Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

En Murine Tail lymfødem modell

Published: February 10, 2021 doi: 10.3791/61848
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Department of Surgery, Indiana Center for Regenerative Medicine and Engineering, Indiana University School of Medicine
* These authors contributed equally

Summary

Lymfødem er ekstremitet hevelse forårsaket av lymfatisk dysfunksjon. Vi beskriver en kronisk murinhalemodell av lymfødem og den nye bruken av vev nanotransfeksjonsteknologi (TNT) for genetisk lastlevering til halen.

Abstract

Lymfødem er ekstremitet hevelse forårsaket av lymfatisk dysfunksjon. Den berørte lemmen forstørres på grunn av opphopning av væske, fett og fibrose. Det finnes ingen kur mot denne sykdommen. En mus hale modell som bruker en fokal full tykkelse hud eksisjon nær bunnen av halen, noe som resulterer i hale hevelse, har blitt brukt til å studere lymfødem. Imidlertid kan denne modellen resultere i vaskulær består og følgelig halenekrose og tidlig hevelse i halen, noe som begrenser den kliniske overførbarheten. Den kroniske murinhale lymfødem modellen induserer vedvarende lymfødem over 15 uker og en pålitelig perfusjon til halen. Forbedringer av den tradisjonelle murin hale lymfødem modellen inkluderer 1) presis full tykkelse eksisjon og lymfatisk klipping ved hjelp av et kirurgisk mikroskop, 2) bekreftelse av postoperativ arteriell og venøs perfusjon ved hjelp av høyoppløselig laser flekk, og 3) funksjonell vurdering ved hjelp av indocyanin grønn nær infrarød laser lymfangiography. Vi bruker også vev nanotransfeksjonsteknologi (TNT) for ny ikke-viral, transkutan, fokal levering av genetisk last til musehalevaskulaturen.

Introduction

Lymfødem er ekstremitet hevelse forårsaket av lymfatisk dysfunksjon. Den berørte lemmen forstørres på grunn av opphopning av væske, fett og fibrose1. Lymfødem rammer 250 millioner mennesker over hele verden2,3,4. Det anslås at 20-40% av pasientene som gjennomgår behandling for faste maligniteter, som brystkreft, melanom, gynekologiske / urologiske svulster eller sarkomer, utvikler lymfødem2,4,5. Morbiditet fra lymfødem inkluderer tilbakevendende infeksjoner, smerte og deformitet6. Det finnes ingen kur mot denne progressive, livslange sykdommen. Nåværende terapier er variaby effektive7 og inkluderer kompresjon, fullstendig dekongesiv terapi av fysioterapeuter, eksisjonsprosedyrer og mikrokirurgiske operasjoner, inkludert vaskulær lymfeknuteoverføring og lymfovenøs bypass7,8,9,10,11,12,13,14. Den ideelle behandlingen for lymfødem er ennå ikke oppdaget.

Å studere mekanismen og terapien av lymfødem har vært begrenset. Det er en gjennomsnittlig forsinket utbrudd av ett år etter lymfatisk skade15,16 og de fleste individer som opplever iatrogene fornærmelse med stråling og kirurgi utvikler ikke lymfødem4,6,17. Selv om store dyremodeller, inkludert hund, sau og gris har blitt beskrevet18,19,20, har musehalemodellen vært den mest brukte på grunn av letthet, kostnad og reproduserbarhet. Musemodeller for å undersøke lymfødem inkluderer en halemodell, diptheria-toksinmediert lymfatisk ablasjon og aksillær eller popliteal lymfeknute disseksjon21,22,23,24,25,26. De fleste halemodeller bruker et fokus, full tykkelse hudeksisjon med lymfatisk kanalklipping som utføres nær bunnen av halen22, noe som resulterer i hale hevelse og histologiske egenskaper som ligner menneskelig lymfødem24,27,28,29. Imidlertid løser standard murinhalemodell vanligvis spontan på så få som 20 dager og ledsages av periodisk halenekrose30. Lymfødem mus hale modellen strekker et vedvarende lymfødem utover 15 uker, demonstrerer bekreftet arteriell og venøs patency, og tillater funksjonell lymfatisk dysfunksjon vurdering.

En murinhalemodell av lymfødem gjør det mulig å evaluere nye terapeutiske behandlinger for å behandle lymfødem. Genbaserte strategier har blitt brukt i musemodellen formidlet av virale vektorer31,32. Vi bruker også en ny vev nanotransfection teknologi (TNT) for genetisk last levering til lymfedematous mus hale. TNT forenkler direkte, transkutan genlevering ved hjelp av en brikke med nanokanal i et hurtigfokusert elektrisk felt33,34,35,36. Modellen inkluderer bruk av TNT2.0 for å tillate brennvidde genlevering av potensielle genbaserte terapeutiske stoffer til lymfatisk skadested for musehalen35.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Protokollen følger retningslinjene i institusjonens forskningsetiske komité for dyr. Alle dyreforsøk ble godkjent av Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee. Dyr ble plassert under en 12-timers lys-mørk syklus med mat og vann ad libitum.

1. Kirurgisk forstyrrelse av mushale lymfatikk

  1. Bruk åtte uke gamle C57BL/6-mus med lik kjønnsfordeling.
  2. Plasser en mus under generell anestesi i et induksjonskammer med 3-4% isofluran i 100% oksygen etterfulgt av vedlikeholdssedasjon ved 1-3% under prosedyren.
  3. Administrer 0,5 mg/kg vedvarende frigjøring (SR) buprenorfin subkutant for smertekontroll.
    MERK: Ytterligere smertestillende legemidler administrert etter operasjonen: Carprofen en gang hver 24 h i minst 48 timer og Bupivacaine en gang enten etter at snittet ble gjort eller før du lukker snittet, påført ved å dryppe på hudkantene (varer opptil 4 - 6 timer).
  4. Plasser musen dorsally og prep halen med 70% isopropylalkohol.
  5. Mål halediameteren før prosedyren ved 5 mm trinn som starter 20 mm fra bunnen av halen ved hjelp av en kaliper. Disse målingene brukes til å beregne volum ved hjelp av den avkortede kjegleligningen37.
  6. Merk et 3 mm omkretseksisjon på halen 20 mm fra basen.
  7. Utfør et omhyggelig hudeksisjon på 3 mm i full tykkelse med et sterilt kirurgisk blad (størrelse 15), slik at all underliggende vaskulatur er intakt under kirurgisk mikroskopisk forstørrelse. Øk det overlegne omkretsmerket (20 mm fra halebunnen) først gjennom dermis etterfulgt av et omkretsfullt snitt i full tykkelse 3 mm distlal til det første snittet.
    1. Lag et vinkelrett vertikalt snitt med full tykkelse for å koble de to snittene. Bruk en tannet fin pickup for å gripe en forkant og bruke mikroscissors å forsiktig dissekere dypt inne i avascular planet til dermis og overfladisk til venen adventitia.
  8. Injiser 0,1 ml isosulfanblå (1%) subkutant proksimalt til spissen av halen.
  9. Identifiser de to lymfatiske kanalene ved siden av sidehaleårene under det kirurgiske mikroskopet. Lymfatikken vil virke blå på grunn av isosulfaninjeksjon. Transekter lymfatikken ved hjelp av rett mikrokirurgisk saks. Bruk saksen til å forsiktig dissekere et plan mellom lateralvenen og lymfatisk. Pass deretter spissen av ett sakseblad mellom lymfekaret og sidevenen og lukk bladene for å transektere lymfekaret.
  10. Kle hale såret med en steril tilhenger klar dressing. Sjekk post-op snitt daglig for å sikre at de ikke er smittet eller blødning og gi sårpleie i 2 uker.
  11. Hus dyrene enkelt for å forhindre ytterligere skade på halen og for å forhindre at dyrene biter hverandre, noe som vil føre til kirurgiske komplikasjoner.

2. Hale vaskulær vurdering med laser flekk kontrast avbildning

  1. Bedøv musen som i trinn 1.2.
  2. Hvis du vil bruke bildebehandling med laserflekkkontrast til å visualisere halevaskularitet, setter du bredden til 0,8 cm, høyde til 1,8 cm, punkttetthet til høy, bildefrekvens til 44 bilder/sekund, tid til 30 sekunder og fargebilde til 1 per 10 sekunder.
  3. Evaluer venøs og arteriell perfusjon for patency. Kvalitativt bør kontinuitet i flyten visualiseres.

3. Funksjonell lymfatisk evaluering med nær infrarød laser angiografi

  1. Bedøv dyret som i trinn 1.2
  2. Rekonstituer indocyaningrønn (ICG) (25 mg/10 ml) og administrer 0,1 ml subkutant inn i den distale musehalen nær spissen.
  3. Demp romlysene. Plasser nær-infrarød laserangivelse i bufringsinnstilling etterfulgt av live capture.

4. Brennvidde levering av nukleinsyre last til musehale ved hjelp av TNT

  1. Bedøv dyret som i trinn 1.2.
  2. Eksfolier musehalen ved hjelp av aktuell hud peeling krem.
  3. Senk musehalen ned i kollagenoppløsningen (10 mg/ml) ved 37 °C i 5 minutter.
  4. Last DNA inn i TNT2.0 sponreservoar35.
  5. Plasser TNT2.0 silikonbrikkeenheten over ønsket leveringssted på halen med nanoneedler i kontakt med halen.
  6. Plasser en positiv elektrisk sonde i reservoaret. Fest den negative sonden til en 30 G nål og sett nålen subkutant inn i halen til leveringsstedet.
  7. Påfør firkantet bølgepuls elektrisk stimulering (10 x 10 ms pulser, 250 V, 10 mA).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Teknikken for musen hale modellen for vedvarende lymfødem er vist i figur 1. Figuren viser den relevante anatomien til mushalemodellen. Figur 2 viser den progressive hevelsen og vedvarende vedvarende lymfødem i musehalen etter lymfødeminduksjon. Musehalevolumet, som beregnet av den avkortede kjegleligningen, topper seg i uke 4 og platåer til uke 6 etterfulgt av gradvis forbedring som opprettholdes til uke 15. Halevolum kan brukes som en utfallsvariabel for å vurdere effekten av terapeutiske inngrep for lymfødem i modellen. I figur 3kan laserflekk med høy oppløsning for vurdering av halevaskulaturs patency observeres. Dette legger strenghet til modellen for å sikre at velvære er sekundært til lymfatisk dysfunksjon i stedet for venøs skade. Effekten av intervensjoner kan da potensielt oversette til lymfødembehandling med større tillit. Figur 4 viser en funksjonell lymfatisk vurdering utført via nær infrarød laserlymangiografi. Denne ekstra utfallsvariabelen gir mulighet for en funksjonell lymfatisk effekt av intervensjoner. Figur 5 viser fokal levering av genetisk last transkutant på operasjonsstedet ved hjelp av vev nanotransfeksjonsteknologi (TNT2.0). TNT2.0 legger til rette for omsorgspunkt for potensiell kandidatgenbasert terapeutisk behandling i denne lymfødemmodellen.

Figure 1
Figur 1: Mushalemodell for vedvarende lymfødem. (A) Et 3 mm bredt hudeksisjon i full tykkelse utføres på en murinhale 20 mm fra basen under det kirurgiske mikroskopet. Det er tatt hensyn til å bevare vaskulaturen. (B) Et skjematisk for tverrsnittet av musehalen. DV = dorsal vene, LV = laterale årer, A = ventral kaudal arterie, CV = kaudal vertebra, T = sene og muskel, gule piler viser lymfatikk. (C) Etter administrering av isosulfanblå inn i halespissen for å lokalisere lymfetikken, viser lymfeatikken (gul pil) blå farge. Lymfatikken forstyrres samtidig som de tilstøtende laterale venene (hvit pil) bevares. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Progressiv hevelse i mushalens lymfødemmodell. (A) Etter hudeksisjon i full tykkelse og lymfatisk transeksjon, viser musehalen progressiv hevelse som opprettholdes over 15 uker. Braketten betegner 20 mm fra bunnen av halen til starten av det kirurgiske hudutskillelsen med full tykkelse. (B-C) Kvantifisering av endringen i halevolum over 15 uker representert som (B) stolpediagrammer, hver prikk som representerer et dyr, n = 15 eller som (C) linjediagram. Data representert som ± SEM. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Høyoppløselig laserflekkkontrastavbildning for å bekrefte perfusjon av musehale i lymfødemmuseens halemodell. Laserflekk brukes til å vurdere musehalevaskulatur postoperativt for å validere hevelse i lymfatisk etiologi og minimere halenekrose. (A) En musehale med skadde laterale årer (svart pil) oppdaget av laserflekk. (B) Intakt lateral hale vene (svart pil) post-lymfødem kirurgi oppdaget av laser flekk. (n=5) oppløsning 0,02 mm; Fargekodet stolpe indikerer perfusjon (blå: lav, rød: høy) målt i vilkårlige relative enheter. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Vurdering av lymfatisk funksjon ved hjelp av nær infrarød laserlymangioraphy i musehalemodellen. Indocyanin grønn (ICG) injisert i spissen av musen halen lokaliserer til lymfatikk. Preoperativt er lymfatikken intakt langs musehalen. Postoperativt er det ingen ICG-transitt utover operasjonsstedet, noe som bekrefter at hevelse er forårsaket av lymfatisk dysfunksjon. Gul pil angir bunnen av halen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Brennvidde av genetisk last ved hjelp av vev nanotransfeksjonsteknologi (TNT). (A) Illustrasjon av TNT-levering. (B) Plasmider lastes inn i TNT2.0-reservoaret. De positive og negative elektriske sondene er festet og en kort, firkantet bølgepuls elektrisk stimulering leveres (10 x 10 ms pulser, 250 V, 10 mA), noe som letter fokus, ikke-viral, transkutan transfeksjon. (C) Effektivitet av genetisk lastlevering ved hjelp av TNT2.0 som observert gjennom fluorescein amidite (FAM) merket DNA-levering til murinhalen. Mushaler ble seksjonert to dager etter TNT-behandling og vurdert gjennom fluorescensmikroskopi. Hvite stiplede linjer indikerer epitelet i huden på murinhale. Hvite piler indikerer FAM-merket DNA. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Lymfødem er kategorisert som en primær (medfødt) eller sekundær (iatrogene lymfatisk) skade38,39. Sekundært lymfødem består av 99% av tilfellene39. Sekundært lymfødem er oftest forårsaket av infeksjon (filariasis) eller post-onkologisk behandling med lymfadenektomi eller stråling4,39. En translasjonell dyremodell er utfordrende for sekundært lymfødem, da 70% av dyrene som behandles med lymfadektomi og stråling, ikke får lymfødem2,16. I tillegg viser fenotypisk lymfødem en forsinket utbrudd (ett år) post-lymfatisk skade. Mushalemodellen av lymfødem overvinner disse hindringene, da alle mus som gjennomgår fokal hale lymfatisk eksisjon, viser lymfødem i løpet av dager etter prosedyren21,23. Full tykkelse fokal subkutan eksisjon utføres under visualisering med kirurgisk mikroskop som tillater definitiv identifikasjon av vevsplanet mellom haleårene og det subkutane vevet og tilrettelegging av karbevaring. Vi har tidligere ligated lymfatisk kanal med nylon sutur, men som vedvarende lymfødem kan induseres med transeksjon av lymfekanalen bare, ligation må anses unødvendig. De to laterale lymfatiske kanalene i musehalen er i nærheten av laterale hale årer. Histologisk viser den hovne halen betennelse, intersitial væskeretensjon, fettavsetning og fibrose, lik klinisk lymfødem24,27,28,40.

En fallgruve av denne modellen er risikoen for skade på laterale årer og vaskulatur. Utføre prosedyren på full tykkelse hud eksisjon ved hjelp av lupe forstørrelse kan føre til utilsiktet venøs blødning under disseksjon. Forsiktig eksisjon under høy stereoskopisk forstørrelse letter større presisjon for å holde seg innenfor et vaskulært plan mellom fartøyets adventitia og subdermalt lag. En annen vanskelighet er at halenekrose oppstår med en frekvens så høy som 30%30, da karskade øker halenekroserisikoen sterkt. Modellen marginaliserer halenekrose med (1) bruk av et kirurgisk mikroskop for omhyggelig disseksjon og (2) bekreftelse av kar patency ved laserflekkavbildning41. Hvis vaskulær skade er identifisert, bør dyret fjernes fra studien. Andre etterforskere har brukt intrakariac mikrosfæreinjeksjon for å vurdere arteriell perfusjon22. Laser flekkete avbildning tillater kvantifisering av blodstrømmen kinetikk av årer i tillegg til arterier41. Denne minimalt invasive teknikken kan gi presise mikroperfusjonsdata. 41

Halevolumet brukes som en fenotypisk utfallsvariabel av modellen. Vurdering av lymfatisk funksjon av halen i modellen brukes også til å vurdere den eksperimentelle effekten. Vi bruker nær infrarød laser lymfangiografi for å evaluere lymfatisk funksjon i musehalen. Dette visualiserer direkte sanntids lymfatisk strømning i det levende dyret. ICG laser lymfangiografi brukes også ofte klinisk under lymfatiske mikrokirurgiske threapeutic prosedyrer som lymfovenøs anastomose slik at den oversetter godt10. Klinisk legger dette til rette for introperativ lymfatisk kartlegging og identifisering av mållym lymfatiske kar for å koble dem til årer i lymfovenøs anatomose for å behandle lymfødem7,10. En fallgruve ved bruk av ICG-laserlym lymfangiografi er den enkle som mushalen og andre materialer kan bli belagt med ICG, noe som resulterer i ikke-spesiisk fluorescens og hindrer riktig visualisering av lymfatikken. Derfor skifter vi hansker umiddelbart både etter ICG-håndtering og administrering for å minimere denne risikoen.

TNT ble opprinnelig utviklet for in vivo vev omprogrammering33. Den brukes som en genoverføringsplattform, mer generelt inkludert redning av diabetisk perifer nevropati og reparasjon av knuste nerver34,36 og bruker tre essensielle komponenter: (1) en silikon nanochip for nanoneedlebasert genoverføring; (2) en nukleinsyre last (plasmider med ORF eller siRNAer); og (3) en standard strømforsyning. TNT legger til rette for direkte, transkutan, ikke-viral genlevering med et hurtigfokusert elektrisk felt. Den har blitt brukt til å redusere lem iskemi ved å øke neovascularization i en musemodell33. Mer nylig har TNT2.0 blitt brukt til å merke sår-site exosomes35. Å bruke TNT i mushalelymfødemmodellen gir en spennende fremtid for levering av genbaserte terapier.

En translasjonsbegrensning av musen hale lymfødem modellen har vært spontan oppløsning av lymfødem21,22, som hale hevelse løser etter 20-30 dager i noen eksperimentelle modeller21. I modellen har hale hevelse volum, målt ved den ofte brukte avkortede kjegleligningen37, blitt opprettholdt i 15 uker uten å vise oppløsning. Kanskje teknikken forbedringer har maksimert utholdenhet av lymfødem. Teknikk modifikasjoner inkluderer fullstendig disseksjon under mikroskopisk forstørrelse, laser flekkete evaluering av hale vaskulatur for å sikre strenghet for lymfatisk opprinnelse av lymfødem, funksjonell vurdering med ICG laser lymfangiografi, og TNT2.0 for terapeutisk gen levering. Den modifiserte musehalemodellen av lymfødem er en reproduserbar og klinisk overførbar dyremodell av lymfødem.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen konkurrerende interessekonflikter.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av tilskuddsmidler fra American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship og Department of Defense W81XWH2110135   til AHH. Estetisk kirurgi Utdanning og forskning Foundation stipend til MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 og R01DK125835 til CKS.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tegaderm Film 1626W
Surgical Microscope Leica, Wetzlar, Germany MSV266
Adherent Dressing (Tegaderm) 3M, St. Paul, Minn. 1626W
Laser speckle (Pericam PSI System ) Perimed AB, Stockholm, Sweden) PSIZ
Near-infrared laser (LUNA) Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) LU3000
C57BL/6 mice Jackson Laboratories 000664
Micro-Adson Forceps - 1x2 Teeth Fine Science Tools (USA) Inc. 11019-12
V-Hook Fine Science Tools (USA) Inc. 18052-12
Scalpel SS NO15 Fischer Scientific 29556
Disposable Needle 30GX1 Fischer Scientific 305128
Operating Scissors Fischer Scientific 12-460-796
Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in Fischer Scientific 50-118-4255
Spring Scissors - Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge Fine Science Tools (USA) Inc. 15024-10
Cardiogreen Sigma I2633-25MG
IsosulfanBlue (Lymphazurin)  50 mg/5ml Mylan 67457-220-05

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
  2. Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
  3. Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
  4. Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
  5. Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
  6. Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 8 Suppl 2237-2249 (2012).
  7. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  8. Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
  9. Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
  10. Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
  11. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 3 Suppl 209-218 (2016).
  12. Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
  13. Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  14. Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  15. Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
  16. Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 4S Suppl 3 234-241 (2019).
  17. Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006--a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
  18. Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
  19. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  20. Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
  21. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  22. Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
  23. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  24. Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
  25. Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
  26. Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
  27. Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
  28. Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
  29. Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
  30. Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
  31. Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
  32. Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
  33. Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
  34. Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
  35. Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
  36. Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
  37. Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
  38. Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
  39. Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
  40. Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  41. Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).

Tags

Medisin Utgave 168 lymfødem modell lymfangiografi laserflekk TNT vev nanotransfeksjon
En Murine Tail lymfødem modell
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hassanein, A. H., Sinha, M.,… More

Hassanein, A. H., Sinha, M., Neumann, C. R., Mohan, G., Khan, I., Sen, C. K. A Murine Tail Lymphedema Model. J. Vis. Exp. (168), e61848, doi:10.3791/61848 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter