Summary
Nesta publicação, descrevemos protocolos para avaliação do desembaraço mucociliar das vias aéreas (MCC) em camundongos in vivo utilizando imagens de radionuclídeos de dupla modalidade. Este protocolo é projetado para uma tomografia computadorizada de emissão de fótons (SPECT) e um protocolo de aquisição de tomografia computadorizada (CT) usando collimadores de corpo inteiro de rato (MWB) em um sistema SPECT/CT duplo.
Abstract
Cilia motile respiratório, organelas especializadas da célula, alinham a superfície apical das células epiteliais que revestem o trato respiratório. Ao bater de forma metachronal, síncrona, essas múltiplas organelas baseadas em actina geram um fluxo de fluido cefálico limpando o trato respiratório de poluentes e patógenos inalados. Com o aumento da poluição ambiental, novos patógenos virais e bactérias emergentes resistentes a múltiplos medicamentos, o desembaraço mucocilial gerado por cílios (CCM) é essencial para a manutenção da saúde pulmonar. O CCM também está deprimido em múltiplos distúrbios congênitos, como diskinesia ciliar primária, fibrose cística, bem como distúrbios adquiridos como doença pulmonar obstrutiva crônica. Todos esses distúrbios estabeleceram, em alguns casos, múltiplos modelos de mouse. Nesta publicação, detalhamos um método utilizando uma pequena quantidade de radioatividade e imagem SPECT/CT de dupla modalidade para medir com precisão e reprodutivelmente o MCC em camundongos in vivo. O método permite a recuperação de camundongos após a imagem, tornando as medições seriais possíveis e testando potenciais terapêuticas longitudinalmente ao longo do tempo. Os dados em camundongos do tipo selvagem demonstram a reprodutibilidade da medição do MCC, desde que a atenção adequada aos detalhes seja dada, e o protocolo estritamente respeitado.
Introduction
Cília são organelas celulares baseadas em microtúbulos conservadas ao longo da história evolutiva de algas a humanos. Eles emanam de superfícies celulares e têm uma série de funções1, que vão desde o reconhecimento de sinais sensoriais ambientais locais até a motilidade, funções que podem ser traçadas de volta dos humanos aos primeiros organismos eucarióticos unicelulares2,3. A Cília pode ser não-motile e única servindo como antena especializada de uma célula para processar sinais ambientais; ou motile e múltiplos, batendo em ondas metachronais sincronizadas para gerar fluxo de fluidos, como no revestimento dos tubos falópios e nas vias aéreas superiores e inferiores, exceto pelos brônquios terminais que levam aos alvéolos1,2.
A extensa superfície epitelial do trato respiratório está exposta a uma constante barragem de contaminação na forma de uma variedade de poluentes e patógenos inalados potencialmente perigosos, necessitando de uma defesa. Um dos principais mecanismos de defesa é o aparelho mucociliário da árvore traqueobronquial, onde um fluxo contínuo de muco secreto é transportado mecanicamente para fora das vias aéreas pelo espancamento de múltiplas cílias motile forrando as superfícies apáticas das células epiteliais traqueo-brônquicas. Estas funcionam para prender contaminantes inalados, e através de sua batida contínua e síncrona, transportá-loscefaleia 4,5.
Cilia tem sido demonstrado ter papéis-chave, como no desenvolvimento da padronização esquerda-direita no desenvolvimento de embriões, onde cílios motil na simetria de quebra do nódulo embrionário6. Mutações em genes relacionados à cília têm sido ligadas a doenças como doença cardíaca congênita (DSC) devido à estrutura assimétrica do coração6. Estudos recentes têm relatado alta incidência de disfunção ciliar nos tratos respiratórios de pacientes com ACS, bem como aumento da prevalência de complicações respiratórias pós-operatórias e sintomas do trato respiratório crônico nas vias aéreas superior e inferior7,8,9,10. Pacientes com ACC e disfunção ciliar, com ou sem heterotaxia, têm demonstrado maior risco de complicações respiratórias e desfechos respiratórios negativos pós-operatórios5,8,10. Além de seus papéis na sinalização e desenvolvimento, a importância da cílio das vias aéreas tem sido demonstrada por ciliopatias, das quais um exemplo primordial é a diskinesia ciliar primária (PCD). A PCD é uma doença congênita resultante de uma série de mutações que afetam a cília respiratória motil, levando a infecções pulmonares recorrentes, bronquiectase e potencialmente a necessidade de transplante de pulmão11. Além disso, embora a cília seja normal na fibrose cística (CF), a desordem congênita mais comum na população caucasiana, o CCM é prejudicado devido ao muco grosso e viscoso resultante de mutações no gene CFTR12. Existem vários modelos de mouse de PCD e CF, bem como um número cada vez maior de modelos de CHD. Em última análise, cílios são estruturas versáteis com muitas funções-chave, e um método para avaliar a função da cília respiratória motil in vivo pode ser valioso para o estudo pré-clínico, e avaliar efeitos de mutações, bem como medicamentos no desembaraço mucociliário (MCC)13. O método também seria valioso na avaliação de efeitos de novas drogas, terapia genética ou intervenções no MCC nesses modelos de camundongos.
Existem muitos modelos diferentes que foram usados para avaliar o MCC. Um método notável envolve o uso de corante azul de metileno que foi instilado no brônquio, com folga medida pela medição fibra óptica do movimento do corante14. Este método é limitado pela capacidade de observar o movimento do corante, que é mais rotineiro em humanos do que em modelos pré-clínicos de camundongos. Outro método notável é a imagem de raios-X de contraste de fase síncrotron (PCXI), que pode ser usada para rastrear partículas individuais em uma via aérea. Este método é relativamente novo e não é amplamente acessível15. Existem inúmeros métodos ex vivo de avaliação das vias aéreas, extirparecendo uma traqueia para microscopia por vídeo, porém esses modelos fornecem pouca utilidade em pacientes humanos16. Técnicas de alta resolução para imagens de cílios, como tomografia de coerência óptica, são limitadas da mesma forma17.
Neste artigo, apresentamos um método reprodutível para medir o MCC in vivo que tem sido usado para medir os desembaraços pulmonares em modelos animais miríades, bem como estudar a CCM em doença pulmonar obstrutiva crônica e avaliar os efeitos de medicamentos imunossupressores18,19. Este método rastreia a liberação do radiofarmacêutico 99mtecnezium-sulfur colloid(99mTc-Sc), um radiotracer particulado insolúvel, após instilação nos pulmões. O radionuclídeo pode então ser rastreado usando tomografia computadorizada de emissão de fótons único (SPECT)18,20. Refinamos ainda mais essa técnica para medir o MCC utilizando a dupla modalidade SPECT e a tomografia computadorizada (TC) com co-localização de contagens de radioisótopos para os pulmões e medindo a diminuição dessas contagens ao longo de 6 horas. A imagem de dupla modalidade, com co-registro de imagens de Tomografia Computadorizada e SPECT permite uma localização precisa da contagem de radiação para a nossa região de interesse, os pulmões. Embora descrevamos em detalhes o método de medição de MCC em camundongos, o protocolo pode ser ajustado para estudar MCC em ratos. Os collimadores precisariam ser ajustados, bem como a dose de radiação. Em nossa opinião, os escaneamentos de MCC do rato são mais desafiadores tecnicamente devido ao pequeno tamanho animal, mas mais úteis do que os ratos devido ao grande número de modelos de camundongos estabelecidos de uma série de distúrbios humanos. Além disso, devido ao seu menor custo e custo de manutenção em colônias de animais, um tamanho amostral maior é mais viável em camundongos.
Protocol
O Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Pittsburgh aprovou todos os protocolos de animais especificados nesta publicação antes de realizar qualquer um desses experimentos em animais.
NOTA: Este protocolo detalha como realizar estudos de liberação mucociliary in vivo utilizando imagens de radionuclídeos com um scanner SPECT/CT de dupla modalidade. As técnicas demonstradas são calibrações do sistema, camundongos anestesiantes, intubação traqueal de camundongos, instilação do isótopo nos pulmões, imagem de dupla modalidade, co-registro dessas imagens e análise.
1. Configuração do sistema SPECT/CT
- Projete um fluxo de trabalho apropriado e configure antes de executar experimentos usando animais vivos.
- Use uma aquisição SPECT consistindo de 60 projeções com um tamanho de passo de 6o entre projeções com um raio de rotação de 40 cm. A aquisição do CT consiste em 220 projeções com ângulo de 1,6o entre as projeções.
- Certifique-se de que o sistema tenha os collimadores MWB corretos para ratos e imagens SPECT no lugar. Se os collimadores inadequados forem instalados, use o assistente do colisador para instalar os corretos.
- Execute as calibrações necessárias do sistema para preparar o sistema para uso.
NOTA: Os componentes SPECT e CT do scanner precisam de calibração. Calibrar os componentes ct usando um condicionamento de origem e uma calibragem escura/clara (D/L) uma vez por dia, uma calibração de Deslocamento central (COS) a cada 2 semanas e avaliar o hardware de raio-x todos os meses. Os componentes SPECT precisam ser calibrados uma vez por ano.- Para avaliar o hardware do raio-x, verifique a caixa de hardware de raios-X durante as calibrações da tomografia computadorizada (Menu de Calibração da tomografia suplementar).
- Para realizar o condicionamento de origem, verifique a caixa de condicionamento de origem durante as calibrações da ct(Menu de Calibração do CT Suplementar).
- Para realizar uma calibração D/L, verifique a caixa D/L ao lado do protocolo de aquisição de CT usado durante os experimentos durante as calibrações de tomografia computadorizada. Desmarcar todos os outros protocolos(Menu de Calibração de CT Suplementar).
- Para realizar uma calibração cos, substitua a cama pela ferramenta de anel de calibração, ajuste as configurações do tipo de cama para combinar nas configurações de controle de movimento e verifique a caixa COS ao lado do protocolo de aquisição de CT usado durante os experimentos durante as calibrações da tomografia computadorizada. Desmarcar todos os outros protocolos(Menu de Calibração de CT Suplementar, Anel de Calibração Suplementar).
2. Intubação e Instilação do Rato
- Pesar os ratos para serem escaneados. Se escanear vários camundongos, tome cuidado para marcar os ratos para fins de identificação usando métodos como perfuração de orelha ou marcação da cauda.
- Anestesia um rato usando isoflurano de 1,5% com um fluxo de gás de 2 L/min O2 em uma câmara de gás por ~5 minutos para produzir anestesia de profundidade suficiente, até que a respiração desacelere para ~55-65 respirações por minuto 16 (Figura 1A).
- Retire o mouse da câmara e suspenda pelos incisivos dianteiros em uma entubação em uma inclinação de 45o. Equipar o suporte de intubação com um cone de nariz para garantir que o mouse seja anestesiado durante a intubação (Figura 1B).
- Conecte uma extremidade de um fio de fibra óptica de 50 μm a uma fonte de luz e enfie uma cânula de 20 bitola sobre ele usando o fio para agir como guia(Figura 1C).
- Abra a boca do mouse e puxe a língua para a frente usando fórceps contundentes. Ilumine o fio-guia e use-o para visualizar as cordas vocais(Figura 1D).
- Passe o fio guia através das cordas vocais para que o fio esteja um pouco além das cordas vocais e descansando na traqueia superior. Deslize a cânula de 1 polegada para a frente ao longo do fio para entubar o rato, passando a cânula profunda o suficiente para que o cubo dele seja contra os incisivos do animal(Figura 1E). Remova o fio deixando a cânula no lugar.
- Teste a intubação conectando brevemente a cânula com um dedo e verificando se há alterações na respiração. Respiração interrompida ou respiração tensa enquanto conecta e respiração acelerada após a liberação são sinais de intubação traqueal adequada. Se não houver alteração nos padrões respiratórios ao ligar a cânula, este último é provável no esôfago.
- Prepare 0,2 mCi de 99mtecnezium-sulfur colloid(99mTc-Sc) em um volume de 10 μL, e pipeta na cânula. Permita que o rato inale espontaneamente nos pulmões por mais de 1-2 min (Figura 1F). Remova a cânula antes de transferir o mouse para a paleta do scanner.
NOTA: O radionuclídeo foi preparado e filtrado pelo Cardeal Health.
3. Imagem SPECT/CT
- Transfira o mouse para uma paleta de 25 mm com um cone de nariz e fixe com fita adesiva, tomando cuidado para não prender o peito e o abdômen muito fortemente para evitar prejudicar a respiração. Tome cuidado para remover quaisquer etiquetas de ouvido de metal ligadas ao mouse.
- Prepare um fantasma radioativo composto por 0,05 mCi em 200 μL e coloque essa quantidade em um tubo PCR de 0,2 mL. Posicione o tubo gravando a palete sob o abdômen inferior do mouse, evitando a sobreposição com os pulmões.
NOTA: O fantasma é usado com o propósito de co-registrar imagens CT e SPECT, bem como um controle negativo para liberação. - Insira o mouse no sistema SPECT/CT, selecione o fluxo de trabalho de imagem e execute a configuração.
- Configure o posicionamento dos detectores no mouse e execute o fluxo de trabalho de imagem.
- Prepare uma gaiola para camundongos que receberam radioatividade pós-procedimento, com acesso irrestrito a alimentos e água, e rotulagem clara usando um adesivo de segurança de radiação.
- Após a conclusão do fluxo de trabalho, remova o mouse da paleta de imagens e permita que ele se recupere na gaiola preparada por uma duração de 6 horas entre as varreduras (fim da varredura 1 até o início da varredura 2) com acesso a ad libitum a alimentos e água. 6 h foi escolhido, pois corresponde ao período de tempo em que o desembaraço linear dependendo da função cília está ocorrendo com muito pouca folga alveolar.
- Após 6 horas, reestimule o mouse e escaneie, juntamente com o fantasma, usando o mesmo fluxo de trabalho para medir a quantidade de isótopo retirado das vias aéreas.
NOTA: É fundamental permitir que o rato se recupere como anestesia ininterrupta com isoflurano por 6 horas levará a um efeito cilia-depressivo significativo, resultando em desobstruções mucociliais próximas de zero.
4. Análise
- Após a imagem, realize o pós-processamento para reconstruir imagens completas de pilha 3D.
- Histograma as imagens SPECT usando as configurações padrão de fábrica para 99mTc e, em seguida, reconstruir usando um algoritmo MAP3D e reconstrução da função de propagação de ponto (PSF).
NOTA: A reconstrução foi realizada utilizando-se 8 iterações e 6 subconjuntos. Uma reconstrução eficaz precisa de uma proporção de subconjuntos para projeções em 1:10 ou dividir uniformemente o número de projeções, de modo que 6 subconjuntos foram usados devido à aquisição usando 60 projeções. - Reconstrua as imagens ct usando o algoritmo Feldkamp e um filtro Shepp-Logan.
NOTA: A reconstrução foi realizada por meio de 4 iterações.
- Histograma as imagens SPECT usando as configurações padrão de fábrica para 99mTc e, em seguida, reconstruir usando um algoritmo MAP3D e reconstrução da função de propagação de ponto (PSF).
- Processe as imagens CT e SPECT em FIJI ImageJ21 usando a ferramenta reslice para gerar imagens de visualização coronal a partir das imagens axiais padrão. Em seguida, execute uma projeção de soma de pilha de z na imagem SPECT para adicionar os dados de contagem de cada fatia e gerar uma única imagem para facilitar a análise.
- Redimensione e co-registre as imagens CT e SPECT utilizando o tubo Eppendorf fantasma como referência (Figura 2A,B). Rastreie e use medições consistentes de redimensionar em todas as amostras.
- Binarize a imagem ct usando limiar automático, seguido de inverter a pilha, e realizar uma projeção de soma de pilha de z para gerar um contorno dos pulmões para análise(Figura 2C).
- Gire as imagens CT e SPECT e mescle a imagem usando as ferramentas de canal. Calcule o MCC desenhando um ROI ao redor do pulmão direito e medindo(Figura 2D).
NOTA: Esta medição será da contagem total no pulmão direito para os pontos de tempo de 0 e 6 horas, com as imagens de 6 horas corrigidas para decomposição radioativa usando a fórmula: N(t) = N0e−t. 99m Tc-Sc tem uma constante de decadência de 3,21e−5 por segundo com uma meia-vida de ~6 horas. Esses valores podem então ser usados para calcular uma autorização por cento.
NOTA: O pulmão direito é escolhido para o desenho do ROI e a medição conta, pois a liberação mucociliaria transportará o radioisótopo para fora dos pulmões para a faringe de onde será engolido e acabará no estômago. Com bastante frequência, as contagens podem ser vistas no estômago que podem se sobrepor com o pulmão esquerdo e, portanto, produzir contagens errôneas. Essa confusão pode ser evitada medindo apenas as contagens no pulmão direito.
Representative Results
Usando este protocolo, anestesiamos camundongos em uma câmara isoflurane(Figura 1A). Após atingir um nível adequado de anestesia, os ratos foram colocados em suportes verticais(Figura 1B) e as cordas vocais foram visualizadas utilizando um fio-guia iluminado(Figura 1C-1D). Os camundongos foram entubados e incutidos com 0,2 mCi 99mTc-Sc em volumes de 10 μL através de uma cânula e camundongos permitidos para inalar espontaneamente nos pulmões (Figura 1E-1F). Após a aquisição e processamento da imagem, as imagens CT e SPECT foram colocalizadas(Figura 2A)utilizando o tubo fantasma como um marco(Figura 2B). Máscaras dos pulmões foram geradas a partir da imagem ct (Figura 2C) e utilizadas para desenhar ROIs ao redor do pulmão direito para análise em 0 (Figura 2D) e 6 horas(Figura 2E-2F). Para testar a reprodutibilidade do protocolo, um total de 8 camundongos foram escaneados duas vezes em dias diferentes com condições experimentais idênticas, com análise utilizando um teste t emparelhado não mostrando diferença significativa entre as repetições (p-valor=0,9904) (Figura 3A). Outros 2 camundongos foram escaneados três vezes em dias diferentes com condições experimentais idênticas, com análises utilizando ANOVA unidirecional mostrando correspondência significativa entre as varreduras repetidas (valor p de 0,0041) (Figura 3B). Um total de 8 ratos foram escaneados e duas imagens representativas foram exibidas(Figura 4).
Figura 1: Intubação do rato e instilação de isótopos. Imagens dos degraus necessários para entubar e incutir isótopo nas vias aéreas. A) O rato é anestesiado em uma câmara. B) O mouse anestesiado é colocado em um suporte vertical, suspenso pelos incisivos frontais. C) Um fio de fibra óptica iluminado de 0,5 mm que serve como fio guia é preparado através de uma cânula de 20 G. D) A boca do mouse é aberta usando fórceps e iluminada usando o fio-guia iluminado para visualizar as cordas vocais. E) A cânula é empurrada através das cordas vocais e o fio-guia é removido. F) Isótopo solúvel é instilado na cânula usando uma pipeta e o rato permite inalar espontaneamente o isótopo nos pulmões. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Imagens SPECT/CT de uma varredura MCC. A) Uma imagem SPECT que foi co-localizada com uma imagem ct. B) Uma imagem ct com um tubo fantasma visível que foi usado para co-localização. C) Uma máscara das vias aéreas derivada pela binarização da imagem ct e a realização de uma projeção de soma de pilha de z. )A máscara ct co-localizada com a imagem SPECT. Um ROI para análise foi desenhado em torno do pulmão direito. E) Uma máscara das vias aéreas às 6 horas. F) Uma imagem de tomografia e SPECT co-localizada das vias aéreas às 6 horas com um ROI para análise. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Medidas de liberação dos mesmos camundongos em várias varreduras. A) Foram medidos dois despejos individuais de repetição para 8 camundongos sem alterações em condições experimentais. Um teste t emparelhado mostrou que não houve diferença significativa entre as repetições com um valor p de 0,9904. B) Foram medidas três folgas individuais de repetição para dois camundongos sem alterações em condições experimentais. A ANOVA unidirecional mostrou que houve correspondência significativa entre as repetições com um valor p de 0,0041. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Imagens de SPECT/CT co-localizadas das vias aéreas de 0 e 6 horas em 2 camundongos com ROIs desenhados em 0 e 6 horas delineando o pulmão direito. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura suplementar 1: Um vídeo das cordas vocais iluminados por um fio de fibra óptica com o efeito da respiração visualizado. Clique aqui para baixar este número.
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Discussion
O papel da cília respiratória motil tanto na doença quanto no desenvolvimento continua a evoluir e ser melhor apreciado. Batida síncrono e metachronal de cílios motile múltiplos na superfície apical das células que revestem a árvore traqueobronquial geram fluxo de cefalávia produzindo liberação mucociliaria ou MCC. O CCM está comprometido em ciliopatias como a PCD22, doenças adquiridas como a DPOC18,e sua importância está sendo reconhecida em CHDs, não tradicionalmente consideradas ciliopatias. Dados recentes mostraram disfunção ciliar respiratória tanto em CHD com heterotaxia23 quanto sem heterotaxia7. Tal disfunção motil cilia mostrou-se traduzida em maiores sintomas respiratórios9, bem como maior morbidade pós-operatória8. A maioria, se não todas, dessas doenças, tem modelos de mouse disponíveis e nosso protocolo para medir o MCC em camundongos é uma ferramenta valiosa que pode ser utilizada para testar potenciais terapêuticas.
Os modelos animais fornecem utilidade para a compreensão das doenças e o desenvolvimento de terapias. A imagem animal in vivo fornece mais utilidade com a capacidade de adquirir múltiplos pontos de dados dos mesmos animais, sem a necessidade de sacrificar os animais, permitindo que os pesquisadores sigam o curso longitudinal da doença, bem como a duração do estudo dos efeitos do tratamento. O modelo de camundongos do MCC foi desenvolvido ao longo de décadas por vários investigadores, sendo inicialmente realizado em cães de beagle usando scintigrafia planar, uma técnica de imagem nuclear bidimensional24. A técnica foi adaptada para uso em camundongos uma década depois, seguida de adaptação à imagem SPECT uma décadadepois, 25,26. O desenvolvimento dessa técnica em modelos de camundongos foi um grande desenvolvimento na relevância dessa técnica, devido à disponibilidade de múltiplos modelos de camundongos de doenças humanas como a PCD em que a função ciliar é significativamente alterada. O MCC foi avaliado em modelos de camundongos de denervação pulmonar e imunossupressão, e tem potencial para ser usado em conjunto com outros modelos19,26. Estudos de medição de CCM em pacientes humanos com doenças das vias aéreas como CF, asma, PCD e ciliopatias associadas à CSP têm sido realizados, e têm dado resultados que a técnica pode auxiliar tanto estudos de fisiologia pulmonar quanto eficácia terapêutica13.
Uma parte importante deste protocolo é a criação de aquisições com os parâmetros corretos de imagem para adquirir imagens precisas para quantificação. Uma série de fatores são fundamentais ao projetar as configurações de aquisição do SPECT, incluindo quais collimadores são usados, o número de projeções para adquirir por revolução e o tamanho da etapa de rotação. A seleção de collimadores é um fator importante na sensibilidade e resolução da aquisição, e as configurações de aquisição podem precisar ser adaptadas ao collimador que está sendo utilizado27. Alternativamente, ao usar animais maiores como ratos, os collimadores precisariam ser ajustados. Vários collimadores de pinhole, por exemplo, são mais sensíveis, mas deve-se tomar cuidado ao selecionar um tamanho de etapa para evitar projeções sobrepostas e causar multiplexing indesejado, o que pode aumentar ainda mais a sensibilidade da aquisição em detrimento de alguma ambiguidade de imagem que pode causar artefatos de reconstrução25. A configuração de reconstrução também é fundamental para gerar imagens quantificáveis. MAP3D é um algoritmo de reconstrução iterativo comumente usado, e PSF é um modelo de reconstrução comum. Ambos são confiáveis para a reconstrução de imagens, mas deve-se tomar cuidado ao definir o número de iterações e subconjuntos. Um maior número de iterações aumentará o tempo computacional necessário para a reconstrução, e aumentará a qualidade da reconstrução com retornos reduzidos após um aumento adicional.
Para quantificar imagens no ImageJ, a ferramenta de medição ideal para usar é rawintden, que produz o valor da soma dos pixels em uma seleção. Ao quantificar os dados SPECT em ROIs pulmonares de tamanho diferente, o uso do RawIntDen fornece uma medida absoluta de contagens e evita ajustar a medição à área do ROI, como a medição média seria21.
Esta técnica tem uma série de fontes de erro associadas que o investigador deve estar ciente ao aplicar esta técnica. Um notáveis confundimento é o uso de agentes anestésicos. Isoflurane é um anestésico de ação rápida e inalado que os ratos se recuperam rapidamente após a conclusão de uma aquisição. No entanto, deve-se tomar cuidado para fornecer aos camundongos tempo suficiente para se recuperarem em suas gaiolas, e não mantidos anestesiados por mais tempo do que o necessário. Em nossa experiência pessoal (dados não publicados) os ratos que foram mantidos anestesiados continuamente usando isoflurane inalado entre o ponto de tempo de 0 e 6 horas mostraram folga insignificante. Da mesma forma, uma dose controlada de anestésico também é necessária para garantir uma recuperação rápida. Ao fixar o animal na paleta para imagem, o tubo fantasma usado para co-registro deve ser mantido baixo no estômago para evitar que artefatos se sobreponham com os pulmões. Da mesma forma, para garantir uma imagem ct de qualidade, tome cuidado para remover quaisquer etiquetas metálicas do mouse para evitar artefatos de dispersão de raios-X.
O protocolo MCC atual pode ser aplicado a uma miríade de modelos animais. Essa técnica tem um efeito insignificante sobre a saúde do animal escaneado, é bem tolerada por camundongos, e por isso pode ser usada com modelos de doenças sem arriscar a saúde de camundongos já delicados. A força dessa metodologia vem de ser uma técnica in vivo, que permite a aquisição de medições consistentes e repetíveis da função das vias aéreas sem o sacrifício de animais para extirto de traqueias para video-microscopia, que os modelos ex vivo exigem26. A consistência desta técnica na produção de medições repetíveis em múltiplos escaneamentos dos mesmos animais, permite que o mesmo animal seja tratado com diferentes agentes ou potenciais terapêuticos, e comparações estatísticas feitas entre o mesmo animal para reduzir a variabilidade biológica inerente a qualquer modelo animal, reduzindo assim o tamanho da amostra necessária para apresentar diferenças estatisticamente significativas.
A avaliação da função das vias aéreas utilizando a técnica mcc pode ser ajustada a uma variedade de modelos animais e aplicada a muitos modelos diferentes de saúde das vias aéreas, bem como testar novas terapias. As vias aéreas dos modelos de mouse de PCD podem ser avaliadas usando essa técnica, bem como modelos de DPOC. Nosso método também pode ser utilizado para estudar efeitos diferenciais de vários anestésicos no MCC que estão em uso clínico comum. Por fim, os efeitos dos agentes terapêuticos nas vias aéreas também podem ser avaliados utilizando este modelo. Como dito anteriormente, mas tem repetição, por ser uma medida in vivo, permite repetir avaliações de CCM ao longo de uma doença, bem como testar benefícios de intervenções terapêuticas ao longo do tempo. Além disso, os camundongos são os animais de laboratório mais comuns usados para imitar/estudar doenças humanas, com, em alguns casos, múltiplos modelos de camundongos transgênicos da doença humana disponíveis para escolher.
Disclosures
Nenhum relacionado a este trabalho.
Acknowledgments
M.Z. e K.S.F. e este trabalho foi apoiado por uma bolsa concedida sob o Pitt Innovation Challenge (PInCh), através do Instituto de Ciência Clínica e Translacional da Universidade de Pittsburgh, e bolsa NHLBI R01 HL153407, concedida ao M.Z.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 500 µm Unjacketed Fiber Optic Wire | Edmund Optics | 02-532 | |
| 99mTechnecium-Sulfur Colloid | Cardinal Health | ||
| Anesthesia Vaporizer | Vetland Medical | A13480 | |
| Durmont #5 Forceps | Fine Science Tools | 99150-20 | |
| FIJI ImageJ 2.0.0-rc-65/1.52p Software | |||
| Introcan Safety Catheters 20G 1inch | Fisher Scientific | NC1534477 | |
| Isoflurane | Henry Schein | 118-2097 | |
| Mouse Intubation Stand | Kent Scientific | ETI-MSE-01 | |
| Siemens Inveon dual-modality SPECT/CT | Siemens | ||
| Single Channel Anesthesia Stand | Summit Anesthesia Solutions | 22860 |
References
- Afzelius, B. A.
- Mitchell, D. R. The evolution of eukaryotic cilia and flagella as motile and sensory organelles. Advances in Experimental Medicine and Biology. 607, 130-140 (2007).
- Carvalho-Santos, Z., Azimzadeh, J., Pereira-Leal, J. B., Bettencourt-Dias, M. Evolution: Tracing the origins of centrioles, cilia, and flagella. Journal of Cell Biology. 194 (2), 165-175 (2011).
- Randell, S. H., Boucher, R. C. University of North Carolina Virtual Lung, G. Effective mucus clearance is essential for respiratory health. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 35 (1), 20-28 (2006).
- Wanner, A., Salathe, M., O'Riordan, T. G.
- Li, Y., et al. Global genetic analysis in mice unveils central role for cilia in congenital heart disease. Nature. 521 (7553), 520-524 (2015).
- Zahid, M., et al. Airway ciliary dysfunction and respiratory symptoms in patients with transposition of the great arteries. PLoS One. 13 (2), 0191605 (2018).
- Stewart, E., et al. Airway ciliary dysfunction: Association with adverse postoperative outcomes in nonheterotaxy congenital heart disease patients. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (2), 755-763 (2018).
- Garrod, A. S., et al. Airway ciliary dysfunction and sinopulmonary symptoms in patients with congenital heart disease. Annals of the American Thoracic Society. 11 (9), 1426-1432 (2014).
- Harden, B., et al. Increased postoperative respiratory complications in heterotaxy congenital heart disease patients with respiratory ciliary dysfunction. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 147 (4), 1291-1298 (2014).
- Leigh, M. W., et al. Clinical and genetic aspects of primary ciliary dyskinesia/Kartagener syndrome. Genetics in Medicine. 11 (7), 473-487 (2009).
- Donaldson, S. H., et al. Effect of ivacaftor on mucociliary clearance and clinical outcomes in cystic fibrosis patients with G551D-CFTR. JCI Insight. 3 (24), (2018).
- Donaldson, S. H., Corcoran, T. E., Laube, B. L., Bennett, W. D. Mucociliary clearance as an outcome measure for cystic fibrosis clinical research. Proceedings of the American Thoracic Society. 4 (4), 399-405 (2007).
- Ledowski, T., Hilmi, S., Paech, M. J. Bronchial mucus transport velocity in patients receiving anaesthesia with propofol and morphine or propofol and remifentanil. Anaesthesia. 61 (8), 747-751 (2006).
- Donnelley, M., Morgan, K. S., Siu, K. K., Parsons, D. W. Dry deposition of pollutant and marker particles onto live mouse airway surfaces enhances monitoring of individual particle mucociliary transit behaviour. Journal of Synchrotron Radiation. 19, Pt 4 551-558 (2012).
- Christopher, A. B., et al. The effects of temperature and anesthetic agents on ciliary function in murine respiratory epithelia. Frontiers in Pediatrics. 2, 111 (2014).
- Liu, L., et al. Method for quantitative study of airway functional microanatomy using micro-optical coherence tomography. PLoS One. 8 (1), 54473 (2013).
- Lam, H. C., et al. Histone deacetylase 6-mediated selective autophagy regulates COPD-associated cilia dysfunction. Journal of Clinical Investigation. 123 (12), 5212-5230 (2013).
- Bhashyam, A. R., et al. A pilot study to examine the effect of chronic treatment with immunosuppressive drugs on mucociliary clearance in a vagotomized murine model. PLoS One. 7 (9), 45312 (2012).
- Ortiz, J. L., et al. Evaluation of Mucociliary Clearance by Three Dimension Micro-CT-SPECT in Guinea Pig: Role of Bitter Taste Agonists. PLoS One. 11 (10), 0164399 (2016).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Solomon, G. M., et al. Assessment of ciliary phenotype in primary ciliary dyskinesia by micro-optical coherence tomography. JCI Insight. 2 (5), 91702 (2017).
- Nakhleh, N., et al. High prevalence of respiratory ciliary dysfunction in congenital heart disease patients with heterotaxy. Circulation. 125 (18), 2232-2242 (2012).
- Whaley, S. L., Renken, S., Muggenburg, B. A., Wolff, R. K. Technique for aerosol deposition restricted to the nose in beagle dogs. Journal of Toxicology and Environmental Health. 23 (4), 519-525 (1988).
- Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. Journal of Applied Physiology. 90 (3), 1111-1117 (2001).
- Bhashyam, A. R., et al. Vagal control of mucociliary clearance in murine lungs: a study in a chronic preparation. Autonomic Neuroscience. 154 (1-2), 74-78 (2010).
- Van Audenhaege, K., et al. Review of SPECT collimator selection, optimization, and fabrication for clinical and preclinical imaging. Medical Physics. 42 (8), 4796-4813 (2015).
