Name: Modellazione di infezione del Virus di Zika dello sviluppo del cervello umano In Vitro utilizzando cellule staminali derivate Organoids cerebrale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 18 s
Description: Scopri come modellare l'infezione da virus Zika nel cervello umano in sviluppo utilizzando organoidi cerebrali derivati da cellule staminali. Questo metodo permette di studiare i meccanismi virali e le vie di infezione.

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Gli autori ringraziano Priscilla L. Yang e Dominique J. Burri della Harvard Medical School per aiuto con propagazione iniziale e la quantificazione dei ZIKV. Vorremmo anche ringraziare Nathaniel D. Kirkpatrick per il supporto dell'imaging. K.E. è stato sostenuto dal centro di Stanley per la ricerca psichiatrica e l'Harvard Stem Cell Institute.

1. creazione di Organoids cerebrale da iPSC / hESC cultura 2D (giorno 0) Nota: questo protocollo si presuppone che il mantenimento delle cellule staminali (SC) è praticata in mezzo SCMM con vitronectina o Geltrex substrato. Se si utilizza un'alternativa, ad alta percentuale proteica della cellula formativa, coltura media, si consiglia di culture di SC di transizione a SCMM per almeno due passaggi prima di iniziare la formazione organoid. Il protocollo non è stato testato con metodi basati su alimentatore cultura di SC.
<ol><li>SC regolare utilizzo manutenzione metodi 25 , 26, portare culture alla confluenza di 50-70%. Si tratta in genere di 3-4 giorni dopo il passaggio, anche se questo può essere dipendente da linea di metodo e delle cellule di cultura. 
	Nota: Circa 2 pozzi da una piastra a 6 pozzetti sono necessari per produrre una piastra a 96 pozzetti piena dei organoids.</li>
	<li>Ispezionare culture tramite microscopia a campo chiaro a ingrandimento 10x X-20 affinché la morfologia di Colonia sano, senza differenziazione rilevabile.</li>
	<li>SCMM portare a 37 ° C in un bagno di acqua calda e disgelo una fiala di 50 µ l di 50 mM Y-27632 (inibitore di roccia) e 2 mL di reagente enzimatico distacco a temperatura ambiente.</li>
	<li>Preparare un piatto di ben 96 fondo U attacco ultra-basso (ULA), una pipetta multicanale P200 e un serbatoio di reagente 25ml.</li>
	<li>Aliquot 45 mL di SCMM in una provetta conica da 50 mL e 45 µ l di 50 mM Y-27632. Mix accuratamente da triturazione.</li>
	<li>Vuoto aspirare i due pozzetti contenenti SCs e rapidamente aggiungere 1 mL di reagente di distacco privo di enzima ad ogni pozzetto usando una pipetta P1000. Incubare la piastra in un incubatore a 37 ° C per 4 min.</li>
	<li>Vuoto aspirare i pozzetti trattati e aggiungere 1 mL di reagente enzimatico distacco ad ogni pozzetto usando una pipetta P1000.
	<ol><li>Incubare la piastra in un incubatore a 37 ° C per un minimo di 5 ulteriori</li>
		<li>Rimuovere la piastra ed esaminare i pozzetti trattati. Picchiettare delicatamente sulla piastra per rompere le cellule di aggregati. Se i cluster di grandi cellule sono ancora visibili, incubare la piastra per ulteriori 2 min a 37 ° C. Ripetere questo passaggio fino a quando i cluster non sono visibili ad occhio nudo.</li>
	</ol></li> <li>Una volta che le cellule sono dissociate correttamente, aggiungere 1 mL di SCMM ad ogni pozzetto per disattivare gli enzimi di dissociazione. Piscina il 4 mL di sospensione cellulare in una provetta conica da 50 mL e prendere una piccola aliquota per il conteggio delle cellule.
	<ol><li>Restituire eventuali pozzetti rimanenti, non trattati nella piastra di manutenzione nell'incubatore a 37 ° C.</li>
	</ol></li> <li>Mentre il conteggio, centrifugare la sospensione cellulare a 300 x g per 5 min.</li>
	<li>Determinare il numero totale delle cellule e calcolare la quantità di SCMM + Y-27632 soluzione che sarà necessarie per ottenere una sospensione di 60.000 cellule/mL.</li>
	<li>Attentamente il vuoto aspirare il supernatante e aggiungere il volume calcolato di SCMM + Y-27632 soluzione. Mescolare 5 - 10 volte con una pipetta da 5 mL, assicurando una sospensione cellulare uniforme.</li>
	<li>Immediatamente trasferire la sospensione cellulare in un serbatoio di reagente e dispensare 150 µ l in ogni pozzetto della piastra di fondo ULA U 96 pozzetti usando una pipetta multicanale P200. Questo produce 96 organoids individuali, ognuno inizialmente composta da 9.000 celle.</li>
	<li>Centrifugare la piastra a 150 x g per 1 min.</li>
	<li>Posizionare la piastra in un incubatore a 37 ° C e non disturbare la piastra per 48 h.</li>
</ol> 2. Cerebrale Organoid manutenzione (giorno 2) <ol><li>preparare 17 mL di SCMM con 17 µ l di 50 mM Y-27643 in una provetta conica da 50 mL. Caldo il SCMM + Y-27632 soluzione a 37 ° C in un bagno di acqua calda.</li>
	<li>Prendere la piastra organoid dall'incubatrice e lentamente usando una pipetta multicanale P200 impostata su 75 µ l, redige di mezzo dal bordo del pozzo in prima fila. Una volta prelevato il mezzo, rapidamente espellere il medium retro nel pozzo per sollevare organoids e cellule sciolte. Ripetere questa operazione per ogni riga. 
	Nota: Questa tecnica, in appresso denominato un &#34; dispersione, &#34; solleva i detriti cellulari e il organoid in sospensione. Il organoid rapidamente scende fino al fondo del pozzo, mentre i più piccoli detriti rimane in sospensione, permettendo così di essere rimosso con un cambiamento di media. Questo aiuta a prevenire la organoid da riposo in detriti cellulari durante la coltura.
	<ol><li>Dopo tutti i pozzetti sono state disperse, attendere per 15 s per garantire che i organoids hanno affondato alla parte inferiore di ciascun pozzetto.</li>
	</ol></li> <li>Lentamente e con attenzione 75 µ l di terreno da ogni pozzetto usando la pipetta multicanale P200 di aspirare e dispensare in un serbatoio rifiuto. 
	Nota: Maggior parte degli utenti, occasionalmente, aspirare un organoid durante regolare feed. Questo problema può verificarsi circa l'1% del tempo. Per favore pianificare di conseguenza assicurare che abbastanza organoids sopravvivono ai punti di tempo sperimentale.</li>
	<li>Trasferire SCMM + soluzione di Y-27632 in un serbatoio di reagente e dispensare 150 µ l in ogni organoid bene usando la pipetta multicanale P200.</li>
	<li>Inserire la piastra in un incubatore a 37 ° C.</li>
</ol> 3. Cerebrale Organoid manutenzione (giorno 3) <ol><li>caldo 17 mL di SCMM a 37 ° C, questa volta senza Y-27643.</li>
	<li>Con la pipetta multicanale P200 impostata a 100 µ l, disperdere tutti i pozzetti della piastra organoid (Vedi punto 2.2). Attendere 15 s per garantire che organoids hanno affondato alla parte inferiore dei loro pozzi.</li>
	<li>Preparare un serbatoio dei rifiuti e trasferire SCMM riscaldata in un serbatoio di origine.</li>
	<li>Attentamente aspirare 125 µ l di terreno da ogni pozzetto e sostituire con 150 µ l di fresco SCMM usando la pipetta multicanale P200.</li>
	<li>Inserire la piastra in un incubatore a 37 ° C.</li>
</ol> 4. Cerebrale Organoid manutenzione (giorno 4 +) Nota: condurre questa manutenzione regolare ogni altro giorno fino a quando infezione.
<ol><li>Prima di iniziare il feed il giorno 4, preparare il supporto di induzione neurale (NI).
	<ol><li>Disgelo un'aliquota di 250 µ l di eparina di 2 mg/mL, insieme a un flaconcino da 5 mL di supplemento di N-2 X 100. Aggiungere i 250 µ l di eparina, 5 mL di 100 X N-2 e 5 mL di 100 X MEM-NEAA a 500 mL di DMEM / F12 + GlutaMAX. Filtro sterile la soluzione mista in un filtro di 500 mL. 
		Nota: I NI a 4 ° C quando non in uso; NI dura fino a due settimane prima di mezzo fresco deve essere preparata.</li>
	</ol></li> <li>Caldo 17 mL di terreno di NI a 37 ° C.</li>
	<li>Con la pipetta multicanale P200 impostata a 100 µ l, disperdere tutti i pozzetti della piastra organoid (Vedi punto 2.2). Attendere 15 s per garantire che organoids hanno affondato alla parte inferiore dei loro pozzi.</li>
	<li>Preparare un serbatoio di scarico e trasferimento NI riscaldato in un serbatoio di origine.</li>
	<li>Attentamente aspirare 125 µ l di terreno da ogni pozzetto e sostituire con 125 µ l di fresco NI usando la pipetta multicanale P200.</li>
	<li>Inserire la piastra in un incubatore a 37 ° C.</li>
</ol> 5. Infezione di organoid con ZIKV (~ giorno 24) Nota: dopo circa 3 settimane di differenziazione, là will essere neuroepithelial grandi strutture e rosette visibile all'interno di organoid che sarà altamente suscettibile dell'infezione ZIKV.
<ol><li>Portare Earle &#39; s 1 X Balanced Salt soluzione (EBSS), 1x PBS e NI a 37 ° C in un bagno di acqua calda.</li>
	<li>Diluire ZIKV concentrazione nota in 1 X EBSS all'infezione di destinazione molteplicità di infezione (MOI). 
	Nota: Titolazioni di MOIs differenti sono consigliate per ottenere una reazione al dosaggio virale. Questo può variare da ceppo virale; per ATCC VR-1838 e ATCC VR-1843, MOI tipici valori sono compresi tra 0,1 e 10).</li>
	<li>Rimuovere attentamente tutte le medie organoid ben usando una pipetta di P200 monocanale. Aggiungere rapidamente 200 µ l di 1X PBS per ogni pozzetto usando una pipetta multicanale P200 per lavare il organoids.</li>
	<li>Rimuovere attentamente tutte le medie organoid ben usando una pipetta di P200 monocanale. Rapidamente e aggiungere 50 µ l di 1 X sola EBSS (finto infezione) o soluzione virus ZIKV di bene e di verificare che il organoid sia completamente sommersa. Ripetere per ogni organoid che è di essere infetti per lo studio.</li>
	<li>Mettete la piastra in un incubatore a 37 ° C per 2 h. 
	Nota: Incubando organoids mock-infettati per questa durata non dovrebbe avere un impatto significativamente loro crescita rispetto ai organoids indisturbato.</li>
	<li>Circa 30 min prima dell'incubazione virale è completato, aliquotare 25 mL di NI in una provetta conica da 50 mL e portare a 37 ° C in un bagno di acqua calda.</li>
	<li>Una volta completata l'esposizione virale, lavare il organoids con 200 µ l di 1X PBS per ciascun pozzetto, permettono organoids a stabilirsi per 15 s e poi togliere 1 X PBS utilizzando una pipetta monocanale P200.</li>
	<li>Aggiungere 200 µ l di NI fresco a ogni bene e inserire nuovamente l'incubatrice.
	<ol><li>Optional: per un giorno 0 tempo punto, organoids può essere imaged un'ora dopo l'infezione.</li>
	</ol></li> <li>Continua per cultura sostituendo 125 µ l NI alterni utilizzando il metodo di dispersione (Vedi punto 4). Assicurarsi di smaltire in modo corretto abbiamo trascorso media e suggerimenti, come questo contiene particelle infettive ZIKV.</li>
</ol>

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Gli autori dichiarano di non avere nessun concorrenti interessi finanziari.

Esistono diversi aspetti da considerare quando si utilizza organoids cerebrale umana per indagare l'infezione ZIKV. Un'importante considerazione è che la formazione organoid e struttura dipende fortemente dalla linea di cellule staminali da cui sono formate. Prendersi cura quando si confrontano tra linee cellulari, compreso isogenic lines ingegnerizzati; si consiglia di fare conclusioni utilizzando più subcloni e idealmente più linee di cellule staminali. Inoltre a causa di questa differenza nelle linee cellulari, esperimenti pilota per garantire che corretta differenziazione è in corso nella organoids è consigliabile. Mentre le strutture di neuroepithelial sono visibili mediante microscopia in campo chiaro, inoltre è suggerito per condurre esperimenti qRT-PCR o cryosectioning per cercare gli indicatori di differenziazione neurale come PAX6 o fosfo-vimentin.
Si dovrebbe anche prevedere considerevole variabilità tra organoids all'interno della stessa linea cellulare. A causa della natura non nanostrutturata del protocollo, il numero e le dimensioni delle strutture neuroepiteliali può variare tra organoids individuali. In genere, ci si può aspettare almeno due grandi (&gt; 200 µm di diametro da D24) neurale rosette a organoid. Per questo motivo, gli studi longitudinali, come l'osservazione del cambiamento nella dimensione organoid dopo l'infezione, sono particolarmente illuminanti. Variabilità tra lotti potrebbero verificarsi, con la causa più probabile per questo essendo conta cellulare imprecise o semina. È consigliabile condurre più conteggi e per assicurarsi che la sospensione cellulare è ben miscelata prima della semina sulle piastre di fondo ULA U 96 pozzetti.
Quando la coltura organoids in fondo ULA U 96 pozzetti, intenzione vedendo evaporazione considerevoli effetti intorno ai bordi delle piastre. È ideale per riempire questi pozzetti con PBS e funzionano solo con il centro 60 wells. Dovuto all'evaporazione, organoids nei pozzetti esterni saranno esposti a condizioni diverse rispetto a quelle del centro, che probabilmente interesserà la loro crescita e la differenziazione. Si prega di considerare questo quando si pianifica il numero di organoids che saranno necessarie per gli esperimenti. Inoltre, organoids inizierà a soppiantare il formato 96 pozzetti dopo circa 30 giorni, che sarà visibile a causa lo sbiadimento del terreno di coltura. Se l'intenzione di prendere il organoids negli ultimi 30 giorni, si consiglia di trasferire la organoids per una piastra a 24 pozzetti ULA. Per effettuare il trasferimento, usare le forbici per tagliare un suggerimento P1000, in modo che l'apertura è molto più grande il organoids se stessi e trasferire la organoids pipettando.
Organoids cerebrale umana tenere grandi potenzialità nel promuovere la comprensione del campo del neurosviluppo e malattia. I ricercatori sono incoraggiati a modificare il protocollo come necessario. Ad esempio, uno potrebbe implementare fattori di campitura per migliorare l'efficienza di differenziazione verso tipi cellulari specifici, permettendo loro di esplorare l'impatto virale su alcune regioni anatomiche. Gli effetti sullo sviluppo neurologico del ZIKV sono ancora poco conosciuti, ma questo nuovo approccio darà ai ricercatori un modo accessibile, rapido e ad alta produttività di indagare i meccanismi dell'infezione.

Il virus Zika (ZIKV) si è diffuso rapidamente in Micronesia, Polinesia Francese e nelle Americhe, e recentemente ha dimostrato di attraversare la barriera placentare1,2 per infettare il cervello fetale in via di sviluppo, portando a malattie dello sviluppo neurologico come la microcefalia3,4,5,6 . L'impatto a lungo termine sulla vita di questi pazienti e l'attuale mancanza di trattamento hanno portato ricercatori e medici a cercare una migliore comprensione dei meccanismi alla base dell'infezione e della replicazione di ZIKV. Studi precedenti hanno esaminato l'infezione da ZIKV di sistemi in vitro in una varietà di tipi cellulari fisiologicamente rilevanti7,8,9, così come in vivo10 con topi immunocompetenti e immunocompromessi11,12,13 e primati non umani14,15,16. Oltre a queste tecniche più convenzionali, diversi gruppi hanno implementato organoidi cerebrali derivati da cellule staminali per comprendere meglio l'infezione da ZIKV del cervello umano in via di sviluppo. Questi gruppi hanno utilizzato organoidi cerebrali umani per confermare il fenotipo della microcefalia17,18, indagare sui recettori legati all'ingresso del virus19, esaminare le risposte fisiologiche all'infezione20,21 e potenzialmente eseguire lo screening dei farmaci candidati22. Qui viene descritta una tecnica per produrre e infettare rapidamente organoidi cerebrali derivati da cellule staminali, come mostrato in precedenza19, per migliorare la comprensione dell'infezione da ZIKV del cervello umano in via di sviluppo.
Poiché gli organoidi sono formati da colture standard di cellule staminali pluripotenti (PSC), questa tecnica consente di rispondere a una varietà di domande scientifiche riguardanti l'infezione virale del cervello in via di sviluppo. Ad esempio, l'ingegneria CRISPR può essere utilizzata per modificare queste linee di PSC prima dell'infezione da organoidi a un ritmo più veloce rispetto alla maggior parte degli studi genetici in vivo19. Inoltre, a differenza delle colture standard di differenziazione bidimensionale (2D), gli organoidi mostrano la complessa architettura cellulare che è fondamentale per la corticogenesi e studi recenti hanno dimostrato che questa architettura può essere interrotta in caso di infezione21. Infine, il costo relativamente basso della generazione di organoidi consente una maggiore produttività di sperimentazione e screening rispetto ai modelli in vivo. D'altra parte, ci sono alcuni svantaggi nell'utilizzo di organoidi per studiare ZIKV. Sebbene gli organoidi siano biologicamente molto più rilevanti delle colture 2D, ci sono ulteriori sfide nella valutazione degli organoidi a causa della loro natura tridimensionale (3D). L'imaging e la dissociazione degli organoidi tendono a richiedere più attrezzature e un maggiore investimento di risorse rispetto alle colture 2D standard. Inoltre, gli organoidi mancano della vascolarizzazione e dei componenti immunologici presenti nei modelli in vivo, quindi si consiglia ai ricercatori interessati a questi aspetti dell'infezione virale di cercare un protocollo alternativo.
Ci sono un certo numero di tecniche per la formazione di organoidi umani e neurosfere in coltura, e in genere rientrano nelle categorie patterned o unpatterned. I metodi patterned implementano fattori per regolare Wnt, BMP, TGFβ e altre vie di segnalazione per spingere la differenziazione verso lignaggi specifici23. I metodi non modellati, come quello qui descritto, sfruttano la propensione delle cellule staminali pluripotenti indotte (iPSC) e delle cellule staminali embrionali umane (hESC) a differenziarsi verso un lignaggio neuroectodermico per impostazione predefinita24. Dopo circa tre settimane di differenziazione, gli organoidi risultanti sono costituiti da grandi strutture neuroepiteliali biomimetiche che contengono diversi tipi di cellule che si osservano nel cervello in via di sviluppo precoce.
La tecnica per produrre organoidi da colture PSC standard senza feeder, e infettare questi organoidi con ZIKV è presentata per intero. Per indicazioni sui metodi di coltura necessari per le PSC senza alimentatore, fare riferimento alle precedenti pubblicazioni sui metodi25,26. Inoltre, al fine di applicare quantità costanti di virus per più esperimenti, è importante calcolare in anticipo il MOI. Questo viene fatto conducendo un'infezione delle cellule Vero, seguita da un trattamento con terreno di copertura, incubazione e immunocolorazione. Le descrizioni e i metodi di questa tecnica sono stati precedentemente descritti19,27.
Una volta che la coltura di PSC raggiunge la confluenza target del 50%-70%, le cellule vengono dissociate e aggregate in piastre a 96 pozzetti a bassissimo attacco. Le cellule vengono mantenute per 3 giorni in terreni di mantenimento con cellule staminali prive di xeno (SCMM) e quindi convertite in un terreno di induzione neurale per il resto della coltura. Una volta che gli organoidi si sono differenziati per 3 settimane, l'infezione può essere condotta. Scattando regolarmente immagini durante la settimana successiva all'infezione, i ricercatori osserveranno la progressiva morte cellulare e l'interruzione dell'organoide. I ricercatori possono anche dissociare gli organoidi in questo momento per condurre la profilazione trascrizionale o proteomica. Per l'imaging si raccomandano metodi di criosezione e lightsheet e i ricercatori possono aspettarsi di vedere alti livelli di infezione e replicazione virale, in particolare all'interno delle popolazioni di cellule progenitrici neurali (NPC) negli organoidi. In definitiva, questa tecnica consente ai ricercatori di esaminare rapidamente i meccanismi dell'infezione virale del cervello umano con un basso costo e attrezzature limitate.

<table><tbody><tr><td>Reagente di distacco senza enzimi, ReLeSR</td><td>StemCell Technologies</td><td>5873</td><td></td></tr><tr><td>Dimetil solfossido (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650-100ML</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12 (1X)</td><td>Gibco</td><td>10565-018</td><td>(+)2.438 g/L di bicarbonato di sodio, (+)Integratore di piruvato di sodio</td></tr><tr><td>N-2 (100X)</td><td>Gibco</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>MEM Aminoacidi non essenziali (MEM-NEAA)</td><td>Gibco</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>Earle's Balanced Salt Solution (EBSS)</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>SH30029.02</td><td></td></tr><tr><td>Stericup Filter (500mL)</td><td>Millipore</td><td>220009-140</td><td></td></tr><tr><td>Costar Ultra-Low Attachment Plate, 96 pozzetti, fondo rotondo</td><td>Corning</td><td>7007</td><td></td></tr><tr><td>Low Residual Volume Reagent Reservoir (25mL)</td><td>Integra</td><td>4312</td><td></td></tr><tr><td>Pipet-Lite Multi Pipette L12-200XLS+</td><td>Rainin</td><td>17013810</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuga grande, compatibile con piastra di coltura</td><td>Thermo Scientific</td><td>75007210</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuga per centrifuga a piastra di coltura Thermo</td><td>Scientific</td><td>75005706</td><td></td></tr><tr><td>Vero Cells</td><td>ATCC</td><td>CCL-81</td><td>Per l'espansione del virus, se necessario</td></tr><tr><td>il virus Zika ( Uganda ceppo)</td><td>ATCC</td><td>VR-1838</td><td>Altri ceppi possono essere utilizzati</td></tr><tr><td>Zika virus (Puerto Rico ceppo)</td><td>ATCC</td><td>VR-1843</td><td>Altri ceppi possono essere utilizzati</td></tr><tr><td>fosfo-vimentina</td><td>MBL</td><td>D076-3</td><td>policlonale di topo,&nbsp; 1:250 diluizione</td></tr><tr><td>TBR2</td><td>Abcam</td><td>ab23345</td><td>coniglio policlonale, diluizione 1:300</td></tr><tr><td>MAP2</td><td>Novus</td><td>NB300-213</td><td>pollo policlonale, diluizione 1:1500</td></tr><tr><td>GFAP</td><td>Cell Signaling Technologies</td><td>CST12389S</td><td>coniglio policlonale, diluizione 1:200</td></tr><tr><td>Proteina dell'involucro del flavivirus D1-4G2</td><td>EMD Millipore</td><td>MAB10216</td><td>monoclonale di topo, diluizione 1:500</td></tr><tr><td>caspasi-3</td><td>Cell Signaling Technologies</td><td>9661</td><td>policlonale di coniglio, diluizione 1:200</td></tr><tr><td>488 anti-topo</td><td>IgG Thermo Fisher</td><td>A-11001</td><td>capra policlonale, 1:1000</td></tr><tr><td>594 anti-coniglio IgG</td><td>Thermo Fisher</td><td>A-11037</td><td>capra policlonale, 1:1000 diluizione</td></tr><tr><td>647 anti-pollo IgY</td><td>Thermo Fisher</td><td>A-21449</td><td>capra policlonale, 1:1000 diluizione</td></tr></tbody></table>

modellazione di infezione del virus di zika dello sviluppo del cervello umano in vitro utilizzando cellule staminali derivate organoids cerebrale

Modelling Zika Virus Infection of the Developing Human Brain In Vitro Using Stem Cell Derived Cerebral Organoids

Il recente emergere di Zika virus (ZIKV) in popolazioni suscettibili ha portato ad un aumento brusco della microcefalia e altre condizioni di neurodevelopmental nei neonati. Mentre le zanzare sono la principale via di trasmissione virale, ha anche dimostrato a diffondere attraverso il contatto sessuale e trasmissione verticale madre-di-feto. In quest'ultimo caso della trasmissione, a causa del tropismo virale unico di ZIKV, il virus si crede principalmente bersaglio le cellule progenitrici neurali (NPC) di sviluppo del cervello.
Qui un metodo per la modellazione di infezione ZIKV e la conseguente microcefalia, che si verificano quando organoids cerebrale umana sono esposti per vivere ZIKV è descritto. Il organoids visualizzare livelli elevati del virus all'interno della loro popolazione di cellule progenitrici neurali e severa delle cellule morte e microcefalia per mostre nel corso del tempo. Questo modello tridimensionale organoid cerebrale permette ai ricercatori di condurre esperimenti di specie-abbinati per osservare e potenzialmente intervenire con l'infezione di ZIKV di sviluppo del cervello umano. Il modello fornisce maggiore rilevanza rispetto ai metodi standard bidimensionali e contiene umani specifici architettura cellulare e l'espressione della proteina che non sono possibili nei modelli animali.

Durante la giornata di formazione organoid, SC culture dovrebbero essere in fase di crescita del log, in cui sono 50% - 70% confluenti, come mostrato in Figura 1(A-C). Culture dovrebbero formare colonie arrotondati con bordi distinti, e i pozzi dovrebbero essere chiari di differenziazione Figura 1(D-E). Se si verifica la differenziazione, si consiglia di effettuare un prelievo da rimuovere per pulire le zone colpite all'interno delle piastre con almeno un giorno prima per la creazione di organoids. Se una grande parte della cultura è differenziata, può essere necessario condurre un passaggio supplementare, scongelare un nuovo flacone o alter tecniche di coltura di cellule staminali per garantire che il organoids si formano da culture puro delle cellule staminali.
La dissociazione di una combinazione di enzimi ed enzimatiche distacco reagenti trattamento dovrebbe condurre per lo più unicellulari, anche se ci possono essere ancora piccoli aggregati di cellule osservate durante il conteggio. La presenza di piccoli aggregati non sembra disturbare organoid formazione, anche se possono avere precisione di conteggio. È consigliabile che più conteggi sono fatti per campione, e se i conteggi variano di oltre il 20%, può essere necessario aumentare il tempo di dissociazione di singolari celle ulteriormente.
Una volta che le cellule sono seminate e filate giù in un piatto fondo ULA U 96 pozzetti (Figura 2A), verranno visualizzati come un foglio piatto, denso di cellule sul fondo di ciascun pozzetto. Le cellule si aggregherà lentamente durante i prossimi due giorni. È meglio per non disturbare la piastra durante queste 48 ore, come le forze meccaniche possono interrompere l'aggregato vagamente-formata. Per i primi 10 giorni, il organoid rimarrà per lo più sferica e crescerà da ~ 300 µm a 600-800 µm (Figura 2B). Altre strutture osservabili cominciano ad apparire in organoid tra 10 e 20 giorno (Figura 2C-E). Dal giorno 24, i ricercatori dovrebbero poter osservare rosetta-come le strutture tramite microscopia a campo chiaro (Figura 2F). Continuando la cultura, queste strutture neuroepiteliali possono aumentare in quantità e dimensioni sopra parecchi giorni (Figura 2G). Durante il feed, il ricercatore noterà una considerevole quantità di detriti raccolta sul fondo di ciascun pozzetto, specialmente durante le prime 2 settimane di cultura. La tecnica di dispersione descritta nel passaggio 2.2 rimuove la maggior parte di questo detriti cellulari per impedire che i detriti apoptotici accumulando oltre alimentazioni multiple (Figura 3A). Questo detriti possono interferire con la formazione immagine può rendere più difficili da osservare e quantificare la morte cellulare indotta da infezione e può fornire segnalazione asimmetrica per la vicina organoid che potrebbero influenzare la differenziazione. Se la tecnica di dispersione avviene correttamente, questo dovrebbe essere ridotto (Figura 3B-C, 3D-E).
Si raccomanda di condurre cryosections o lightsheet imaging per ispezionare la struttura corticale formando all'interno il organoids. Nel giorno 25 organoids, le strutture di Rosetta e zone ventricolari sono chiaramente visibili in DAPI (Figura 4A) e la macchiatura di fosfo-vimentin (Figura 4B). La presenza di TBR2 (Figura 4C) indica che si stanno formando progenitori intermedi, con una morfologia che suggerisce la migrazione verso l'esterno. MAP2 + (Figura 4D) neuroni popolano regioni esterne di ogni Rosetta. Da queste proteine, si può visualizzare la zona ventricolare (VZ), zona subventricolare (SVZ), zona intermedia (IZ) e placca corticale (CP) all'interno di ogni Rosetta (Figura 4E, 4E'). Si può continuare a coltivare questi organoids al fine di osservare le fasi successive di sviluppo. Mentre non è più prominente in questo tipo di organoid stratificazione corticale, il naturale passaggio al gliogenesis verificarsi molto come avviene in vivo. Questo può essere osservato in organoids giorno 108, in cui una gran parte delle cellule esprimono sia MAP2 o GFAP (Figura 4F-io).
Gli utenti possono aspettarsi di vedere differenze nella dimensione del organoid da circa 3 giorni dopo l'infezione di ZIKV, a seconda il MOI virale applicato a organoids (Figura 5A-B). Dopo questi 3 giorni, ci sarà anche un aumento in detriti cellulari nei pozzi infetti rispetto ai pozzi fittizi. Questa differenza di dimensioni organoid aumenterà nel corso della settimana seguente, fino a quando il organoids infetti cominciano a rompersi apart (Figura 5C-D). Una varietà di analisi può essere utilizzata a questo punto per studiare i meccanismi di infezione, tra cui l'estrazione del RNA virale e cryosectioning (consigliato anticorpi riportati nella tabella materiali). Su cryosectioning, gli utenti potranno osservare una grande presenza di virus nella regione apicale delle strutture neuroepiteliali, suggerendo una sensibilità delle cellule progenitrici neurali (NPC) all'infezione ZIKV (Figura 6). Immunofluorescenza di organoids sezionato mostrerà anche un aumento nell'espressione di caspase-3 fenduto nella organoids infetti (Figura 7).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56404/56404fig1.jpg"> 
Figura 1 : Morfologia di Colonia di cellule staminali prima formazione organoid. Colonie dovrebbero essere confluenti di 50-70% al momento della dissociazione di produrre un gran numero di organoids coerente. (A) Sparse, recentemente seminato culture non hanno ancora raggiunto crescita del log di fase e non produrrà molti organoids. (B) una volta che le cellule raggiungono la confluenza corretta, sono pronti per la dissociazione. Inoltre è importante che queste colonie sono ispezionate per garantire che essi sono chiare di differenziazione. (C) colonie che sono preso troppo lontano raggiungeranno sovra-confluenza e non sono raccomandati per formazione organoid. Culture in questo stato sono più probabile che contengono cellule di differenziazione. (D) Colonia bordi devono essere distinti, con morfologia coerente delle cellule delle cellule arrotondate al centro e leggermente allungata cellule verso i bordi. (E) differenziazione minima dovrebbe essere presente nelle culture. Se le celle più grandi, appiattite sono state osservate nei centri o i bordi delle colonie (frecce bianche) e compongono più di circa l'1% della cultura, è consigliabile che pick da rimuovere o ulteriori passaggi sono condotte per formare una popolazione uniforme di cellule staminali.<a href="//ecsourc%20href="></a>e.Jove.com/files/ftp_upload/56404/56404fig1large.jpg"target = blank" &gt; Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56404/56404fig2.jpg"> 
Figura 2 : Crescita organoid cerebrale nel corso del tempo. 
(A) un diagramma per la produzione di organoids cerebrale da 2D PSC mantenute in medium xeno, alimentatore-free. (B) per i primi 8 giorni, organoids rimarrà per lo più sferica con poche caratteristiche rilevabili. Il diametro della organoid va da circa 300 µm a 500 µm. (C-E) al giorno 10, regioni più chiare inizierà a essere rilevabile intorno alla periferia della organoids e perderanno la loro forma sferica. Essi continueranno ad aumentare di dimensioni di circa 1 mm di diametro, in funzione soprattutto della linea cellulare viene utilizzata per produrre il organoids. (F) dopo circa 20 giorni di differenziazione, utenti potranno osservare la formazione di strutture neuroepiteliali (frecce nere) nelle regioni periferiche chiara della maggior parte dei organoids. Questi hanno una morfologia a forma di anello, con strutture apicali e basali che imitano quelli della corteccia in via di sviluppo. (G) queste strutture neuroepiteliali continuerà a crescere e aumentare di dimensioni per circa 20-30 giorni. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56404/56404fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56404/56404fig3.jpg"> 
Figura 3 : Feed di schiarimento di detriti cellulari tramite dispersione tecnica. Durante la crescita organoid, una grande quantità di morte delle cellule è da aspettarselo e può portare ad accumulo di detriti cellulari che circondano la base della organoid. (A) la tecnica di dispersione raffigurato permette ai ricercatori di rimuovere la maggior parte di questi detriti durante ogni feed. Per fare questo, usando una pipetta multicanale P200, lentamente, redigere il mezzo usato ed espellerla rapidamente per sollevare il organoid e detriti cellulari in sospensione. Il organoid scenderà rapidamente sul fondo del pozzo, momento in cui può essere condotta un regolare feed. Esempi di un giorno 6 organoid prima (B) e dopo (C) dispersione alimentazione Mostra riduzione considerevole detriti. Questo continua per diverse settimane, come mostrato da un organoid 18 del giorno prima (D) e dopo (E) dispersione di alimentazione. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56404/56404fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56404/56404fig4.jpg"> 
Figura 4 : Caratterizzazione dei organoids cerebrale tramite immunohistochemistry. Lightsheet immagini di organoids cerebrale sono indicate per fornire un esempio di architettura cellulare che si forma. Al giorno 25, DAPI (A) e fosforo-Vimentin (B) indicare rosette e le zone ventricolare, rispettivamente. (C) TBR2 etichette progenitori intermedi che stanno migrando verso l'esterno e MAP2 (D) etichette di neuroni che si sono formate nel piatto corticale. (E, E') La combinazione di queste proteine mostra chiaramente la ricapitolazione dello sviluppo corticale nei modelli organoid cerebrale. (F-I) Di giorno 108, gliogenesis si è verificato, con una miscela di GFAP + e cellule MAP2 + popolamento gran parte la organoid. VZ = zona ventricolare, SVZ = zona subventricular, IZ = zona intermedia, CP = piatto corticale. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56404/56404fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56404/56404fig5.jpg"> 
Figura 5 : Degradazione dei organoids infetti. 
Immagini di campo luminoso (A) di Mock e ZIKV-infettati organoids cerebrale a MOI = 0,1 e 10. Immagini sono state scattate subito dopo l'infezione (giorno 0), così come 3 e 6 giorni dopo l'infezione. (B-C) Immagini di campo chiaro dei detriti cellulari che circondano mock (B) e (C) ZIKV-infettati in MOI = 10 organoids cerebrale 3 giorni post-infezione. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56404/56404fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56404/56404fig6.jpg"> 
Figura 6 : Donatrici e immunofluorescenza di infetti organoids. Giorno 24 organoids sono stati esposti a ZIKV a MOI = 0,1 e cryosectioned dopo 6 giorni. In questa fase, c'è una chiara presenza di virus nelle zone ventricolare, subventricular e intermedi di organoid, dove risiedono le cellule progenitrici neurali e glia radiale. (A) Via macchiatura nucleare, queste regioni neuroepithelial sono chiaramente visibili dovuti (frecce bianche) per l'alta densità dei nuclei che formano l'anello-come le strutture intorno alla superficie apicale. (B) macchiando per la busta virale, si può osservare una relativamente alta presenza di virus all'interno di queste strutture di Rosetta (frecce bianche). Nota che c'è una piccola quantità di virus presente in varie cellule periferiche non identificate. (C-D) MAP2 o altro neurone-specific macchie mostrano che ci sono neuroni presenti nelle culture che sembrano non essere infettato dal virus quando sovrapposte con la macchia virale. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56404/56404fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56404/56404fig7.jpg"> 
Figura 7 : Spaccati caspase-3 immunofluorescenza di infetti organoid. Dopo l'infezione, si possono usare indicatori apoptotici per studiare i meccanismi della morte delle cellule che si verificano all'interno del organoids. In questo esempio, il giorno 24 organoids sono stati esposti a ZIKV a MOI = 0,1 e cryosectioned dopo 6 giorni. (A) non infetti organoids non mostrare nessuna busta virale (2 di 4 proteine) e una quantità minima di caspase-3 fenduto a causa apoptosi omeostatico che si verificano nel tessuto. (B) Infected rosette iniziano a mostrare i livelli aumentati di apoptosi. (C) rosette che mostrano infezione severa via 4 2 colorazione anche tendono a mostrare livelli elevati di caspase-3 fenduto in queste regioni. C'è una correlazione diretta tra la gravità della infezione e fenduto caspase-3 espressione all'interno delle rosette infetti. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56404/56404fig7large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Questo protocollo descrive una tecnica usata per modellare l'infezione del virus di Zika di sviluppo del cervello umano. Utilizzando wildtype o linee di cellule staminali ingegnerizzati, i ricercatori possono utilizzare questa tecnica per scoprire i vari meccanismi o trattamenti che possono influenzare l'infezione iniziale del cervello e conseguente microcefalia in embrioni di Zika infettati da virus.

Modellazione di infezione del Virus di Zika dello sviluppo del cervello umano In Vitro utilizzando cellule staminali derivate Organoids cerebrale

The recent emergence of Zika virus (ZIKV) in susceptible populations has led to an abrupt increase in microcephaly and other neurodevelopmental conditions ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di modellare l'infezione da virus Zika nel cervello umano in via di sviluppo utilizzando organoidi cerebrali derivati da cellule staminali. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo della biologia, come ad esempio quali cellule sono in grado di essere infettate e quali proteine sono coinvolte nel percorso di infezione. I principali vantaggi di questa tecnica sono che imita le prime infezioni umane, può essere utilizzata in saggi ad alto rendimento e può essere combinata con tecniche di genetica focalizzata come CRISPR.Questo metodo può fornire informazioni sul meccanismo dell'infezione da virus Zika. Può anche essere applicato ad altri sistemi come gli screening dei farmaci e la pseudotipizzazione dei virus. Utilizzando metodi regolari di manutenzione delle cellule staminali, portare le colture a una confluenza compresa tra il 50% e il 70%.Ispeziona le colture utilizzando la microscopia a campo chiaro con un ingrandimento da 10 a 20x e assicurati che la colonia abbia una morfologia sana senza differenziazioni rilevabili. Portare il terreno di mantenimento delle cellule staminali prive di xeno a 37 gradi Celsius in un bagno di acqua calda e scongelare due millilitri di reagente per il distacco enzimatico e una fiala da 50 microlitri dell'inibitore della roccia madre a temperatura ambiente. Successivamente, preparare una piastra a 96 pozzetti con fondo a U con attacco ultra basso, una pipetta p200 multicanale e un serbatoio di reagenti da 25 millilitri.Quindi, aliquotare 45 millilitri di terreno in un tubo conico da 50 millilitri. Aggiungere 45 microlitri di acido inibitore e mescolare accuratamente l'inibitore triteando la miscela, seguita da due a quattro nelle versioni. Aspirare sotto vuoto due pozzetti di una piastra a sei pozzetti contenente cellule staminali e aggiungere rapidamente un millilitro di reagente di distacco privo di enzimi a ciascun pozzetto, quindi incubare la piastra a 37 gradi Celsius per quattro minuti.Successivamente, aspirare sotto vuoto i pozzetti trattati e aggiungere un millilitro di reagente di distacco enzimatico a ciascun pozzetto. Dopo un'incubazione di cinque minuti a 37 gradi Celsius, rimuovere la piastra dall'incubatrice. Picchiettare delicatamente sulla piastra per rompere eventuali cellule aggregate.Quindi, ispeziona le cellule al microscopio. Se sono ancora visibili grandi ammassi di cellule, incubare la piastra per altri due minuti a 37 gradi Celsius. Ripetere il passaggio fino a quando i grappoli non sono più visibili ad occhio nudo.Una volta che le cellule sono correttamente dissociate, aggiungere un millilitro di terreno di mantenimento delle cellule staminali prive di xeno a ciascun pozzetto, per disattivare gli enzimi di dissociazione. Tirare la sospensione cellulare in un tubo conico da 50 millilitri e prelevare una piccola aliquota per il conteggio delle cellule. Durante la centrifugazione, contare le cellule e determinare il volume di risospensione necessario per ottenere 60.000 cellule per millilitro di sospensione.Rimuovere con cautela il surnatante e risospendere le cellule a 60.000 cellule per millilitro in un terreno contenente l'inibitore della roccia. Utilizzando una pipetta da cinque millilitri, mescolare delicatamente le cellule da cinque a 10 volte per garantire una sospensione cellulare uniforme. Aggiungere immediatamente la sospensione cellulare nel serbatoio del reagente e utilizzare una pipetta p200 multicanale per trasferire 150 microlitri in ciascun pozzetto di una piastra da 96 pozzetti con attacco ultra basso.Quindi, centrifugare la piastra a 150 x G per un minuto e quindi posizionare la piastra in un'incubatrice a 37 gradi Celsius. Non disturbare la piastra per 48 ore. A partire dal secondo giorno, preparare 17 millilitri di terreno contenente 17 microlitri di inibitore della roccia madre in una provetta conica da 50 millilitri.Scaldare il composto a 37 gradi Celsius a bagnomaria. Prelevare la piastra dell'organoide dall'incubatore e, utilizzando una pipetta multicanale p200, aspirare lentamente 75 microlitri di terreno dai bordi dei pozzetti della prima fila. Quindi, espellerlo rapidamente nel pozzetto per sollevare le cellule sciolte e gli organoidi.Ripetere questo processo di dispersione per ogni riga. Attendere 15 secondi per assicurarsi che gli organoidi siano affondati sul fondo di ciascun pozzetto, quindi aspirare lentamente e con attenzione 75 microlitri di terreno da ciascun pozzetto utilizzando la pipetta multicanale p200 ed erogarlo in un serbatoio di scarico. Successivamente, trasferire il terreno contenente l'inibitore della roccia in un serbatoio di reagenti, erogare 150 microlitri di terreno in ciascun pozzetto dell'organoide e quindi incubare le cellule a 37 gradi Celsius.Scaldare 17 millilitri di terreno di coltura fresco a 37 gradi Celsius, questa volta senza alcun inibitore di roccia. Utilizzando una pipetta multicanale p200 impostata su 100 microlitri, ripetere il processo di dispersione precedentemente mostrato e attendere 15 secondi per assicurarsi che gli organoidi siano affondati sul fondo dei loro pozzetti. Quindi, aspirare con cura 125 microlitri di terreno da ciascun pozzetto e sostituirli con 150 microlitri di terreno riscaldato.Posizionare la piastra nell'incubatrice a 37 gradi Celsius. Preparare il terreno secondo la ricetta mostrata qui e poi filtrare sterile la soluzione miscelata in un filtro da 500 millilitri. Dal quarto giorno fino a quando le cellule sono state infettate, intorno al giorno 24, condurre una manutenzione regolare a giorni alterni utilizzando il mezzo di induzione neurale.Una volta filtrato, scaldare 17 millilitri del mezzo di induzione neurale a 37 gradi Celsius e conservare il resto a quattro gradi Celsius. Utilizzando una pipetta p200 multicanale, impostata a 100 microlitri, disperdere tutti i pozzetti della piastra dell'organoide precedentemente mostrato. Attendere 15 secondi per assicurarsi che gli organoidi siano affondati sul fondo dei loro pozzetti.Aspirare con cura 125 microlitri di terreno da ciascun pozzetto e sostituirlo con 125 microlitri di terreno di induzione neurale fresco. Ripeti questa impresa di induzione nerale a giorni alterni fino a quando gli organoidi sono pronti per l'infezione da virus Zika. Portare 1x soluzione salina bilanciata di earle, 1x PBS e mezzo di induzione neurale a 37 gradi Celsius in un bagno di acqua calda.Successivamente, diluire il virus Zika di una concentrazione nota nella soluzione di 1x earle alla molteplicità target di infezione, che è tipicamente compresa tra 0,1 e 10. Utilizzando una pipetta p200, rimuovere con cura tutto il terreno da ciascun pozzetto dell'organoide. Quindi, lavare rapidamente gli organoidi con 200 microlitri di 1x PBS riscaldato.Quando si rimuove il terreno da ciascun pozzetto, è fondamentale non toccare l'organoide o aspirarlo nella pipetta. Ciò può causare danni irreparabili all'organoide. Se ciò dovesse accadere, è meglio scartare l'organoide.Quindi, rimuovere con cura tutto il liquido rimanente da ciascun pozzetto dell'organoide utilizzando una pipetta p200 a canale singolo. Quindi, aggiungi rapidamente 50 microlitri di soluzione di 1x earle per un'infezione simulata o di una soluzione per il virus Zika a ciascun pozzetto. Assicurarsi che ogni organoide sia completamente immerso al termine, riposizionare la piastra in un incubatore a 37 gradi Celsius per due ore.Dopo che l'esposizione virale è stata completata, lavare ogni pozzetto degli organoidi con 200 microlitri di PBS. Lasciare riposare gli organoidi per 15 secondi, quindi rimuovere il PBS utilizzando una pipetta p200 a canale singolo. Infine, aggiungere 200 microlitri di terreno di induzione neurale fresco a ciascun pozzetto e riposizionare la piastra nell'incubatrice.La colorazione con DAPI, fosfo-vimentina, TBR2 e MAP2 può essere combinata per mostrare le strutture corticali che si formano all'interno degli organoidi. Queste strutture includono la zona ventricolare, la zona sub-ventricolare, la zona intermedia e la placca corticale all'interno di ciascuna rosetta. La coltura degli organoidi fino al giorno 108, permette di osservare le fasi successive dello sviluppo.Sebbene la stratificazione corticale non sia così prominente in questo tipo di organoide, il passaggio naturale alla gliogenesi avviene in modo molto simile a quello in vivo. Tre giorni dopo l'infezione da virus Zika, diventa visibile una differenza nelle dimensioni dell'organoide. L'entità di questa differenza dipende dalla molteplicità virale dell'infezione che viene applicata agli organoidi.Questa differenza nelle dimensioni degli organoidi aumenterà nel corso della settimana successiva fino a quando gli organoidi infetti inizieranno a rompersi. Dopo tre giorni, ci sarà anche un aumento dei detriti cellulari nei pozzetti infetti rispetto ai pozzetti finti. Durante il tentativo di questa procedura, è importante seguire pratiche di laboratorio sicure poiché vengono utilizzati materiali infettivi vitali.Seguendo questa procedura, possono essere eseguiti altri metodi come l'immunoistochimica o l'RNAC per rispondere a ulteriori domande sulla biologia coinvolta nell'infezione da virus Zika dello sviluppo neurale.

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Modellazione di infezione del Virus di Zika dello sviluppo del cervello umano In Vitro utilizzando cellule staminali derivate Organoids cerebrale (Video) | JoVE Journal

Modellazione di infezione del Virus di Zika dello sviluppo del cervello umano In Vitro utilizzando cellule staminali derivate Organoids cerebrale

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