Name: Fisiologici Registrazioni e RNA sequenziamento delle appendici gustative del Mosquito febbre gialla Aedes aegypti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: Scopri le registrazioni elettrofisiologiche e il sequenziamento RNA delle appendici gustative di Aedes aegypti. Questo metodo identifica geni associati alle risposte neuronali a composti amari e repellenti.

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Gli autori ringraziano Bryan T. Vinyard dell'USDA, Agricultural Research Service, Henry A. Wallace Beltsville Agricultural Research Center, Biometrical Consulting Service, Beltsville, MD per le analisi statistiche. Questo lavoro è stato sostenuto in parte da una sovvenzione al J.C.D. dal Programma di Ricerca Deployed War Fighter Protection (DWFP) finanziato dal Dipartimento della Difesa attraverso l'Armed Forces Pest Management Board (AFPMB).

1. allevamento Ae. adulti aegypti <ol><li> Le uova si schiudono in circa ¾ di pollice in acque poco profonde cassetto. Sovraffollamento ridurrà la dimensione degli adulti. </li><li> Larve posteriore a 25 ° C (12-HL: 12-HD) ed alimentare con cibo per pesci a terra. NOTA: sovralimentazione può ridurre i tassi di sopravvivenza. </li><li> Rimuovere pupe individualmente da pipetta Pasteur quotidiano e trasferimento in piatti di plastica (9 centimetri × 5,5 centimetri) all&#39;interno secchielli di contenimento con fini coperchi maglia, stabilendo così 24 gruppi di età hr. </li><li> Mangimi zanzare adulte soluzione al 10% di saccarosio dal batuffolo di cotone collocato sulle pareti schermo di un contenitore gabbia le zanzare in una camera climatica a 27 ° C e 70% di umidità relativa sotto la stessa fotoperiodo come larve. </li><li> Per elettrofisiologia, utilizzare 5-10 giorno animali vecchi. In generale, gli animali più grandi produrranno risultati migliori. Per l&#39;isolamento di RNA, usare gli animali che si trovano all&#39;interno di un unico 24 ore raggruppamento età nel vecchio campo di 5-10 giorni. </li></ol><ol><li> Determinare una concentrazione adeguata di elettroliti (ad esempio 1-10 mm) suscita l&#39;attività minima da neuroni sensoriali selezionati. 10 mM NaCl o 1mm KCl sono elettroliti ragionevoli per testare l&#39;attività di base quando si inizia un esperimento. </li><li> Sciogliere ogni chimica sperimentale nel solvente appropriato (se non l&#39;acqua, usare etanolo o DMSO) che ha poco o nessun effetto sulla attività picco rispetto all&#39;elettrolito sola. Le concentrazioni finali di 10% etanolo o 1% DMSO sono concentrazioni iniziali ragionevoli. </li><li> Selezionare appropriata (ad esempio il chinino per amaro o di saccarosio per dolci) i prodotti chimici di controllo che sono ben descritti, deterrenti alimentazione o stimolanti negli insetti. </li></ol> 3. Elettrofisiologia (registrazione punta 8; Figura 1) <ol><li> Elettrodi di vetro Form tirando meccanicamente capillari di vetro. Ottimizzare il calore e tirare le impostazioni di tirare vetro per formare recordi opportunamente sagomataElettrodi ng. Rompere con cautela fine del elettrodo di vetro con pinze sotto un microscopio da dissezione per creare elettrodo punta apertura che è sufficientemente ampia per busta bersaglio sensillum, ma abbastanza piccolo per evitare il contatto con le strutture vicine. </li><li> Al microscopio, identificare visivamente dalla morfologia e posizionare il target sensilla / sensillum per garantire la ripetibilità della registrazione punta. Animali Prep per consentire l&#39;accesso gratuito al sensilla dall&#39;angolo di entrata dell&#39;elettrodo. </li><li> Freddo insetti anestetizzare adulti in freezer a -20 ° C. Evitare danni ai neuroni periferici da sovraesposizione a temperature fredde. Tagliare sottili strisce di nastro adesivo con lama di rasoio sul vetrino. Immobilizzare intero insetto su un vetrino con strisce strette. </li><li> Inserire un filo di tungsteno affilata chimicamente nel torace dorsale o occhio per servire come indifferente (terra) dell&#39;elettrodo. </li><li> Riempire elettrodo vetro fatto a passo 3,1 con una soluzione stimolante di interesse. Utilizzando una siringa inserita, compilare capIllary dalla fine tirato a Blunt fine. Rovesciare tutte le bolle d&#39;aria, tenendo fine abbattuto. Inserire un filo d&#39;argento (chloriding opzionale) nell&#39;elettrodo di vetro fatto a passo 3.1 per servire come elettrodo di registrazione e stimolante. </li><li> Collegare gli elettrodi ad un preamplificatore che è stato progettato per registrazioni da contatto chemoreceptive sensilli negli insetti. Questo preamplificatore (300 Hz-3 kHz filtro passa-banda) ridurrà il tempo di assestamento di catturare l&#39;attività neuronale più vicino allo stimolo introduzione possibile. Raccogliere, archiviare e analizzare i segnali elettrici con un microcomputer dotato di software di registrazione picco. NOTA: Messa a terra del sistema di registrazione correttamente può migliorare drasticamente il rapporto segnale-rumore. </li><li> Stimolare sensilla con una soluzione di controllo (solo elettrolita) per garantire la funzionalità. Conte picchi a partire 200 msec seguito l&#39;artefatto stimolo per tutte le preparazioni. </li><li> Casuale l&#39;ordine di sostanze chimiche di prova per tutti gli esperimenti, tranne studi dose-risposta,per eliminare pregiudizi. Per gli studi dose-risposta, esporre sensilla ad aumentare concentrazioni della sostanza chimica sperimentale. Lasciare un minimo di 3 minuti tra stimoli al fine di garantire un adeguato recupero. NOTA: Questo requisito può variare a seconda degli insetti e sensilli. Soglia è definita come quella concentrazione per cui errore standard non si sovrappone con l&#39;errore standard per la concentrazione più bassa testata. </li></ol> 4. RNA Isolamento e Sequencing (Figura 2) <ol><li> Preparare i pestelli RNasi-free ermetici da loro raffreddamento in ghiaccio secco prima di tessuto disruption.Prepare accompagnano pestelli RNasi-free che si adattano provette con tappo a scatto saldamente. Tenere tubi di raccolta chiusi a meno dissezione attivamente per evitare eccessiva formazione di condensa. </li><li> Utilizzando aspiratore filtrato, mettere da 30 a 40 le zanzare-anestetizzato freddo (15 sec in -20 ° C freezer) sul palco freddo e mostra per il sesso. Luogo animali dorsale lato negativo, afferrare le ali per non danneggiare appendici gusto.</li><li> Utilizzando due coppie di pinza sottile, sezionare Paired Labella o tarsi da maschi o femmine sotto un microscopio da dissezione e limitare l&#39;inserimento di tessuti adiacenti. NOTA: 500 Labella accoppiato produce circa 800-1000 nanogrammi di mRNA totale. 400 tarsi individuale (5 segmenti ciascuno) produrranno 1,200-1,800 nanogrammi di mRNA totale. </li><li> Con un paio di Ansimare-pinze, leggermente cogliere proboscide zanzara solo prossimali di Labella esporre mandrini interni. Utilizzando altra coppia di raccolta-pinze, rimuovere Labella e aggiungere tessuto lato del tubo di raccolta a freddo. </li><li> Con un paio di pinze, leggermente cogliere gamba zanzare allo svincolo di tibia e primo segmento tarsale. Utilizzando altra coppia di pinze, rimuovere tarsi e aggiungere tessuto lato del tubo di raccolta a freddo. NOTA: Prendere in considerazione i tipi di cellule a livello di interfaccia del tessuto desiderato e indesiderati. Mentre è importante limitare l&#39;inclusione di tessuto limitrofo, è altrettanto importante non omettere porzioni di tessuto desiderato. Il ficampione finale deve rappresentare accuratamente l&#39;intero organo di interesse. Creare un confine preciso con le pinze di presa in modo tale che una pinza di raccolta possono liberare proprio raschiando o afferrare solo il tessuto desiderato. </li><li> Periodicamente, spin down tubo di raccolta brevemente 0 ° C centrifugare a 9.000 xg per mantenere il tessuto sul fondo della provetta. Se l&#39;umidità si accumula nei tubi di raccolta durante la dissezione, aggiungere 50ul di freddo reagente Trizol per coprire il tessuto raccolti. </li><li> Utilizzando anti-macchia marcatore laboratorio, etichetta chiaramente uno senza RNase 1,5 ml schiocco provetta con tappo per ogni tipo di tessuto per la raccolta. Usando 1,5 ml provetta rack e azoto liquido, congelare poi macinare tessuto in polvere fine (pezzi pregiati se in Trizol). Ripetere una volta. Portare il volume totale di Trizol a 1 ml e sospendere nuovamente il tessuto terra nel vortex. </li><li> Aggiungere 200 ul di cloroformio e mescolare accuratamente. Dopo 5 min a temperatura ambiente, centrifugare a centrifugare a 4 ° C e 11.000 xg per 15 min. Attentamenteaggiungere strato acquoso direttamente ad una colonna filtro DNA genomico. Spin down a 11.000 x g per 5 min. Aggiungere uguale volume di RNase-free etanolo al 70% a flusso continuo e mescolare pipetta. Trasferire il liquido a una colonna collezione RNA e continuare l&#39;estrazione di RNA secondo le istruzioni fornite. </li><li> Quantificare e valutare la purezza di RNA totale su uno spettrofotometro di precisione e procedere con qualsiasi metodo di sequenziamento RNA standard. </li></ol> 5. quantitativa RT-PCR convalida di RNA Sequencing (Figura 3) <ol><li> Selezionare come molti geni come possibile confrontare i livelli di espressione genica relativi su una gamma dinamica, sia in previsto abbondanza sequenza e la funzione del gene chemosensory presunta. </li><li> Coppie di progettazione di primer per ogni gene target per amplificare uno specifico prodotto della PCR 100-180 paio di basi. Escludi non specifico di amplificazione gDNA garantendo almeno un fondo per set estende un confine introne. In alternativa, utilizzare il trattamento DNasi per ridurre la contaminazione genomico. </li><li> Raccoglieretessuto insetto come descritto nel paragrafo precedente. Calcolare la quantità di tessuto è necessario per fornire abbastanza RNA per completare tutte le reazioni qRT-PCR. NOTA: triplice copia biologica e reazioni triplicate tecnici forniranno la massima fiducia nei risultati. </li><li> Calcola relativa quantificazione gene come X bersaglio - (Ct [destinazione] -Ct [riferimento]) per ogni gene target e media per ogni replica, sia biologico e tecnico. Utilizzare gene housekeeping (s) per normalizzare valori Ct tra i replicati biologici e di sradicare la scala Y in confronto di espressione relativa. </li><li> Valutare la somiglianza di RNA-Seq e dataset qRT-PCR usando la procedura di equivalenza bootstrap basato regressione-9, in modo iterativo applicato, per i dati di ogni tessuto. NOTA: Questa procedura identifica la più piccola &quot;regione di somiglianza&quot; che può essere costruito intorno alla dati RNA-Seq e qRT-PCR osservata, e consentire l&#39;espressione genica relativa come misurato da qRT-PCR da considerare statisticamente equivalente alla misurazione dell&#39;espressione genica relativa da RNA-seq. </li></ol>

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<li>Hart, T., Komori, H. K., LaMere, S., Podshivalova, K., Salomon, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Finding+active+genes+in+deep+RNA-seq+gene+expression+studies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genomics%22%5BJournal%5D)">Finding active genes in deep RNA-seq gene expression studies.</a> BMC Genomics. 14 (778), (2013).</li>
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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

L&#39;aspetto più impegnativo di potenziali d&#39;azione di registrazione da sensilla gustativa è decidere quali risposte sono &quot;normali&quot;. Quando impiegando singolo sensillum gustativa punta registrando la prima volta per una determinata specie di insetti, il numero totale e sensibilità dei neuroni recettori gustativi (GRN) sono probabilmente sconosciuta. Molte registrazioni preliminari vengono prima tenuti a decidere la gamma e le concentrazioni di sostanze chimiche da testare. In questo caso, abbiamo comincia...

Composti come DEET, Picaridin, Citronellale e IR3535 hanno dimostrato di respingere in modo efficace le zanzare, comprese le importanti vettori della malattia Aedes aegypti 1,2. Registriamo potenziali d&#39;azione dei neuroni sensoriali associati a specifici sensilla gustativa per determinare le cellule coinvolte con repellenza zanzare. Accoppiato con sequenziamento valle di geni espressi in questi tessuti, possiamo identificare i geni più probabile che mediano le risposte di queste cellule per lo screening di nuovi composti per le capacità repellenza migliorate. RNA-Seq è uno strumento potente, diventando rapidamente standard per il rilevamento delle modifiche temporali e spaziali in espressione genica. RNA-Seq analisi di appendici chemosensoriali insetti e gli organi sono stati utilizzati per scoprire recettori molecolari in diverse specie di insetti 3-5, migliorando notevolmente il convenzionale PCR-ricerche gene per gene 6. Gli insetti rappresentano la classe degli animali più diversi, presentano molte opportunità di studiare la connessione tra geni e fenotipi unici. Tecnologia RNA-seq può essere impiegato su qualsiasi tessuto vivente insetto. Allo stesso modo, la registrazione elettrofisiologica da cellule sensoriali all&#39;interno uniporous sensilli gustativi può essere raggiunto in molte diverse specie di insetti. L&#39;abbinamento di queste due tecniche permette ai ricercatori di restringere i geni coinvolti set in un fenotipo chemosensory osservato. Diverse specie presenteranno sfide specifiche, ma possono informare il collegamento tra i geni dei recettori chemosensoriali e un adattamento chemosensory. Le dimensioni e la morfologia dei chemosensory sensilli è variabile e rendere necessario l&#39;risoluzione dei problemi durante la registrazione di potenziali di azione per ridurre il rumore e identificare segnali ripetibili. Dissezioni di organi chemiosensoriali possono essere banale o delicati e richiede tempo, a seconda della morfologia e dimensioni dell&#39;insetto. Recupero di RNA di alta qualità può richiedere un po &#39;di risoluzione dei problemi e, come ad esempio evitare alcuni pigmenti durantecollezione tessuti. Mentre dimostrare gli effetti dei composti repellenti attraverso studi comportamentali è diretta e informativo, questo approccio è tempo intenso e largo rispetto al meccanismo d&#39;azione. Elettrofisiologia accoppiato con RNA-Seq consente analisi più specifiche su ciò che spinge a comportamenti di evitamento insetti. Una volta che il &quot;toolkit&quot; della discriminazione chimico è stato identificato in una specie di insetti, i tentativi più specifiche per migliorare il repellenti conosciute sono possibili. Recettori e proteine ​​associate a cellule sensoriali responsabili di questi comportamenti possono essere espressi heterologously per lo screening chimico diretta. Inoltre, modellistica molecolare in grado di prevedere quali sostanze chimiche si suscitare reazioni forti da questi recettori 7. L&#39;istantanea di tutti i geni attivi in ​​una serie limitata di tessuti chemosensoriali può anche essere utile per identificare geni simili in altre specie. Utilizzando omologia di sequenza e di espressione similarities, i ricercatori possono formare gruppi di recettori molecolari più probabile che mediano le risposte a repellenti che sono ampiamente efficaci sugli insetti. Vi presentiamo il seguente protocollo per aiutare i ricercatori a decostruire percorsi chemosensoriali insetti e di convincere di più per approfondire la neuroetologia di non-modello e insetti economicamente importanti.

<table><tbody><tr><td>Capillare in vetro</td><td>A-M Systems</td><td>628000</td><td>Standard, 1,5 mm X 0,86 mm, 4"</td></tr> <tr><td>Filo d'argento</td><td>A-M Systems</td><td>7875.015</td><td>"</td></tr><tr><td>filo di tungsteno</td> nudo <td>Alfa Products</td><td>369</td><td>0,127 mm di diametro</td></tr><tr><td>Pinze fini</td><td>Strumenti per la scienza fine</td><td>11252</td><td>#5SF Inox</td></tr><tr><td>Tavolino refrigerato</td><td>BioQuip Products</td><td>1429</td><td>Chill </td></tr><tr><td>Preamplificatore</td> da tavolo <td>Syntech</td><td>Taste Probe</td><td>preamplificatore</td></tr><tr><td>Software per elettrofisiologia</td><td>Software Syntech</td><td>Autospike</td><td>per elettrofisiologia</td></tr><tr><td>TetraMin cibo per pesci Tetra</td><td></td><td>Tropical cibo per pesci granuli</td><td>cibo per pesci macinato in polvere fine</td></tr><tr><td>TRIzol</td><td>Life Technologies</td><td>15596-026</td><td>Reagente per isolamento RNA</td></tr><tr><td>RNeasy Plus Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>74136</td><td>include l'eliminatore di gDNA e le colonne di spin RNeasy</td></tr><tr><td>Spettrofotometro Nanodrop</td><td>Nano Drop Products</td><td>ND-1000</td><td>spettrometro da tavolo</td></tr><tr><td>R statistics</td><td>freeware (creato da Robert Gentleman e Ross Ihaka)</td><td>www.r-project.org</td><td>Usa la funzione lm del pacchetto stats e la funzione equiv.boot del pacchetto di equivalenza nell'ambiente di calcolo R.</td></tr><tr><td>rack per provette da 1,5 ml</td><td>Evergreen</td><td>240-6388-030</td><td>Versare l'azoto liquido in alcuni pozzetti vuoti per congelare e macinare i tessuti.</td></tr><tr><td>Provette di raccolta da 1,5 ml con pestello</td><td>Grainger</td><td>6HAX6</td><td>RNase free</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>11178160</td><td>Centrifuga il tessuto congelato per tenerlo sul fondo della provetta da 1,5 ml.</td></tr><tr><td>Primer-BLAST Primer Strumento di progettazione</td><td>NCBI</td><td>n/a</td><td></td></tr></tbody></table>

fisiologici registrazioni e rna sequenziamento delle appendici gustative del mosquito febbre gialla aedes aegypti

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

La registrazione elettrofisiologica dei potenziali d'azione dei neuroni sensoriali delle zanzare fornisce agli investigatori uno sguardo sulla percezione chimica di questi vettori di malattia. Recentemente abbiamo identificato un neurone sensibile amaro nel labello della femmina di Aedes aegypti che risponde al DEET e ad altri repellenti, così come al chinino amaro, attraverso un'indagine elettrofisiologica diretta. Queste risposte dei neuroni del recettore gustativo hanno spinto il sequenziamento dell'mRNA totale da campioni di labelli e tarsi maschili e femminili per chiarire i geni putativi della chemiorecezione espressi in questi tessuti di chemiorecezione da contatto. I campioni di tarsi sono stati divisi in sottotipi pro-, meso- e metatoracici per entrambi i sessi. Abbiamo quindi convalidato il nostro set di dati conducendo qRT-PCR sugli stessi campioni di tessuto e utilizzato metodi statistici per confrontare i risultati tra i due metodi. Gli studi che affrontano la funzione molecolare possono ora mirare a geni specifici per determinare quelli coinvolti nella percezione dei repellenti da parte delle zanzare. Questi percorsi recettoriali possono essere utilizzati per lo screening di nuovi repellenti verso l'interruzione del comportamento di ricerca dell'ospite per frenare la diffusione di virus dannosi.

Le registrazioni in tracce di potenziali d'azione da Ae. aegypti sensilla gustativa (Figura 1) dimostrare l'efficacia della stimolazione diretta con una gamma di prodotti chimici. Questa tecnica può essere usata per quantificare risposte a qualsiasi sostanza chimica stimolante contando punte di una data ampiezza e durata in un intervallo di tempo ragionevole (generalmente inferiore a 500 ms). Registrazioni Trace devono essere facilmente riproducibili sotto un dato insieme di condizioni sperimen...

Utilizzando due metodi per stimare l&#39;espressione genica nei principali appendici gustative di Aedes aegypti, abbiamo individuato il set di geni putativamente sottostanti le risposte neuronali di composti amari e ripugnanti, come determinato da un esame elettrofisiologico.

Fisiologici Registrazioni e RNA sequenziamento delle appendici gustative del Mosquito febbre gialla Aedes aegypti

Electrophysiological recording of action potentials from sensory neurons of mosquitoes provides investigators a glimpse into the chemical perception of ...

L'obiettivo generale di questa procedura è osservare le risposte dei neuroni gustativi negli insetti e misurare l'espressione genica nei tessuti gustativi. Ciò si ottiene registrando prima le risposte di specifici peli gustativi a diversi gusti a diverse concentrazioni. Il secondo passo consiste nel sezionare attentamente i tessuti gustativi.Quindi separare i campioni per sesso e appendice. Successivamente, isolare l'RNA totale da ciascun campione di tessuto e creare preparazioni di CD NA per il sequenziamento di nuova generazione e la QPCR. Il passo finale consiste nell'analizzare i dati di espressione genica e formulare ipotesi, come ad esempio il modo in cui i geni sensoriali espressi dalla chemio mediano le risposte fisiologiche ai sapori negli insetti.In definitiva, le registrazioni elettrofisiologiche vengono utilizzate per mostrare la gamma ricettiva del sistema gustativo dell'insetto e il sequenziamento dell'RNA del tessuto gustativo viene utilizzato per evidenziare le componenti genetiche più importanti della ricezione gustativa. In generale, gli individui che non conoscono questi metodi avranno difficoltà a causa delle piccole dimensioni della chemioterapia degli insetti.

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Risposte elettrofisiologiche dei neuroni sensoriali olfattivi di odori può essere misurata in insetti utilizzando registrazioni sensillum singolo. In questo articolo il video ci mostrerà come eseguire registrazioni sensillum singolo nelle antenne del moscerino della frutta...

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

Un semplice ma accurato metodo per raccogliere e macchia ematociti concentrati zanzara è descritto. Il nostro metodo combina la semplicità di perfusione con la precisione delle tecniche di iniezione ad alta isolare i preparativi pulita di ematociti concentrati in Aedes zanzare. Questo metodo facilita la conoscenza di studi che richiedono i tipi di ematociti concentrati e la loro abbondanza.

Un protocollo per la raccolta e la colorazione ematociti concentrati dal Mosquito febbre gialla Aedes aegypti</em

Le analisi dell'RNA-Seq stanno diventando sempre più importanti per identificare le basi molecolari dei tratti adattativi negli organismi non modello. Qui, viene descritto un protocollo per identificare i geni differenzialmente espressi tra zanzare Aedes albopictus in diapausa e non in diapausa, dall'allevamento delle zanzare, al sequenziamento dell'RNA e alle analisi bioinformatiche dei dati RNA-Seq.

Un Sperimentale e Bioinformatica Protocollo per analisi di RNA-Seq di photoperiodic diapausa nella zanzara tigre, Aedes albopictus

Il grasso corporeo è l'organo metabolico centrale negli insetti. Vi presentiamo un sistema di cultura dal vivo organo che consente all'utente di studiare le risposte del corpo grasso isolato tessuto ai vari stimoli.

Sistema di coltura di organo del grasso corporeo in Aedes Aegypti, vettore di Virus di Zika

Per un controllo efficace della zanzara a carico di trasmissione del virus, la conoscenza del potenziale vettoriale delle rispettive zanzare è di particolare interesse. Descriviamo la salivazione forzato come un metodo per analizzare la competenza vettoriale di Aedes albopictus e tre diversi Culex taxa per la trasmissione del virus di Zika.

Costretto la salivazione come un metodo per analizzare la competenza vettoriale delle zanzare

L'obiettivo di questo protocollo è quello di fornire pasti di sangue di origine animale e artificiale alle zanzare Aedes aegypti attraverso un alimentatore di membrane artificiale e quantificare con precisione il volume di farina ingerita.

Alimentazione e quantificazione del sangue di origine animale e dei pasti artificiali nelle zanzare Aedes aegypti

La somministrazione orale di dsRNA prodotto dai batteri, un metodo di consegna per l'interferenza dell'RNA (RNAi) che viene regolarmente utilizzato in Caenorhabditis elegans, è stato applicato con successo qui alle zanzare adulte. Il nostro metodo consente robusti studi di genetica inversa e studi vettoriali che bloccano la trasmissione senza l'uso dell'iniezione.

Somministrazione efficace di interferenza orale dell'RNA (RNAi) alle zanzare Anopheles gambiae adulte

Sono descritte le procedure per studiare i comportamenti di sondaggio e ingestione delle zanzare Culex tarsalis sulle mani umane utilizzando l'elettropenetragrafia AC-DC.

Elettropenetragrafia AC-DC per lo studio dei comportamenti di sondaggio e ingestione delle zanzare Culex tarsalis sulle mani umane

Qui, descriviamo un protocollo dettagliato per l'editing del genoma attraverso la microiniezione embrionale nella zanzara A. aegypti utilizzando la tecnologia CRISPR-Cas9.

Editing del genoma nella zanzara della febbre gialla Aedes aegypti utilizzando CRISPR-Cas9

In questa intervista, George Dimopoulos si concentra sui meccanismi fisiologici utilizzato dalle zanzare per combattere Plasmodium falciparum e infezioni da virus dengue. Spiegazione è data per come i geni chiave refrattari, quei geni che conferiscono resistenza agli agenti patogeni vettore, sono identificati nella zanzara e come questa conoscenza può essere utilizzata per generare le zanzare transgeniche che sono in grado di trasportare il parassita della malaria o il virus dengue.

Costruire un Mosquito migliore: l&#39;identificazione dei geni Abilitazione malaria e febbre dengue Resistenza in A. gambiae e A. aegypti zanzare

Scopri le registrazioni elettrofisiologiche e il sequenziamento RNA delle appendici gustative di Aedes aegypti. Questo metodo identifica geni associati alle risposte neuronali a composti amari e repellenti.

Fisiologici Registrazioni e RNA sequenziamento delle appendici gustative del Mosquito febbre gialla Aedes aegypti

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