Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Модель лимфедемы мышиного хвоста

Published: February 10, 2021 doi: 10.3791/61848
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Department of Surgery, Indiana Center for Regenerative Medicine and Engineering, Indiana University School of Medicine
* These authors contributed equally

Summary

Лимфедема – это отек конечностей, вызванный лимфатической дисфункцией. Мы описываем модель хронического мышиного хвоста лимфедемы и новое использование технологии нанотрансфекции тканей (TNT) для доставки генетического груза в хвост.

Abstract

Лимфедема – это отек конечностей, вызванный лимфатической дисфункцией. Пораженная конечность увеличивается из-за накопления жидкости, жиров и фиброза. Лекарства от этого заболевания не существует. Модель мышиного хвоста, которая использует фокальный иссечение кожи полной толщины вблизи основания хвоста, что приводит к отеку хвоста, была использована для изучения лимфедемы. Однако эта модель может привести к сосудистому некрозу хвоста и раннему разрешению отека хвоста, ограничивая его клиническую переводимость. Модель хронической лимфедемы хвоста мыса вызывает устойчивую лимфедему в течение 15 недель и надежную перфузию в хвост. Усовершенствования традиционной модели лимфедемы хвоста мышая включают в себя 1) точное иссечение полной толщины и лимфатическое клипирование с помощью хирургического микроскопа, 2) подтверждение послеоперационной артериальной и венозной перфузии с использованием лазерного пятнышка высокого разрешения и 3) функциональную оценку с использованием индоцианиновой зеленой ближней инфракрасной лазерной лимфангиографии. Мы также используем технологию нанотрансфекции тканей (TNT) для новой невирусной, чрескожной, фокальной доставки генетического груза в сосудистую клетку хвоста мыши.

Introduction

Лимфедема – это отек конечностей, вызванный лимфатической дисфункцией. Пораженная конечность увеличивается из-за накопления жидкости, жировой воды и фиброза1. Лимфедема поражает 250 миллионов человек во всем мире2,3,4. Подсчитано, что у 20-40% пациентов, которые проходят лечение солидных злокачественных новообразований, таких как рак молочной железы, меланома, гинекологические/урологические опухоли или саркомы, развивается лимфедема2,4,5. Заболеваемость лимфедемой включает рецидивирующие инфекции, боль и деформацию6. Нет никакого лекарства от этого прогрессирующего, пожизненного заболевания. Современные методы лечения эффективныпри вариаби7 и включают компрессию, полную безоперационную терапию физиотерапевтами, эксцизионные процедуры и микрохирургические операции, включая васкуляризованный перенос лимфатических узлов и лимфовенозное шунтирование7,8,9,10,11,12,13,14. Идеальное лечение лимфедемы еще предстоит открыть.

Изучение механизма и терапии лимфедемы было ограничено. Существует среднее отсроченное начало в течение одного года после лимфатической травмы15,16 и большинство лиц, которые испытывают ятрогенное оскорбление с помощью радиации и хирургии, не развивают лимфедему4,6,17. Хотя модели крупных животных, включая клыки, овец и свиней, были описаны18,19,20,модель мышиного хвоста была наиболее широко применена из-за простоты, стоимости и воспроизводимости. Мышиные модели для исследования лимфедемы включают модель хвоста, диптерийно-токсинную опосредованную лимфатическую абляцию и диссекцию подмышечных или подколенных лимфатических узлов21,22,23,24,25,26. Большинство моделей хвоста используют фокальное, полной толщины иссечение кожи с обрезанием лимфатических каналов, которое выполняется вблизи основания хвоста22,в результате чего возникает отек хвоста и гистологические признаки, сходные с лимфедемой человека24,27,28,29. Однако стандартная модель хвоста мыща обычно спонтанно разрешается всего за 20 дней и сопровождается периодическим некрозом хвоста30. Модель лимфедемического хвоста мыши продлевает устойчивую лимфедему более чем на 15 недель, демонстрирует подтвержденную артериальную и венозную проходимость и позволяет оценить функциональную лимфатическую дисфункцию.

Модель лимфедемы мышиного хвоста позволяет оценить новые терапевтические средства для лечения лимфедемы. Генные стратегии были использованы в мышиной модели, опосредопосредооченной вирусными векторами31,32. Мы также используем новую технологию нанотрансфекции тканей (TNT) для доставки генетического груза в лимфедематозный хвост мыши. TNT облегчает прямую, чрескожную доставку генов с помощью чипа с наноканалами в быстро сфокусированном электрическом поле33,34,35,36. Модель включает в себя использование TNT2.0, чтобы обеспечить фокальную доставку генов потенциальных генных терапевтических средств к месту лимфатического повреждения мышиного хвоста35.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Протокол следует руководящим принципам комитета по этике исследований на животных учреждения. Все эксперименты на животных были одобрены Комитетом по институциональному уходу и использованию животных Медицинской школы Университета Индианы. Животные были размещены под 12-часовым циклом света-темноты с пищей и водой ad libitum.

1. Хирургическое нарушение лимфатической хирургии мышиного хвоста

  1. Используйте восьминедельных мышей C57BL/6 с равным гендерным распределением.
  2. Поместите мышь под общую анестезию в индукционную камеру с 3-4% изофлурана в 100% кислороде с последующей поддерживающей спокоенностью на 1-3% во время процедуры.
  3. Вводят 0,5 мг/кг бупренорфина с замедленным высвобождением (SR) подкожно для контроля боли.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дополнительные обезболивающие препараты, вводимые после операции: карпрофен один раз в 24 ч в течение не менее 48 ч и бупивакаин один раз либо после того, как был сделан разрез, либо перед закрытием разреза, наносится капельным путем капания на края кожи (длится до 4 – 6 ч).
  4. Расположите мышь дорсально и подготовите хвост 70% изопропиловым спиртом.
  5. Измерьте диаметр хвоста перед процедурой с шагом 5 мм, начиная с 20 мм от основания хвоста, используя суппорт. Эти измерения будут использоваться для расчета объема с использованием усеченного конусного уравнения37.
  6. Отметьте 3 мм окружное иссечение на хвосте в 20 мм от основания.
  7. Выполните тщательное иссечение кожи полной толщиной 3 мм стерильным хирургическим лезвием (размер 15), оставив все подлежащие сосуды нетронутыми при хирургическом микроскопическом увеличении. Сначала проденьте верхний окружной знак (20 мм от основания хвоста) через дерму, а затем окружной разрез полной толщины 3 мм до первого разреза.
    1. Сделайте перпендикулярный вертикальный разрез полной толщины, чтобы соединить два разреза. Используйте зубчатый тонкий звукосниматель, чтобы захватить передний край и использовать микросубчики, чтобы тщательно рассекать глубоко внутри аваскулярной плоскости до дермы и поверхностную к адвентиции вены.
  8. Вводят 0,1 мл изосульфана синего (1%) подкожно проксимально к кончику хвоста.
  9. Определите два лимфатических канала, прилегающих к боковым хвостовым венам, под хирургическим микроскопом. Лимфатика будет казаться синей из-за инъекции изосульфана. Трансекцию лимфатических решеток с помощью прямых микрохирургических ножниц. Используйте ножницы, чтобы тщательно рассекать плоскость между боковой веной и лимфатической. Затем проведите кончик одной ножничной лопатки между лимфатическим сосудом и боковой веной и закройте лопасти, чтобы трансектировать лимфатический сосуд.
  10. Завязывание раны хвоста стерильной адгезивной прозрачной повязкой. Ежедневно проверяйте послеоперационные разрезы, чтобы убедиться, что они не инфицированы или не кровоточат, и обеспечьте уход за раной в течение 2 недель.
  11. Размещайте животных поо отдельно, чтобы предотвратить дальнейшее повреждение хвоста и предотвратить укус животных друг друга, что приведет к хирургическим осложнениям.

2. Оценка хвостовой сосуда с помощью лазерной спекл-контрастной визуализации

  1. Обезболивайте мышь, как по состоянию на шаге 1.2.
  2. Чтобы использовать лазерное спекл-контрастное изображение для визуализации сосудистости хвоста, установите ширину 0,8 см, высоту 1,8 см, высокую плотность точек, частоту кадров 44 изображения в секунду, время 30 секунд и цветную фотографию 1 раз в 10 секунд.
  3. Оцените венозную и артериальную перфузию на проходимость. Качественно следует визуализировать непрерывность потока.

3. Функциональная лимфатическая оценка с помощью лазерной ангиографии ближнего инфракрасного диапазона

  1. Обезболить животное, как на этапе 1.2
  2. Повторно вводят индоцианин зеленый (ICG) (25 мг/10 мл) и вводят 0,1 мл подкожно в дистальный хвост мыши возле кончика.
  3. Приглушите свет в комнате. Поместите лазерную ангиографию в ближнем инфракрасном диапазоне в буферную настройку с последующим захватом в реальном времени.

4. Фокальная доставка груза нуклеиновых кислот в хвост мыши с использованием тротила

  1. Обезболить животное, как на шаге 1.2.
  2. Отшелушивайте хвост мыши с помощью местного крема для отшелушивания кожи.
  3. Погрузите хвост мыши в раствор коллагеназы (10 мг/мл) при 37 °C в течение 5 минут.
  4. Загрузите ДНК в резервуар чипа TNT2.0 35.
  5. Поместите силиконовое чиповое устройство TNT2.0 над нужным фокальным местом доставки на хвосте с наноиглами, контактировками с хвостом.
  6. Поместите положительный электрический зонд в резервуар. Прикрепите отрицательный зонд к игле 30 G и вставьте иглу подкожно в хвост к месту доставки.
  7. Примените квадратную импульсную электростимуляцию (импульсы 10 x 10 мс, 250 В, 10 мА).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Методика моделирования хвоста мыши для устойчивой лимфедемы показана на рисунке 1. На рисунке представлена соответствующая анатомия модели мышиного хвоста. Рисунок 2 демонстрирует прогрессирующий отек и устойчивую персистентную лимфедему в хвосте мыши после индукции лимфедемы. Объем мышиного хвоста, рассчитанный по усечению конусного уравнения, достигает пика на 4-й неделе и плато до 6-й недели, за которым следует постепенное улучшение, которое сохраняется до 15-й недели. Объем хвоста может быть использован в качестве переменной исхода для оценки эффекта терапевтических вмешательств на лимфедему в модели. На рисунке 3можно наблюдать лазерное пятнышко высокого разрешения для оценки проходимости сосудистой системы хвоста. Это добавляет строгости модели, чтобы гарантировать, что благополучие является вторичным по отношению к лимфатической дисфункции, а не к венозной травме. Эффект вмешательств может затем потенциально привести к лечению лимфедемы с большей уверенностью. На рисунке 4 показана функциональная лимфатическая оценка, выполненная с помощью лазерной лимфангиографии ближнего инфракрасного диапазона. Эта дополнительная переменная исхода позволяет обеспечить функциональный лимфатический эффект вмешательств. На рисунке 5 показана фокальная доставка генетического груза транскутанно в хирургический участок с использованием технологии тканевой нанотрансфекции (тротил2.0). TNT2.0 облегчает оказание помощи потенциальным кандидатам в генные терапии в этой модели лимфедемы.

Figure 1
Рисунок 1:Модель мышиного хвоста для устойчивой лимфедемы. (A) Иссечение кожи полной толщиной 3 мм выполняется на хвосте мыша в 20 мм от основания под хирургическим микроскопом. Принимаются меры для сохранения сосудистой азкулятуры. (B) Схема поперечного сечения хвоста мыши. DV = дорсальная вена, LV = боковые вены, A = вентральная каудальная артерия, CV = каудальный позвонок, T = сухожилие и мышца, желтые стрелки показывают лимфатические мышцы. (C) После введения изосульфана синего в кончик хвоста для локализации лимфатических щелок лимфатических веществ( желтая стрелка) проявляют синий цвет. Лимфатические области нарушаются при сохранении соседних боковых вен (белая стрелка). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2:Прогрессирующее отек модели лимфедемы хвоста мыши. (A) После иссечения кожи полной толщины и лимфатической трансекции хвост мыши демонстрирует прогрессирующий отек, который сохраняется в течение 15 недель. Кронштейн обозначает 20 мм от основания хвоста до начала хирургического полного иссечения кожи. (B-C) Количественная оценка изменения объема хвоста за 15 недель представлена в виде(B)гистограмм, каждая точка которых представляет животное, n = 15, или как(C)линейный график. Данные, представленные в виде ± SEM. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3:Лазерное контрастное изображение с высоким разрешением для подтверждения перфузии хвоста мыши в модели лимфедемы мышиного хвоста. Лазерное пятнышко используется для оценки сосудистой системы хвоста мыши после операции для подтверждения отека лимфатической этиологии и минимизации некроза хвоста. (A) Мышиный хвост с поврежденными боковыми жилками (черная стрела), обнаруженный лазерным пятнышком. (B) Интактная боковая хвостовая вена (черная стрелка) после лимфедемы, обнаруженная лазерным пятнышком. (n=5) разрешение 0,02 мм; Цветовая полоса указывает на перфузию (синий: низкий, красный: высокий), измеренную в произвольных относительных единицах. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4:Оценка лимфатической функции с помощью лазерной лимфангиорапии ближнего инфракрасного диапазона в модели хвоста мыши. Индоцианин зеленый (ICG), вводимый в кончик хвоста мыши, локализуется в лимфатических органах. До операции лимфатики неповреждены вдоль хвоста мыши. После операции нет транзита ICG за пределы хирургического участка, подтверждая, что отек вызван лимфатической дисфункцией. Желтая стрелка указывает на основание хвоста. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5:Фокальная доставка генетического груза с использованием технологии тканевой нанотрансфекции (тротил). (A) Иллюстрация доставки тротила. (B)Плазмиды загружаются в резервуар TNT2.0. К ним присоединяются положительные и отрицательные электрические зонды и подается короткая импульсная электрическая стимуляция квадратной волной (импульсы 10 x 10 мс, 250 В, 10 мА), способствующая фокальной, невирусной, чрескожной трансфекции. (C)Эффективность доставки генетического груза с использованием тротила2.0, наблюдаемая через флуоресцеин амидит (FAM), меченый ДНК, доставку к мышиной хвосту. Мышиные хвосты были разделены через два дня после обработки тротилом и оценены с помощью флуоресцентной микроскопии. Белые пунктирные линии указывают на эпителий кожи мышиного хвоста. Белые стрелки указывают на ДНК, меченую FAM. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Лимфедема классифицируется как первичное (врожденное) или вторичное (ятрогенное лимфатическое) повреждение38,39. Вторичная лимфедема составляет 99% случаев39. Вторичная лимфедема чаще всего вызывается инфекцией (филяриатозом) или постонсологическим лечением лимфаденэктомией или облучением4,39. Трансляционная животная модель является сложной задачей для вторичной лимфедемы, так как 70% животных, получавших лимфадэктомию и облучение, не приобретают лимфедему2,16. Кроме того, фенотипическая лимфедема демонстрирует отсроченное начало (один год) постлимфатного повреждения. Модель лимфедемы мышиного хвоста преодолевает эти препятствия, так как все мыши, подвергающиеся фокальному иссечению хвоста, проявляют лимфедему в течение нескольких дней после процедуры21,23. Фокальная подкожная иссечение полной толщины выполняется под визуализацией с помощью хирургического микроскопа, что позволяет окончательно идентифицировать плоскость ткани между хвостовыми венами и подкожными тканями и облегчает сохранение сосудов. Ранее мы перевязывали лимфатический канал нейлоновым швом, но поскольку стойкая лимфедема может быть вызвана только трансекцией лимфатического канала, перевязку следует считать ненужной. Два боковых лимфатических канала в хвосте мыши находятся в непосредственной близости с боковыми хвостовыми жилками. Гистологически опухший хвост проявляет воспаление, задержку межсуставной жидкости, жировое отложение и фиброз, похожий на клиническую лимфедему24,27,28,40.

Одной из ловушек этой модели является риск травмирования боковых вен и сосудистой ветки. Выполнение процедуры на иссечении кожи полной толщины с помощью лупового увеличения может привести к непреднамеренным венозным кровотечениям во время рассечения. Тщательное иссечение при высоком стереоскопическом увеличении способствует большей точности пребывания в сосудистой плоскости между адвентицией сосуда и подкожным слоем. Другая трудность заключается в том, что некроз хвоста происходит с частотой до 30%30,так как повреждение сосудов значительно увеличивает риск некроза хвоста. Модель маргинализирует некроз хвоста с (1) использованием хирургического микроскопа для тщательного рассечения и (2) подтверждением проходимости сосудов лазерной спекл-визуализацией41. При выявлении сосудистого повреждения животное следует удалить из исследования. Другие исследователи использовали внутрисердечную микросферную инъекцию для оценки артериальной перфузии22. Лазерная спекл-визуализация позволяет количественно оценить кинетику кровотока вен в дополнение к артериям41. Этот минимально инвазивный метод может обеспечить точные данные о микроперфузии. 41 41 г.

Объем хвоста используется в качестве фенотипической переменной результата модели. Оценка лимфатической функции хвоста в модели также используется для оценки экспериментального эффекта. Мы используем лазерную лимфангиографию ближнего инфракрасного диапазона для оценки лимфатической функции в хвосте мыши. Это непосредственно визуализирует лимфатический поток в реальном времени у живого животного. Лазерная лимфангиография ICG также широко используется клинически во время лимфатических микрохирургических триапевтических процедур, таких как лимфовенозный анастомоз, поэтому она хорошопереводится 10. Клинически это облегчает интроперативное лимфатическое картирование и идентификацию целевых лимфатических сосудов для соединения их в вены при лимфовенозном анатомозе для лечения лимфедемы7,10. Одной из ловушек использования лазерной лимфангиографии ICG является легкость, с которой хвост мыши и другие материалы могут быть покрыты ICG, что приводит к невидической флуоресценции и препятствует правильной визуализации лимфатических веществ. Поэтому мы меняем перчатки сразу после обработки ICG и введения, чтобы минимизировать этот риск.

TNT был разработан первоначально для перепрограммирования тканей in vivo33. Он используется в качестве платформы переноса генов, в более широком смысле, включая спасение диабетической периферической невропатии и восстановление раздробленных нервов34,36, и использует три основных компонента: (1) силиконовый наночип для переноса генов на основе наноигл; (2) груз нуклеиновых кислот (плазмиды с ОВФ или миРНК); и 3) стандартный блок питания. Тротил облегчает прямую, чрескожную, невирусную доставку генов с помощью быстрого сфокусированного электрического поля. Он был использован для уменьшения ишемии конечностей путем увеличения неоваскуляризации у мышиной модели33. Совсем недавно TNT2.0 был использован для маркировки экзосомраны 35. Использование TNT в модели лимфедемы мышиного хвоста предлагает захватывающее будущее для доставки генной терапии.

Трансляционным ограничением модели лимфедемы хвоста мыши было спонтанное разрешение лимфедемы21,22,поскольку отек хвоста проходит через 20-30 дней в некоторых экспериментальных моделях21. В модели объем набухания хвоста, измеренный по обычно используемому усеченным конусным уравнению37,поддерживался в течение 15 недель без демонстрации разрешения. Возможно, усовершенствования техники максимизировали персистенцию лимфедемы. Модификации методики включают полную рассечение под микрокопическим увеличением, лазерную спекл-оценку сосудистой системы хвоста для обеспечения строгости лимфатического происхождения лимфедемы, функциональную оценку с помощью лазерной лимфангиографии ICG и TNT2.0 для терапевтической доставки генов. Модифицированная модель лимфедемы мышиного хвоста является воспроизводимой и клинически переводимой животной моделью лимфедемы.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

У авторов нет конкурирующих конфликтов интересов.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана грантовой поддержкой, предоставленным Американской ассоциацией пластических хирургов Академической стипендией и Министерством обороны W81XWH2110135   для AHH. Грант Фонда образования и исследований эстетической хирургии MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 и R01DK125835 для CKS.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tegaderm Film 1626W
Surgical Microscope Leica, Wetzlar, Germany MSV266
Adherent Dressing (Tegaderm) 3M, St. Paul, Minn. 1626W
Laser speckle (Pericam PSI System ) Perimed AB, Stockholm, Sweden) PSIZ
Near-infrared laser (LUNA) Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) LU3000
C57BL/6 mice Jackson Laboratories 000664
Micro-Adson Forceps - 1x2 Teeth Fine Science Tools (USA) Inc. 11019-12
V-Hook Fine Science Tools (USA) Inc. 18052-12
Scalpel SS NO15 Fischer Scientific 29556
Disposable Needle 30GX1 Fischer Scientific 305128
Operating Scissors Fischer Scientific 12-460-796
Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in Fischer Scientific 50-118-4255
Spring Scissors - Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge Fine Science Tools (USA) Inc. 15024-10
Cardiogreen Sigma I2633-25MG
IsosulfanBlue (Lymphazurin)  50 mg/5ml Mylan 67457-220-05

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
  2. Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
  3. Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
  4. Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
  5. Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
  6. Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 8 Suppl 2237-2249 (2012).
  7. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  8. Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
  9. Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
  10. Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
  11. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 3 Suppl 209-218 (2016).
  12. Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
  13. Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  14. Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  15. Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
  16. Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 4S Suppl 3 234-241 (2019).
  17. Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006--a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
  18. Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
  19. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  20. Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
  21. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  22. Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
  23. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  24. Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
  25. Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
  26. Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
  27. Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
  28. Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
  29. Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
  30. Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
  31. Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
  32. Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
  33. Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
  34. Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
  35. Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
  36. Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
  37. Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
  38. Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
  39. Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
  40. Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  41. Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).

Tags

Медицина выпуск 168 лимфедема модель лимфангиография лазерное пятно тротил тканевая нанотрансфекция
Модель лимфедемы мышиного хвоста
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hassanein, A. H., Sinha, M.,… More

Hassanein, A. H., Sinha, M., Neumann, C. R., Mohan, G., Khan, I., Sen, C. K. A Murine Tail Lymphedema Model. J. Vis. Exp. (168), e61848, doi:10.3791/61848 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter