Name: ReAsH / Flash Etichettatura e Image Analysis di proteine sensore Tetracysteine nelle celle (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-31T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 19 s
Description: Scopri la marcatura di proteine con motivi tetracisteina usando i coloranti biarsenicali FlAsH e ReAsH nelle cellule viventi. Questo metodo consente l'analisi quantitativa delle interazioni proteiche mediante microscopia confocale.

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Questo lavoro è stato finanziato da borse di DMH e TDM (NHMRC sovvenzioni per progetti). DMH è membro Grimwade, finanziato dal Trust Miegunyah.

1. Preparazione delle cellule per l'etichettatura con ReAsH / Flash <ol><li> Usando metodi standard di coltura cellulare per la linea cellulare di interesse, preparare una coltura di cellule aderenti direttamente in una diapositiva dal vivo imaging cellulare pronto per la trasfezione. </li><li> Trasfezione vostro plasmide contenente TC-tagged gene di interesse in base al metodo di trasfezione di scelta. </li></ol> Nota è importante utilizzare i controlli positivi e negativi per valutare l'entità del legame specifico ai tag TC e per valutare bleedthrough di fluorescenza tra i canali al momento del ritiro microscopio confocale. Quindi, per due colori (per esempio Flash / Cherry o ReAsH / o CFP ReAsH / GFP combinazioni), assicurano i campioni sono preparati per singoli colori (es. proteina fluorescente da soli o, se possibile, una proteina TC-tagged legato a Flash / ReAsH ma senza fluorescente proteine) <ol start="3"><li> Uno o due giorni dopo la transfezione, risciacquare delicatamente le cellule con 300 ml di pre-riscaldato (a 37 ° C) HBSS. </li><li> Immergere delicatamente le cellule con 1 mM Flash (o ReAsH) in 300 ml di HBSS preriscaldata e 10 mM 1,2-ethanedithiol (EDT). </li></ol> E 'importante aggiungere EDT prima di aggiungere Flash / ReAsH e fare il tampone appena prima di aggiungerlo alle cellule. Incubare per esattamente 30 minuti a 37 ° C nel tessuto culturale incubatore. Nella nostra esperienza i tempi di incubazione più lungo aumenta significativamente la fluorescenza di fondo. Nuovi costrutti dovrebbe essere ottimizzato per l'etichettatura di tempo e Flash / ReAsH concentrazione (0.5-2 mM). <ol start="5"><li> Aspirare delicatamente etichettatura soluzione dalle cellule e quindi sostituire con 300 microlitri HBSS preriscaldata + 250 mM 2,3-dimercaptopropanol (BAL) per 15 minuti a 37 ° C. </li><li> Rimuovere soluzione di lavaggio mediante aspirazione dolce e sostituire con 300 microlitri HBSS preriscaldata. </li></ol> Dopo questo lavaggio, le cellule possono essere fissati con paraformaldeide (15 min con il 3,2% di soluzione), anche se abbiamo trovato che questo aumenta la fluorescenza non specifica biarsenical colorante. Quindi di solito l'immagine cellule vive a temperatura ambiente. (Si noti che la fissazione delle cellule prima dell'etichettatura previene il legame biarsenical colorante.) 2. Imaging le cellule su un microscopio confocale <ol><li> Al microscopio confocale, impostare i parametri per l'imaging del fluorofori individuali (vedi tabella 1) e assicurarsi che non vi è bleedthrough trascurabile tra i canali. Ciò può essere ottenuto controllando fluorofori individuale (in campioni di controllo) contro ogni diversa impostazione di acquisizione fluorescenti per fluorescenza. Regolazione della lunghezza d'onda di emissione può aiutare a minimizzare bleedthrough (anche se questo può anche ridurre il rapporto segnale / rumore). </li><li> Anche regolare le impostazioni del fotomoltiplicatore in modo che la fluorescenza massima nel campione non saturare il rivelatore. (Questo può essere rilevato con il Q-LUT impostazione sul confocale Leica SP2). Una volta che le migliori impostazioni di imaging sono determinati, non modificare nessuno di loro tra i campioni. </li><li> Altre impostazioni si utilizzano in genere (anche se questi possono essere ottimizzati) sono una velocità di scansione di 200 Hz e raccogliere 4 medie di linea e un diametro foro stenopeico di 1 unità Airy. Il diametro del foro può essere ampliata in caso di segnale / rumore è un problema, tuttavia, questo può causare una perdita di imaging. </li><li> Raccogliere le immagini confocale a 12-bit (o superiore) formato, se possibile. 12-bit in formato cattura una più ampia gamma dinamica di valori (0-4095) per ogni pixel l'intensità di 8-bit (0-255). Questo è importante per garantire il più ricco set di dati vengono registrati, che massimizza la qualità di analisi quantitativa dei dati. </li><li> Raccogliere le immagini per il canale proteina fluorescente (Cherry, GFP o CFP) e anche per il canale biarsenical colorante (Flash o ReAsH) per tutti i campioni. </li></ol> 3. Analisi dei dati <ol><li> Installare il software ImageJ sul computer 8. <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a> </li><li> Assicurarsi che la versione di ImageJ ha i seguenti plugin: <ul><li> <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/file-opener.html">http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/file-opener.html</a> </li><li> <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/image_correlator.html">http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/image_correlator.html</a> </li><li> <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/lut-editor.html">http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/lut-editor.html</a> </li></ul></li><li> ImageJ aperto, e se si utilizza una versione precedente alla v1.32c, fare clic sulle seguenti opzioni per abilitare più immagini da aprire in una sola volta (che può essere fatto tenendo premuto il tasto di controllo mentre si fa clic su file diversi): <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"></li><li> Aprire le immagini di interesse in ImageJ. ImageJ automaticamente definire le intensità dei pixel massimi e minimi che vengono visualizzati sullo schermo per ogni immagine separatamente. Dato che le diverse immagini avranno dintensità dei pixel ifferent, questo significa che le immagini visualizzate non sono paragonabili come appaiono. </li><li> Per garantire le immagini aperte sono tutti sulla stessa scala, è possibile definire fisicamente superiore e più bassa intensità di pixel da visualizzare (questo non cambierà il contenuto effettivo dei dati delle immagini come sarebbe il caso di qualche altro software). Questi valori possono essere impostati con il seguente menu: <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"></li><li> Un approccio alternativo è quello di lavorare con gli stack, che mette insieme tutte le immagini in un file e verrà automaticamente scala (per la visualizzazione), tutte le immagini in stack per la stessa scala. Il modo più semplice per lavorare con i dati è quello di convertire ogni canale ad una pila. Così, per il canale proteina fluorescente convertire tutti a stack come mostrato. È possibile selezionare facilmente un canale sovrapponendo tutte le immagini contenenti un nome comune (ad esempio "ch00") nel titolo. <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"></li><li> Ora convertire tutte le immagini aperte ad 8-bit per l'analisi. Questo effettivamente riscalare la gamma visto in una serie 0-255 (che definisce 8-bit). IMPORTANTE: Non salvare sopra l'originale a 12-bit (o superiore) formato o si perderanno contenuto informativo. Si noti che alcuni pacchetti software in grado di visualizzare solo immagini a 8 bit in modo da questo formato è utile per creare figure, ecc <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"></li><li> Salva una copia in una nuova cartella chiamata "8-bit convertito" utilizzando la funzione "Salva con nome ..." opzione. </li><li> Un metodo per esaminare l'entità del legame colorante biarsenical in una intera immagine è quella di eseguire un pixel tracciato di correlazione intensità. Questo complotti ogni valore di pixel in un canale rispetto al valore di pixel corrispondente in un secondo canale. Quindi una posizione di pixel ad alta nel PCP fluorescenza sarà anche ad alto contenuto di fluorescenza ReAsH se c'è alta vincolante. </li><li> Per analizzare il pixel co-correlazione, assicurarsi che la 8-bit ReAsH e Cerulean / GFP immagini sono aperti in ImageJ. </li><li> Aprire il "Correlatore Immagine" plugin come di seguito indicato. Selezionare "Image1", come lo stack ReAsH o Flash e "Image2", come lo stack proteina fluorescente. <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step5.jpg" alt="Figura 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"></li><li> Lo stack risultante non può visualizzare informazioni dettagliate - questo è normale. Salva la pila in una nuova cartella chiamata "dispersione" e dargli lo stesso nome di file come il campione si riferisce (ad esempio "Flash-ciliegia tracciato di correlazione") </li><li> Per visualizzare i dati significativamente si può fare una delle due opzioni. In primo luogo trasformare i dati in modo che sia in formato log. Poi ridimensionare visivamente i dati come segue: <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step6.jpg" alt="Figura 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 6"></li><li> In alternativa, è possibile ridimensionare visivamente i dati per mostrare solo valori bassi (ad esempio 1-255) e visualizzare i dati utilizzando una LUT speciale. Una LUT (Look Up Table) rappresenta una tabella di colori assegnati ad ogni valore di pixel in un'immagine . Questo può essere usato per definire uno schema pseudocolori per un'immagine ed è utile per definire alcune caratteristiche in un'immagine. Per creare un semplice clic personalizzati LUT su "editor di LUT" e fare uno nuovo come quello mostrato (che possono essere salvati e utilizzati successivamente). <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step7.jpg" alt="Figura 7" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 7"></li><li> Impostare la luminosità / contrasto vanno da 0-255 (come descritto al punto 13 della presente sentenza). Per "bloccare" l'immagine, come a quella visualizzata sullo schermo, l'immagine può essere convertita in formato RGB che salva un valore a 8 bit per ognuno dei colori rosso, verde e blu di ogni pixel. <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step8.jpg" alt="Figura 8" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 8"> Per copiare e incollare le immagini ad altri programmi per prima cosa aprire le immagini a 8-bit o 16-bit. Come descritto al punto 14 della presente sentenza, assegnare un sistema di colori LUT all'immagine. Per PCP, assegnare la LUT "Cyan", come descritto di seguito ... <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step9.jpg" alt="Figura 9" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 9"></li><li> Selezionare l'immagine e copiarlo negli appunti, selezionare ... <img src="/files/ftp_upload/2857/2857step10.jpg"></li></ol> 4. Rappresentante dei risultati: Il successo di cellule etichettatura con coloranti biarsenical dipende da alcuni parametri chiave. In primo luogo, i tempi della etichettatura con coloranti è cruciale. Abbiamo scoperto che lunghi periodi di etichettatura (più di 30 minuti) si traduce in un elevato livello di colorazione aspecifica di fondo. Fig. 1 mostra un tipico risultato di una wild-type forma di frammento huntingtina (25Q) unito alla Cerulean PCP derivato contenente un tag TC come descritto in precedenza 7. Questo campione è stato macchiato per 30 minuti con ReAsH e non c'è sfondo minimo nel campione manca il tag di TC. Abbiamo scoperto che la fissazione delle cellule con sfondo paraformaldeide aumenta mentre fissaggio con metanolo abroga la fluorescenza del tag proteina fluorescente. Quindi dove possibile, l'immagine del cellule vive. E 'importante notare inoltre che la fissazione preventival'etichettatura con coloranti biarsenical impedisce loro legame, presumibilmente a causa di modifiche del TC motivo. Un altro fattore critico per risultati costanti è la densità delle cellule. Abbiamo trovato critiche a celle di immagine che vengono liberamente distribuiti e, inoltre, che ampia aggregazione può portare a colorazione irregolare dei coloranti biarsenical in celle diverse. <img src="/files/ftp_upload/2857/2857fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Tetracysteine ​​tag e colorazione ReAsH in cellule vive transfettate con huntingtina (exon1-25Q)-Cerulean fusioni. Il tag TC si trova all'incrocio tra la huntingtina Cerulean-fusione (come descritto in 7). Il tracciato di correlazione di intensità dei pixel consente una valutazione delle differenze di ReAsH vincolanti per tutta la cellula e può essere utilizzato per mappare i cambiamenti in ReAsH vincolante a causa di cambiamento conformazionale o interazioni ligando.

<ol><li>Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+green+fluorescent+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Rev.+Biochem%22%5BJournal%5D)">The green fluorescent protein.</a> Ann. Rev. Biochem. 67, 509-544 (1998).</li>
<li>Griffin, B. A., Adams, S. R., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+covalent+labeling+of+recombinant+protein+molecules+inside+live+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Specific covalent labeling of recombinant protein molecules inside live cells.</a> Science. 281, 269-2672 (1998).</li>
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<li>Coleman, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conformational+detection+of+prion+protein+with+biarsenical+labeling+and+FlAsH+fluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophys.+Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">Conformational detection of prion protein with biarsenical labeling and FlAsH fluorescence.</a> Biochem. Biophys. Res. Commun. 380, 564-568 (2009).</li>
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<li>Adams, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+biarsenical+ligands+and+tetracysteine+motifs+for+protein+labeling+in+vitro+and+in+vivo%3A+Synthesis+and+biological+applications%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">New biarsenical ligands and tetracysteine motifs for protein labeling in vitro and in vivo: Synthesis and biological applications.</a> J. Am. Chem. Soc. 124, 6063-6076 (2002).</li>
<li>Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+guide+to+choosing+fluorescent+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Meth%22%5BJournal%5D)">A guide to choosing fluorescent proteins.</a> Nat. Meth. 2, 905-909 (2005).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

L&#39;approccio alla localizzazione etichetta proteina con una proteina fluorescente e le proprietà conformazionali con un colorante secondo offre un grande potenziale per la mappatura in cui diverse conformazioni delle proteine ​​nelle cellule maturano e gli eventi che cambiano le dinamiche della conformazione delle proteine. ReAsH / Flash per la prima volta utilizzato come in-cell sensore per folding delle proteine ​​dei mammiferi cellulari retinoico-binding protein I 4. In questo esempio, il Flash associat...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome del reagente </th><th> Azienda </th><th> Numero di catalogo </th><th> Commenti </th></tr><tr><td> 8-ben μ-slide </td><td> Ibidi </td><td> 80826 </td><td> Troviamo queste camera di diapositive di essere particolarmente utile per le celle di coltura per l&#39;imaging. </td></tr><tr><td> TC-Flash II nella cella di rilevamento Tag Tetracysteine ​​Kit fluorescenza verde * * * per il live-cell imaging </td><td> Invitrogen </td><td> T34561 (Flash) o T34562 (ReAsH) </td><td></td></tr><tr><td> Sale Hanks &#39;soluzione equilibrata </td><td> Invitrogen </td><td> 14175-103 </td><td></td></tr><tr><td> 2,3-Dimercapto-1-propanolo </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D1129-5ML </td><td></td></tr><tr><td> 1,2-Ethanedithiol </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 02390-25ML </td><td></td></tr></tbody></table>

reash / flash etichettatura e image analysis di proteine ​​sensore tetracysteine ​​nelle celle

ReAsH/FlAsH Labeling and Image Analysis of Tetracysteine Sensor Proteins in Cells

Proteine ​​fluorescenti e coloranti sono strumenti essenziali per lo studio del traffico di proteine, la localizzazione e la funzione delle cellule. Mentre le proteine ​​fluorescenti come il verde proteina fluorescente (GFP) sono stati ampiamente utilizzati come partner di fusione di proteine ​​per monitorare le proprietà di una proteina di interesse 1, i recenti sviluppi con piccole etichette consentono nuove funzionalità di proteine ​​da esaminare nelle cellule, come il cambiamento conformazionale e proteine-associazione 2, 3. Un sistema di tag piccola comporta un motivo tetracysteine ​​(ccxxcc) geneticamente inserito in una proteina bersaglio, che si lega ai coloranti biarsenical, ReAsH (rosso fluorescente) e Flash (verde fluorescente), con elevata specificità anche nelle cellule vive 2. Il TC / biarsenical sistema colorante offre vincoli molto meno sterico alla proteina ospite di proteine ​​fluorescenti che ha permesso a numerosi nuovi approcci per misurare il cambiamento conformazionale e interazioni proteina-proteina 4-7. Abbiamo recentemente sviluppato una nuova applicazione di tag TC come sensori di oligomerizzazione nelle cellule che esprimono huntingtina mutata, che se mutato aggregati nei neuroni a Huntington malattia 7. Huntingtina era taggati con due coloranti fluorescenti, una una proteina fluorescente per tenere traccia posizione di proteine, e la seconda un tag TC che lega solo coloranti biarsenical in monomeri. Quindi, i cambiamenti colocalizzazione tra proteine ​​e biarsenical reattività colorante abilitato contenuto submicroscopiche oligomero di essere mappate spazialmente all&#39;interno delle cellule. Qui, descriviamo come etichettare TC-tagged proteine ​​fuse ad una proteina fluorescente (Cherry, GFP o CFP) con il flash o ReAsH in vivo le cellule di mammifero e come quantificare i due fluorescenza di colore (ciliegio / Flash, CFP / Flash o GFP / combinazioni ReAsH).

Il biarsenical coloranti Flash e ReAsH legano specificamente ai motivi tetracysteine ​​di proteine ​​e in modo selettivo le proteine ​​etichetta in cellule vive. Recentemente questa strategia di etichettatura è stato utilizzato per sviluppare sensori per le diverse conformazioni delle proteine ​​o stati oligomerici. Abbiamo descritto l&#39;approccio di etichettatura e di metodi per analizzare quantitativamente vincolanti.

ReAsH / Flash Etichettatura e Image Analysis di proteine ​​sensore Tetracysteine ​​nelle celle

Le proteine fluorescenti e i coloranti sono strumenti essenziali per lo studio del traffico, della localizzazione e della funzione proteica nelle cellule. Mentre le proteine fluorescenti...

L'obiettivo generale di questa procedura è etichettare le cellule che esprimono una proteina con un'etichetta tetra-cisteina e fluorescente utilizzando i coloranti flash o ash, e analizzare quantitativamente i risultati. Ciò si ottiene innanzitutto trasfettando un plasmide portatore di una proteina fluorescente e della proteina bersaglio contenente un'etichetta tetra-cisteina nella linea cellulare di interesse. Successivamente, la proteina espressa viene etichettata con R o flash, e il colorante legato in modo non specifico viene rimosso mediante lavaggio con BAL, pronta per l'analisi microscopica.Quindi si utilizza un microscopio confocale per acquisire immagini fluorescenti delle cellule nei canali ash o flash e della proteina fluorescente. Infine, le immagini vengono analizzate mediante ImageJ per quantificare il legame di ash o flash alla proteina bersaglio. In definitiva, è possibile ottenere risultati che mostrano il grado di legame di ash o flash alla proteina bersaglio nelle cellule, attraverso la correlazione tra la fluorescenza di ash e quella della proteina fluorescente.Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come l'utilizzo semplice della

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Scopri la marcatura di proteine con motivi tetracisteina usando i coloranti biarsenicali FlAsH e ReAsH nelle cellule viventi. Questo metodo consente l'analisi quantitativa delle interazioni proteiche mediante microscopia confocale.

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