Summary
Lymphedema är extremitet svullnad orsakas av lymfatisk dysfunktion. Vi beskriver en kronisk murin svans modell av lymfödem och den nya användningen av vävnad nanotransfection teknik (TNT) för genetiska last leverans till svansen.
Abstract
Lymphedema är extremitet svullnad orsakas av lymfatisk dysfunktion. Den drabbade delen förstoras på grund av ackumulering av vätska, fett och fibros. Det finns inget botemedel mot denna sjukdom. En mus svans modell som använder en focal full tjocklek huden excision nära basen av svansen, vilket resulterar i svans svullnad, har använts för att studera lymfödem. Denna modell kan dock resultera i vaskulär omfattar och därav följande svans nekros och tidig svans svullnad resolution, begränsa dess kliniska översättning. Den kroniska murin svans lymfödem modell inducerar ihållande lymfödem över 15 veckor och en tillförlitlig perfusion till svansen. Förbättringar av den traditionella murin svans lymfödem modell inkluderar 1) exakt full tjocklek excision och lymfatisk urklipp med hjälp av ett kirurgiskt mikroskop, 2) bekräftelse av postoperativa kranskärlen och venös perfusion med hög upplösning laser speckle och 3) funktionell bedömning med hjälp av indocyanin grön nära infraröd laser lymfangiografi. Vi använder också vävnad nanotransfection teknik (TNT) för nya icke-virala, transkutan, focal leverans av genetisk last till mus svans vaskulatur.
Introduction
Lymphedema är extremitet svullnad orsakas av lymfatisk dysfunktion. Den drabbade delen förstoras på grund av ackumulering av vätska, fett och fibros1. Lymfödem påverkar 250 miljoner människor överhela världen 2,3,4. Det uppskattas att 20-40% av patienterna som genomgår behandling för fasta maligniteter, såsom bröstcancer, melanom, gynekologiska/ urologiska tumörer, eller sarkom, utvecklarlymfödem 2,4,5. Sjuklighet från lymfödem inkluderar återkommande infektioner, smärta och deformitet6. Det finns inget botemedel mot denna progressiva, livslånga sjukdom. Nuvarande terapier är variabyeffektiva 7 och inkluderar komprimering, fullständig avsvällande terapi av sjukgymnaster, excisional förfaranden och mikrokirurgi, inklusive vascularized lymfkörtel överföring och lymfatisk bypass7,8,9,10,11,12,13,14. Den idealiska behandlingen av lymfödem har ännu inte upptäckts.
Studier av mekanismen och terapin av lymfödem har varit begränsad. Det finns en genomsnittlig fördröjd inset av ett år efter lymfatiskskada 15,16 och de flesta individer som upplever iatrogen förolämpning med strålning och kirurgi utvecklar intelymfödem 4,6,17. Även om stora djurmodeller, inklusive hund, får och gris harbeskrivits 18,19,20, har mussvansmodellen varit den mest tillämpade på grund av lätthet, kostnad och reproducibilitet. Musmodeller för att undersöka lymfödem inkluderar en svansmodell, difteritoxin medierad lymfatisk ablation och axillär eller popliteal lymfkörteldesektion21,22,23,24,25,26. De flesta svansmodeller använder en fokal hudexcision med full tjocklek med lymfatisk kanalklippning som utförs nära svansens botten22, vilket resulterar i svanssvullnad och histologiska egenskaper som liknar mänskligtlymfödem 24,27,28,29. Standard murin svans modell vanligtvis spontana löser sig i så få som 20 dagar och åtföljs av periodisk svans nekros30. Lymphedema mus svans modell sträcker sig en ihållande lymfödem över 15 veckor, visar bekräftade kranskärlens och venös patency och tillåter funktionella lymfatiska dysfunktion bedömning.
En murin svans modell av lymfödem möjliggör utvärdering av nya terapier för att behandla lymfödem. Genbaserade strategier har använts i musmodellen förmedlad av virusvektorer31,32. Vi använder också en ny vävnad nanotransfection teknik (TNT) för genetisk last leverans till lymfamatous mus svans. TNT underlättar direkt, transkutan genleverans med hjälp av ett chip med nanokanaler i ett snabbt fokuserat elektrisktfält 33,34,35,36. Modellen inkluderar att använda TNT2.0 för att möjliggöra fokal genleverans av potentiella genbaserade terapier till lymfatiska skadestället i mussvansen35.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Protokollet följer riktlinjerna från institutionens etikkommitté för djurforskning. Alla djurförsök godkändes av Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee. Djur inrymde under en 12-timmars ljus-mörk cykel med mat och vatten ad libitum.
1. Kirurgisk störning av mus svans lymfatisk
- Använd åtta veckor gamla C57BL/6 möss med jämn könsfördelning.
- Placera en mus under narkos i en induktionskammare med 3-4% isofluran i 100% syre följt av underhållssedering vid 1-3% under proceduren.
- Administrera 0,5 mg/kg ihållande frisättning (SR) buprenorfin subkutant för smärtkontroll.
OBS: Ytterligare smärtstillande läkemedel som administreras efter operationen: Carprofen en gång var 24:e timme i minst 48 timmar och Bupivakain en gång antingen efter att snittet gjordes eller innan snittet stängdes, applicerat genom att droppa på hudkanterna (varar upp till 4 – 6 timmar). - Placera musen dorsalt och förbered svansen med 70% isopropylalkohol.
- Mät svansdiametern före proceduren vid 5 mm steg med början 20 mm från svansens botten med en bromsok. Dessa mätningar kommer att användas för att beräkna volymen med hjälp av den trunkerade konekvationen37.
- Markera en 3 mm omskärelse på svansen 20 mm från basen.
- Utför en noggrann 3 mm full tjocklek huden excision med ett sterilt kirurgiskt blad (storlek 15), lämnar alla underliggande vaskulatur intakt under kirurgisk mikroskopisk förstoring. Inklusera det överlägsna omkretsmärket (20 mm från svansbasen) först genom dermis följt av ett omkretssnitt med full tjocklek 3 mm distlal till det första snittet.
- Gör ett vinkelrätt vertikalt snitt med full tjocklek för att ansluta de två snitten. Använd en tandad fin pickup för att greppa en framkant och använd mikroscissorer för att noggrant dissekera djupt inom det avaskulära planet till dermis och ytligt för ven adventitia.
- Injicera 0,1 ml isosulfanblått (1%) subkutant proximalt för att spetsa svansen.
- Identifiera de två lymfkanalerna intill laterala svansvenerna under det kirurgiska mikroskopet. Lymfatisk kommer att verka blå på grund av isosulfaninjektion. Transect lymfatiska med rak mikrokirurgisk sax. Använd saxen för att noggrant dissekera ett plan mellan laterala venerna och lymfatiken. Passera sedan spetsen på ett saxblad mellan lymfkärlet och sido venen och stäng bladen för att transect lymfkärlet.
- Klä svanssåret med en steril vidhäftande klar dressing. Kontrollera snittet efter operationen dagligen för att säkerställa att de inte är infekterade eller blöder och ge sårvård i 2 veckor.
- Hus djuren sjunger för att förhindra ytterligare skador på svansen och för att förhindra att djuren biter varandra, vilket skulle leda till kirurgiska komplikationer.
2. Svans vaskulär bedömning med laser speckle kontrast imaging
- Söv musen som i steg 1.2.
- Om du vill använda laserspektklekontrastavbildning för att visualisera svansvaskuläriteten ställer du in bredden på 0,8 cm, höjden till 1,8 cm, punkttätheten till hög, bildhastigheten till 44 bilder/sekund, tiden till 30 sekunder och färgfotot till 1 per 10 sekunder.
- Utvärdera venös och kranskärlens perfusion för patency. Kvalitativt bör kontinuiteten i flödet visualiseras.
3. Funktionell lymfatisk utvärdering med nära infraröd laserangiografi
- Bedöva djuret som i steg 1.2
- Rekonstituera indocyaningrön (ICG) (25 mg/10 ml) och administrera 0, 1 ml subkutant i den distala mussvansen nära spetsen.
- Dämpa rumsbelysningen. Placera nära infraröd laser angiografi i buffringsinställning följt av live capture.
4. Fokal leverans av nukleinsyralast till mussvans med TNT
- Bedöva djuret som i steg 1.2.
- Exfoliera mussvansen med hjälp av aktuell hudexfolieringskräm.
- Sänk ner mussvansen i kollagenlösning (10 mg/ml) vid 37 °C i 5 minuter.
- Ladda DNA i TNT2.0 spånbehållare 35.
- Placera TNT2.0 silikonchipsenheten över önskad brännpunkt på svansen med nanoneedles i kontakt med svansen.
- Placera en positiv elektrisk sond i behållaren. Fäst den negativa sonden på en 30 G-nål och för in nålen subkutant i svansen på leveransplatsen.
- Applicera kvadratvågspuls elektrisk stimulering (10 x 10 ms pulser, 250 V, 10 mA).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Tekniken för mussvansmodellen för ihållande lymfödem visas i figur 1. Figuren uppvisar den relevanta anatomin hos musstjärtmodellen. Figur 2 visar den progressiva svullnaden och ihållande ihållande lymfödem i mus svansen efter lymfem induktion. Musens svansvolym, beräknad av den trunkerade konekvationen, toppar vid vecka 4 och platåer till vecka 6 följt av gradvis förbättring som upprätthålls till vecka 15. Svansvolym kan användas som utfallsvariabel för att bedöma effekten av terapeutiska interventioner för lymfödem i modellen. I figur 3kan högupplöst laserfläck för bedömning av svansvaskulaturpatens observeras. Detta lägger till stringens till modellen för att säkerställa att brunn är sekundärt till lymfatisk dysfunktion snarare än venös skada. Effekten av interventioner kan då potentiellt översättas till lymfödembehandling med större självförtroende. Figur 4 visar en funktionell lymfatisk bedömning som utförs via nära infraröd laserlymfangiografi. Denna ytterligare utfallsvariabel möjliggör en funktionell lymfatisk effekt av interventioner. Figur 5 visar fokal leverans av genetisk last transkutant på operationsstället med hjälp av vävnadsnanofresektionsteknik (TNT2.0). TNT2.0 underlättar vårdpunkt leverans av potentiella kandidat genbaserade terapier i denna lymfödem modell.
Figur 1:Musstjärtmodell för ihållande lymfödem. (A) En 3 mm bred hudexcision med full tjocklek utförs på en murinsvans 20 mm från basen under det kirurgiska mikroskopet. Försiktighet vidtas för att bevara vaskulaturen. B)Ett schema över mussvansens tvärsnitt. DV=ryggven, LV=laterala vener, A=ventral kaudal artär, CV=kaudal ryggkota, T=sena och muskler, gula pilar visar lymfatiska. C)Efter administrering av isosulfanblått i svansspetsen för att lokalisera lymfatiken uppvisar lymfatisk (gul pil) blå färg. Lymfatisk störs samtidigt som de intilliggande laterala venerna (vit pil) bevaras. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 2:Progressiv svullnad av mussvansens lymfödemmodell. (A) Efter hudexcision med full tjocklek och lymfatisk transection uppvisar mussvansen progressiv svullnad som upprätthålls under 15 veckor. Fästet betecknar 20 mm från svansens botten till början av den kirurgiska fulltjocklekshudexcisionen. (B-C) Kvantifiering av förändringen i svansvolym under 15 veckor representerade som(B)stapeldiagram, varje punkt som representerar ett djur, n=15 eller somC)linjediagram. Data som representeras ± SEM. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Bild 3:Högupplöst laserspekt kontrastavbildning för att bekräfta musens svansperfusion i lymfödemmussvansmodellen. Laserspektning används för att bedöma mus svans vaskulatur postoperatively för att validera svullnad av lymfatisk etiologi och minimera svans nekros. A)En mussvans med skadade laterala vener (svart pil) som detekteras av laserspekt. B)Intakt lateral svans ven (svart pil) post-lymphedema kirurgi upptäckt av laser speckle. (n=5) upplösning 0,02 mm; Färgkodad stapel indikerar perfusion (blå: låg, röd: hög) mätt i godtyckliga relativa enheter. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 4: Bedömning av lymfatisk funktion med hjälp av nära infraröd laserlymfangioraphy i mussvansmodellen. Indocyaningrön (ICG) injiceras i spetsen av mus svans lokaliserar till lymfatiska. Preoperatively är lymfatisk intakt längs mussvansen. Postoperatively, Det finns ingen ICG transit utanför operationsstället, bekräftar att svullnad orsakas av lymfatisk dysfunktion. Gul pil indikerar svansens botten. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 5:Fokal leverans av genetisk last med hjälp av vävnadsnanotransfection-teknik (TNT). a)Illustration av TNT leverans. (B) Plasmider lastas i TNT2.0-behållaren. De positiva och negativa elektriska sonderna är fästa och en kort, fyrkantig vågpuls elektrisk stimulering levereras (10 x 10 ms pulser, 250 V, 10 mA), vilket underlättar fokal, icke-viral, transkutan transfection. C)Verkningsgrad för genetisk lastleverans med TNT2.0 som observerats genom fluorescein amidit (FAM) märkt DNA-leverans till murinsvansen. Mus svansar var sektionerade två dagar efter TNT behandling och bedöms genom fluorescens mikroskopi. Vita prickade linjer indikerar epitelet i huden av murin svans. Vita pilar indikerar fam-märkt DNA. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Lymfödem kategoriseras som en primär (medfödd) eller sekundär (iatrogen lymfatisk) skada38,39. Sekundärt lymfödem omfattar 99% av fallen39. Sekundärt lymfödem orsakas oftast av infektion (filariasis) eller post-onkologisk behandling med lymfadenektomi eller strålning4,39. En translationell djurmodell är utmanande för sekundärt lymfödem, eftersom 70% av djur som behandlas med lymfadektomi och strålning inte förvärvarlymfödem 2,16. Dessutom uppvisar fenotypiska lymfödem en fördröjd inset (ett år) postlymfatisk skada. Mus svans modell av lymfödem övervinner dessa hinder, som alla möss som genomgår focal svans lymfatisk excision uppvisar lymfödem inom dagar efterförfarandet 21,23. Focal subkutan excision med full tjocklek utförs under visualisering med det kirurgiska mikroskopet vilket gör det möjligt att slutgiltigt identifiera vävnadsplanet mellan svansvenerna och de subkutana vävnaderna och underlätta bevarandet av kärlet. Vi har tidigare ligaterat lymfatiska kanalen med nylon sutur, men som långlivade lymfödem kan induceras med transection av lymfatiska kanalen endast, ligatur måste anses onödigt. De två laterala lymfkanalerna i mussvansen ligger i närheten av laterala svansvener. Histologiskt visar den svullna svansen inflammation, intersitial vätskeretention, fettdeposition och fibros, liknande kliniskt lymfödem24,27,28,40.
En fallgrop av denna modell är risken för skador på laterala vener och vaskulatur. Utför proceduren på full tjocklek huden excision med lupp förstoring kan leda till oavsiktlig venous blödning under dissekering. Noggrann excision under hög stereoskopisk förstoring underlättar större precision för att hålla sig inom ett kärlplan mellan fartyget adventitia och subdermalt skikt. En annan svårighet är att svansnekros uppstår med en frekvens så hög som 30%30, eftersom kärlskada kraftigt ökar risken för svansnekros. Modellen marginaliserar svansnekros med (1) användning av ett kirurgiskt mikroskop för noggrann dissekering och (2) bekräftelse av kärlpatens genom laserspektittning41. Om kärlskada identifieras ska djuret avlägsnas från studien. Andra utredare har använt intracardiac mikrosfär injektion för att bedöma kranskärlens perfusion22. Laserspektavbildning möjliggör kvantifiering av blodflödeskinetiken hos vener utöver artärer41. Denna minimalt invasiva teknik kan ge exakta mikroperfusionsdata. 41 (på 2000)
Svansvolymen används som en fenotypisk utfallsvariabel för modellen. Bedömning av lymfatisk funktion hos svansen i modellen används också för att bedöma den experimentella effekten. Vi använder nära infraröd laser lymfangiografi för att utvärdera lymfatisk funktion i mus svansen. Detta visualiserar direkt lymfflödet i realtid hos det levande djuret. ICG laser lymfangiografi används också ofta kliniskt under lymfatiska mikrokirurgiska threapeutiska förfaranden såsom lymfatisk anastomos så det översätter väl10. Kliniskt underlättar detta introperativ lymfatisk kartläggning och identifiering av mål lymfkärl för att ansluta dem till vener i lymfatisk anastomos för att behandlalymfödem 7,10. En fallgrop att använda ICG laser lymfangiografi är den lätthet med vilken mus svansen och andra material kan bli belagda med ICG, vilket resulterar i icke-speciic fluoresence och hindrar korrekt visualisering av lymfatiska. Därför byter vi handskar omedelbart både efter ICG-hantering och administrering för att minimera denna risk.
TNT utvecklades ursprungligen för in vivo vävnad omprogrammering33. Det används som en genöverföringsplattform, mer allmänt inklusive räddning av diabetes perifer neuropati och reparation av krossade nerver34,36 och använder tre väsentliga komponenter: (1) ett silikon nanochip för nanoneedlebaserad genöverföring; 2. En nukleinsyralast (plasmider med ORF eller siRNAs). och (3) en standardströmförsörjning. TNT underlättar direkt, transkutan, icke-viral genleverans med ett snabbt fokuserat elektriskt fält. Det har använts för att minska lem ischemi genom att öka neovascularization i en mus modell33. På senare tid har TNT2.0 använts för att märka sår-site exosomer35. Att använda TNT i mussvansen lymfödem modell erbjuder en spännande framtid för leverans av genbaserade terapier.
En translationell begränsning av mus svansen lymfödem modell har varit spontan upplösning avlymfödem 21,22, som svans svullnad löser efter 20-30 dagar i vissa experimentella modeller21. I modellen har svanssvullnadsvolymen, mätt med den vanliga trunkerade konekvationen37, upprätthållits i 15 veckor utan att uppvisa upplösning. Kanske har teknikförbättringarna maximerat lymfödemens persistens. Teknik modifieringar inkluderar fullständig dissekering under mikroskopisk förstoring, laser speckle utvärdering av svans vaskulatur för att säkerställa rigor för lymfem ursprung, funktionell bedömning med ICG laser lymfangiografi och TNT2.0 för terapeutisk gen leverans. Den modifierade mussvansmodellen av lymfödem är en reproducerbar och kliniskt översättbar djurmodell av lymfödem.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga konkurrerande intressekonflikter.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av bidragsfinansiering från American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship och Department of Defense W81XWH2110135 till AHH. Estetisk kirurgi utbildning och forskning stiftelse anslag till MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 och R01DK125835 till CKS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tegaderm Film | 1626W | ||
| Surgical Microscope | Leica, Wetzlar, Germany | MSV266 | |
| Adherent Dressing (Tegaderm) | 3M, St. Paul, Minn. | 1626W | |
| Laser speckle (Pericam PSI System ) | Perimed AB, Stockholm, Sweden) | PSIZ | |
| Near-infrared laser (LUNA) | Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) | LU3000 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 000664 | |
| Micro-Adson Forceps - 1x2 Teeth | Fine Science Tools (USA) Inc. | 11019-12 | |
| V-Hook | Fine Science Tools (USA) Inc. | 18052-12 | |
| Scalpel SS NO15 | Fischer Scientific | 29556 | |
| Disposable Needle 30GX1 | Fischer Scientific | 305128 | |
| Operating Scissors | Fischer Scientific | 12-460-796 | |
| Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in | Fischer Scientific | 50-118-4255 | |
| Spring Scissors - Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge | Fine Science Tools (USA) Inc. | 15024-10 | |
| Cardiogreen | Sigma | I2633-25MG | |
| IsosulfanBlue (Lymphazurin) 50 mg/5ml | Mylan | 67457-220-05 |
References
- Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
- Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
- Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S.
- Rockson, S. G., Rivera, K. K.
- Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
- Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 8 Suppl 2237-2249 (2012).
- Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
- Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
- Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
- Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
- Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 3 Suppl 209-218 (2016).
- Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
- Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
- Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 4S Suppl 3 234-241 (2019).
- Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006--a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
- Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
- Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
- Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J.
- Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
- Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
- Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
- Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
- Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
- Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
- Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
- Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
- Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
- Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
- Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
- Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
- Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
- Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
- Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
- Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
- Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
- Maclellan, R. A., Greene, A. K.
- Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
- Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
