללמוד הוא את הרמות היחסיות וכיוון של מיקרופיברילות התאית. שורשים להפגין צמיחה ליניארית, שבמהלכו תאים שמקורם בבית נישת תאי גזע, על קצה השורש, לעבור סדרה של חלוקות תא, לפני שהם להרחיב במהירות 12. התאים המרכיבים את השורש להרחיב בתוך חד כיווני (איזוטרופי)באופן, המוכתבים על ידי הורמוני איתות מולקולה קטנים להשפיע על המאפיינים של דופן התא 13. תגובות דיפרנציאלי להורמונים, בזמן ובמרחב, לספק אמצעי להבטחת צמיחת איבר מאוזן 14. לפיכך, ניתוח ברזולוציה גבוה של מבנה דופן תא יכול לספק מידע חשוב צורך להבין טוב יותר את הקשר בין תגובות סוג התא ספציפי לצמיחת איבר שלמה. כאן אנו מדווחים יישום polscope ללמוד הצטברות ספציפי רקמות של תאית גבישים בשורשי ארבידופסיס, כפי שנצפה בסעיפים אנטומיים באיכות גבוהה. שיטה זו חשפה לאחרונה תא הצטברות סוג ספציפי של תאית גבישים בתגובת הפרעות המרחבית של פעילות הורמונלית 15.

<table><tbody><tr><td>מוראשיג'ה & Skoog (MS)</td><td>Duchefa</td><td>M0221</td><td></td></tr><tr><td>Borax</td><td>LOBA CHEMIE&nbsp;</td><td>6038</td><td></td></tr><tr><td>מתילן כחול</td><td>סיגמא</td><td>M-9140</td><td></td></tr><tr><td>Azure</td><td>Sigma</td><td>861065</td><td></td></tr><tr><td>מזרק מונע 0.22 מ"מ מסנן PVDF&nbsp;</td><td>MILLEX-GV</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>EMS</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>נתרן קקודילאט</td><td>Sigma</td><td>C-0250</td><td></td></tr><tr><td>ערכת Leica לשימוש&nbsp;</td><td>Leica</td><td>7022 18 500</td><td></td></tr><tr><td>תבניות הטבעה</td><td>Agar Scientific</td><td>AGG3530</td><td></td></tr><tr><td>סרט 100 ומיקרו; פ.פ.ק.&nbsp;</td><td></td><td></td><td>www.Jolybar.com סרט תקורה</td></tr><tr><td>Knivemaker</td><td>LKB</td><td>7800</td><td></td></tr><tr><td>Ultratome III</td><td>LKB</td><td>8800</td><td>Ultratome</td></tr><tr><td>Shandon immumount&nbsp;</td><td></td><td>הרכבה</td> <td>9990402 תרמו</td></tr><tr><td>מיקרוסקופ אור</td> בינוני <td>Nikon</td><td>Eclipse 80i</td><td></td></tr><tr><td>Abrio מערכת הדמיה</td><td></td><td>CRI</td><td>Abrio</td></tr><tr><td>תוכנת Abrio תוכנת</td><td>CRI</td><td>Abrio V2.2 תוכנת</td><td></td>ניתוח</tr><tr><td>תמונות אור מקוטב בגישה פתוחה &nbsp;</td><td>OPS</td><td>OpenPolScope</td><td><a href="http://www.openpolscope.org/">http://www.openpolscope.org/</a></td></tr></tbody></table>

כימות רזולוציה גבוהות של הצטברות צלולוזת גבישים ב<em&gt; ארבידופסיס</em&gt; שורשי לפקח סלולארי רקמות ספציפיות קיר שינויים

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

תאי הצמח מוקפים בדופן תא, שהרכבה קובע את גודלם וצורתם הסופיים. דופן התא מורכבת ממטריצה מורכבת המכילה פוליסכרידים הכוללים מיקרו-סיבים תאית היוצרים גם מבנים גבישיים וגם שרשראות תאית בעלות ארגון אמורפי. כיוון סיבי התאית וריכוזם מכתיבים את התכונות המכניות של התא. מספר שיטות משמשות לקביעת רמות התאית הגבישית, כל אחת מביאה יתרונות ומגבלות. חלקם יכולים להבחין בשיעור האזורים הגבישיים בתוך התאית הכוללת. עם זאת, הם מוגבלים לניתוחים של איברים שלמים שחסרים במידע מרחבי-זמני. אחרים המסתמכים על הדמיה חיה, מוגבלים על ידי שימוש בצבעים לא מדויקים. כאן, אנו מדווחים על מערכת מבוססת אור מקוטבת רגישה לכימות ספציפי של עיכוב אור יחסי, המייצג הצטברות תאית גבישית בחתכים רוחביים של שורשי Arabidopsis thaliana. בשיטה זו נשמרים הרזולוציה התאית והנתונים האנטומיים, המאפשרים השוואה ישירה בין הרקמות השונות המרכיבות את השורש הגדל. גישה זו פותחת ממד אנליטי חדש, ושופכת אור על הקשר בין הרכב דופן התא, התנהגות תאית וצמיחת איברים שלמים.

אנחנו בוחנים את ההשפעה של תגובות סוג התא ספציפי כדי ברסינוסטרואיד (BRS), באמצעות שורש ארבידופסיס כאיבר מודל 15-17. כאשר BRI1 קולטן BR הוא ממוקד, ברקע של מוטצית bri1, לקבוצת משנה של תאי אפידרמיס הנקראים תאים הלא שיער (איור 2 א &#39;, ב&#39;), זה מעכב הרחבת תא חד כיווני של תאי שכנים, ושלמי שורש צמיחה של 15. ניתוח Polscope בוצע על מנת לחשוף את המנגנון בסיסי עיכוב זה. סעיפים אורכים של השורש המתקב...

תאית גבישית היא מרכיב חשוב בדופן התא של הצמח. עם זאת, הכימות שלו ברזולוציה סלולרית הוא מאתגר מבחינה טכנית. כאן, אנו מדווחים על שימוש בטכנולוגיית אור מקוטב וחתכי שורש כדי לקבל מידע על הרכב דופן התא ברזולוציה מרחבית-זמנית.

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix ...

המטרה הכוללת של הכנת חתך אנטומי זה היא לכמת את הצטברות הגבישים והתאית היחסיים ברזולוציה תאית, מה שמאפשר השוואות ישירות בין הרקמות השונות בשורש הראשוני של Arabidopsis. שיטה זו יכולה לסייע במענה על שאלות מפתח בתחום הפיזיולוגיה וההתפתחות של צמחים, כגון השאלה כיצד ההרכב התאי של סוג תא נתון משפיע על צמיחתו של איבר שלם. לאחר עיקור זרעי Arabidopsis בהתאם לפרוטוקול הכתוב, פזרו את הזרעים הסטריליים על צלחות המכילות 0.8% plant agar ו-0.5X M medium.עטפו את הצלחות ב-parafilm וכסו אותן בנייר אלומיניום. שמרו את הצלחות בטמפרטורה של 4 degrees Celsius למשך יום עד ארבעה ימים כדי לעודד נבטה אחידה. לאחר מכן, העבירו את הצלחות לתא גידול המתאים לגידול נבטי Arabidopsis, כאשר הצלחות מונחות בצורה אנכית כדי לשמר את צמיחת השורשים על גבי מצע האגר. הכינו תמיסת Richardson בהתאם לפרוטוקול הכתוב. סננו באמצעות יחידת סינון PVD של 0.22 micron המופעלת על ידי מזרק לפני השימוש.בשלב הבא, הכין תחת מנדף כימי 50 milliliters של מקבע על ידי ערבוב של 38 ml של 0.5M sodium cacodylate עם 2.5 ml של glutaraldehyde. לאחר מכן, הוסף 100 microliters של תמיסת Richardson לתוך תמיסת הקיבוע כדי להכין את תמיסת הקיבוע הסופית. השתמש בלוחית מסומנת מראש, ולאחר מכן העבר 2 עד 3 ml של תמיסת הקיבוע הסופית אל הבארות, כך שהתמיסה תכסה את השתילים באופן מלא.העבירו בזהירות עד 10 נבטים לכל באר באמצעות פינצטה מפלסטיק. השתמשו ב-parafilm לאטימה של הפלטות לפני האחסון בחושך בטמפרטורה של 4 degrees Celsius למשך לילה אחד לפחות ועד שבוע. כדי להוביל לדהידרטציה של הנבטים המקובעים, השתמשו בפינצטה כדי להרים את הצמחים והעבירו אותם לבאריים של פלטות שש-באריים מסומנות חדשות, המכילות ריכוזים עולים של אתנול למשך הזמנים המפורטים כאן.הכינו תווך חלחול בבקבוק זכוכית קטן על ידי ערבוב התוכן של שקית אחת של Historesin Activator עם 50ml של basic resin liquid. הכניסו מגנט וערבבו את התמיסה על פלטת ערבוב למשך 20 דקות. מלאו את הבארות המסומנות בלוח שש בארות ב-2 עד 3 ml של תווך חלחול.כאשר השתילים מיובשים לחלוטין, השתמשו בפינצטה כדי להעביר אותם מתמיסת ה-95%ethanol לתווך ההספיגה, תוך הבטחה שהם מכוסים לחלוטין על ידי התווך. אחסנו את הדגימות בטמפרטורה של 4 degrees Celsius למשך ארבעה ימים לפחות כדי להבטיח חדירה מקסימלית לרקמות הצמח. להכנת הבלוקים, הניחו תוויות קטנות המסומנות בעיפרון עם שם הדגימה בתוך כל אחת מתבניות ההטמעה.הכינו תווך שיקוץ על ידי הוספת 1ml של מקשה ל-15ml של תווך חדירה. מלאו מחצית מכל באר בתבנית באמצעות כ-200 microliters של תווך השיקוץ. השתמשו ביריעת סרט שקופה מעל התבנית כדי לכסותה, עם 1ml נוסף בכל צד.דגרו את התבניות בטמפרטורת החדר למשך שעתיים לפחות כדי לאפשר פולימריזציה חלקית. לאחר מכן, הכינו מנה נוספת של תוכה להטמעה ושמרו אותה על קרח כדי למנוע פולימריזציה בזמן סידור קצות השורשים בתבנית. הוסיפו תוכה להטמעה לתוך צלחת קטנה והניחו נבט אחד בתוך התוכה.תחת מיקרוסקופ סטריאוסקופי, השתמש בסכין ניתוח (סקלפל) כדי לחתוך כל קצה שורש, ואז מקם אותו בזהירות רבה בתבנית במרחק של כ-2 עד 3 mm מהיקף התבנית, באופן אנכי עבור חתכים טרנסברסליים או באופן אופקי עבור חתכים לונגיטודיים. לאחר סידור הרקמה, השתמש בחומר טמיעה כדי למלא את התבנית לחלוטין, וכסה אותה בסרט הגנה עליון. לאחר מכן, דגרו בטמפרטורת החדר למשך שעתיים לפחות. כדי לייבש את הבלוקים, מקמו אותם בדסיקטור עם סיליקה ג'ל יבשה והשאירו בטמפרטורת החדר למשך הלילה.השתמש במכשיר להכנת סכינים המצויד בכלי חריטה מיהלום כדי להכין סכיני זכוכית ממוטות זכוכית, על ידי חיתוך מוט הזכוכית לצורה ריבועית ולאחר מכן חיתוך הריבוע באלכסון כדי להפיק שני סכינים. ודא ששני הסכינים בעלי קצוות חדים. רכיב את הבלוק בתוך מחזיק.לאחר מכן, בעזרת להב תעשייתי בעל להב בודד, הסר את עודפי חומר הבלוק עד למרחק של 1 mm מקצה השורש כדי לקבל צורה פירמידלית. בצע חיתוך של הבלוק המעוצב לפרוסות בעובי של 2 עד 3 micron והעבר את הפרוסות לעל slides זכוכית מסומנת. לאחר מכן, הוסף טיפות מים על הפרוסות.חשוב להכין חתכים בעבי גובה אחיד כדי לצמצם את השונות של הנתונים המנותחים. הניחו את תגליות הזכוכית על גבי בלוקי חימום המכוונים לחום נמוך עד שהמים יתאדו. להכנת תגליות לצפייה תחת מיקרוסקופ מקוטב, דללו את תמיסת Richardson's ל-2% מהתמיסה המקורית והשתמשו בכ-1ml כדי לכסות את הפרוסות.לאחר מכן, הניחו את הדגימות על גוש החימום למשך 5 שניות ושטפו אותן במים מזוקקים. לאחר ייבוש השקופיות על לוח החימום, בחנו את הפרוסות תחת מיקרוסקופ סטריאוסקופי והשתמשו בטוש כדי לסמן את גב השקופית את מיקומן של הפרוסות הרלוונטיות. הוסיפו 100 µL של תמיסת קיבוע לפני הכיסוי בכיסוי זכוכית.בצעו הדמיה וניתוח בהתאם לפרוטוקול הכתוב. מוצג כאן חתך רוחב של השורש הראשוני של Arabidopsis עם ארגון רדיאלי של התאים והרקמות המרכיבים אותו, כולל תאים ללא שערות, תאי שערה וקורטקס. תמונת קונפוקל זו מראה ביטוי של BRI1-GFP בתאים ללא שערות על רקע מוטציה ב-BRI1, דבר המעכב את ההתרחבות החד-כיוונית של תאים סמוכים ואת צמיחת השורש כולו.כפי שניתן לראות כאן, חתכים אורכיים של שורשים שהושגו מסוג בר (wild type) ומקוים המבטאים BRI1 בתאים שאינם תאי שערה, הראו אוריינטציה דומה של מיקרופיברילי תאית, עם שונות גבוהה של זוויות בתאים מרסטמטיים בהשוואה לתאים באזור המעבר. דבר זה מאפשר השוואה של הצטברות יחסית של גבישים בתאית בתאים המרסטמטיים והמתארכים המקבילים בשני הרקעים הגנטיים, כפי שמוצג כאן בחתכים רוחביים, וחושף מתאם בין ביטוי של BRI1 בתאים שאינם תאי שערה לבין הצטברות מקומית גבוהה של גבישים בתאית. באופן כללי, בסרטונים, מי שאינו מכיר את השיטה יתקשה בביצועה, כיוון שקשה להשיג שורשים בעלי אוריינטציה נכונה במהלך הליך ההטמעה.לפיכך, יש להכין מספר בלוקים לצורך חיתוך. לאחר רכישת מיומנות, ניתן לבצע חיתוך של בלוק בודד תוך 2 עד 3 שעות. בעת ביצוע פרוצדורה זו, חשוב לזכור כי הצטברות הגביש בתאית היא דומה בין תאים אם יש להם אוריינטציה דומה של מיקרופיברילי התאית, כפי שנקבע על ידי החיתוכים האורכיים.לאחר צפייה בסרטון זה, תרכשו הבנה טובה לגבי האופן שבו מקבעים נבטי Arabidopsis, כיצד מטמיעים אותם בבלוקים, וכיצד מכינים לאחר מכן חתכיםlongitudinal וחתכי רוחב (transverse) של השורש. כמו כן, תקבלו תובנה מעמיקה לגבי הנתונים שניתן להפיק באמצעות מיקרוסקופיית אור מקוטב.

high-resolution-quantification-crystalline-cellulose-accumulation

Research

JoVE Journal

Biology

ביולוגיה

השיטה מבוססת על מיקרוסקופיה ראמאן confocal מוצג שמקנה ללא תווית להדמיה של ליגנין בדפנות תא הצמח והשוואת lignification ברקמות, מדגמים שונים או מין.

ללא תווית באתרו הדמיה של Lignification בתוך קירות התא הצמח

אנו מתארים פרוטוקול באמצעות שקופיות קאמריות ותקשורת כדי לשתק פסיגי צמחים עבור הדמית confocal של האפידרמיס על פני כמה ימים של פיתוח, המתעד את בידול הפיוניות. חלבוני fluorophore מתויג-ניתן לעקוב באופן דינמי על ידי ביטוי ולוקליזציה subcellular, להגביר את ההבנה של התפקידים האפשריים שלהם במהלך חלוקת תאים והתמיינות תאים מסוג.

לטווח ארוך הדמיה, ברזולוציה גבוהה Confocal זמן פקיעה של<em&gt; טבורית ארבידופסיס</em&gt; אפידרמיס במהלך הנביטה

בסרטון זה, אנו מתארים הליך צביעה כדי לדמיין שקיעת תאית בתוך דפנות התא של Arabidopsis thaliana, צמח דיקוט, באמצעות calcofluor לבן, אשר נקשר במיוחד גלוקנים הקשורים β, מציג פלואורסצנטיות תחת אור UV.

צביעה לבנה Calcofluor: שיטה פשוטה להדמיית פלואורסצנטיות הנגרמת על ידי UV של משקעי תאית בדפנות התא של קטעי גזע צמח דיקוט

אנו מתארים שיטה למיפוי תכונות מכניות של רקמות צמחים באמצעות מיקרוסקופ כוח אטומי (AFM). אנו מתמקדים כיצד לתעד שינויים מכניים המתרחשים בדפנות התא במהלך התפתחות הצמח בקנה מידה בינוני בשדה רחב, מה שמאפשר לתאם את השינויים האלה עם גדילה ומורפוגנזה.

מיפוי מבוסס AFM של תכונות אלסטיות של קירות תא: ברקמות, נייד, והחלטות subcellular

הרכב דופן התא של הצמח משתנה בין סוגי הרקמות ויכול לכלול ליגנין, תאית, המיצלולוז ופקטין. טכניקות צביעה שונות פותחו כדי להמחיש הבדלים ברמת סוג התא. מאמר זה הוא אוסף של טכניקות צביעת דופן תאים נפוצות.

הכתמה histochemical של<em&gt; Thaliana ארבידופסיס</em&gt; תא המשני בוול אלמנטים

אנו מספקים כאן פרוטוקול יעיל ואמין עבור immunostaining, הקרינה הכלאה באתר, מכתים DNA ואחרי הדמיה בביציות thaliana ארבידופסיס כל הר כמותיים, ברזולוציה גבוהה. שיטה זו השתמשה בהצלחה כדי לנתח שינויי הכרומטין ואדריכלות גרעינית.

שיטה יעילה לניתוח כמותי, תא בודד של הכרומטין שינוי ואדריכלות גרעינית בהר שלם-ביציות ב<em&gt; ארבידופסיס</em

איתות 2 + Ca מסדירה תהליכים ביולוגיים מגוונים בצמחים. כאן אנו מציגים גישות לניטור לחץ אביוטי המושרה Ca מרחב ובזמן 2 + אותות בתאי ארבידופסיס ורקמות באמצעות Ca 2 + אינדיקטורים מקודד גנטי Aequorin או Case12.

מדידת מרחב ובזמן Ca 2 + אותות בצמחים ארבידופסיס

פרוטוקול זה מתאר בפירוט כיצד החומר הצמחי לאימונולוקליזציה של חלבונים ופקטינים ערבינוגלקטניים קבוע, מוטבע בשרף אקרילי הידרופילי, חתוכה ומורכבת על מגלשות זכוכית. אנו מראים אפיטופים הקשורים לקיר התא יזוהו עם נוגדנים ספציפיים.

אימונולוקליזציה פלואורסצנטית של חלבונים ערבינוגלקטניים ופקטינים בחומת התא של רקמות הצמח

איתות סידן מערכתי המופעל על ידי גלוטמט חוץ-תאי הוא קריטי לגיוס תגובות הגנת הצמח לפצעים מכניים ולתקפת אוכלי עשב בצמחים. מאמר זה מתאר שיטה לדמיין את הדינמיקה המרחבית והטמפורלית של שני גורמים אלה באמצעות צמחי תאליאנה ערבידופסיס המבטאים ביוסנסורים פלואורסצנטיים רגישים לסידן וגלוטמט.

שדה רחב, הדמיה בזמן אמת של אותות פצע מקומיים ומערכתיים ב Arabidopsis

תהליך זה עושה שימוש במיקרוסקופיה קונפוקלית בשילוב עם גרעין מסומן פלואורסצנטי וקו סמן כרומטין ב-Arabidopsis thaliana כדי לתעד בו-זמנית את דינמיקת הגרעין והכרומטין בשורשי הערבידופסיס ולחקור שינויים בדינמיקה אלו בתגובה לרמזים התפתחותיים וסביבתיים.

הדמיה כמותית של תאים חיים של צורת גרעין ודינמיקת כרומטין במהלך ההתפתחות ולחץ סביבתי בשורש Arabidopsis thaliana

למד כיצד לכמת צלולוזה גבישית ברזולוציה תאית בשורשי Arabidopsis באמצעות מיקרוסקופיית אור מקוטב. השיטה מאפשרת השוואות ישירות בין רקמות שונות ותורמת להבנת פיזיולוגיה ופיתוח צמחים.

כימות רזולוציה גבוהות של הצטברות צלולוזת גבישים ב

גלה סרטונים נוספים