Introduction
La dégénérescence maculaire (AMD) liée à l'âge est l'un des principales causes de cécité chez les personnes âgées de plus de 50 1-3. AMD peut être classée en deux formes: atrophique ("sec") et AMD néovasculaire («humide») AMD. Le premier est caractérisé par une atrophie géographique de l'épithélium pigmentaire rétinien (EPR), choriocapillaire et photorécepteurs, tandis que le second est caractérisé par l'invasion de vaisseaux anormaux de la choroïde dans les couches rétiniennes externes provoquer une fuite, une hémorragie, et la fibrose, et, finalement, conduisant à la cécité 1,2. Parmi les deux formes, la DMLA néovasculaire représente la majorité de la perte de vision 1. Heureusement, cette forme a de nombreuses options de gestion pharmacologiques efficaces, tandis que son homologue atrophique a actuellement pas prouvé traitements médicaux 3. En outre, parce que la forme néovasculaire a été facilement ré-capitulé dans un modèle animal, il a été plus largement accessible à A baseRecherche MD explorer les mécanismes pathologiques sous-jacents afin de développer de nouvelles thérapies 4.
Le premier modèle animal expérimental de la néovascularisation choroïdienne (NVC) est développé par Ryan et al. dans des primates non humains 5. Ce modèle de rupture induite par la membrane de Bruch par photocoagulation au laser, ce qui a provoqué une réponse inflammatoire locale résultant dans l'angiogenèse similaire à celui observé dans la DMLA néovasculaire. La progression histopathologique de l'angiogenèse post-induction laser a été trouvé pour imiter la DMLA néovasculaire, qui a confirmé la validité du modèle 6. Les primates non humains offrir l'anatomie la plus proche de l'homme, mais, malheureusement, sont coûteux à entretenir, ne peut pas être facilement manipulées génétiquement, et avoir un cours de temps lente progression de la maladie 7. Par contraste, des modèles de rongeurs sont beaucoup plus rentable de maintenir, peuvent être manipulées génétiquement avec une relative facilité, et ont une beaucoup plus rapide course de progression de la maladie (les expériences peuvent être effectuées sur une échelle de temps de semaine contre mois). Ces expériences ne doivent être effectués chez les rongeurs pigmentées car il est très difficile de visualiser chez les animaux albinos.
Le modèle CNV souris induit par laser, d'abord développé par le groupe Campochiaro dans la fin des années 90 à 10, a grandi pour devenir le modèle animal dominant dans la majorité des études récentes 11-16. En raison de la pathogénie complexe et encore peu claire de CNV, le modèle laser a été appliquée dans tous les aspects de la recherche DMLA humide allant de l'étude des mécanismes moléculaires de conduite angiogenèse à l'évaluation de nouvelles modalités thérapeutiques à usage humain avenir. Par exemple, Sakurai et al. et Espinosa-Heidmann et al. utilisé le modèle de laser pour étudier l'effet des macrophages sur le développement de la CNV en utilisant des souris transgéniques et des traitements pharmacologiques d'appauvrissement 15, 16. Giani et al. et Hoerster et al. utilisé la tomographie par cohérence optique (OCT) à l'image de la CNV dans un effort pour caractériser la progression de la CNV et comparer les résultats histopathologiques aux résultats observés sur imagerie OCT 12,17 induite par laser. Enfin, des études impliquant l'injection intravitréenne d'agents anti-angiogéniques ont été utilisés comme pré-requis pour les essais sur l'homme et ont été vital dans le développement de la première génération d'agents anti-VEGF utilisés dans la gestion de la DMLA néovasculaire aujourd'hui 10,18,19.
Des modèles alternatifs pour expérimentale CNV utilisent des méthodes chirurgicales pour induire CNV. Cette procédure consiste à injecter les substances pro-angiogéniques (par exemple des vecteurs viraux recombinants surexprimant VEGF, injection sous-rétinien de cellules RPE et / ou des billes de polystyrène) pour imiter l'expression accrue de VEGF vu dans la DMLA néovasculaire, dans le but de provoquer l'angiogenèse 8,20. Cependant, cette méthode donne une fréquence considérablement plus faible de la néovascularisation; ces études ont montré que dans CNVSouris C57 / BL6 se produit dans 31% des injections contre la ~ taux de réussite de 70% vu dans la méthode de la photocoagulation au laser dans la même souche de souris 8,14. Pour ces raisons, et compte tenu des avantages de l'utilisation des rongeurs contre des primates non humains, le modèle de souris de CNV induite par laser est devenu le modèle animal de la norme pour la plupart CNV DMLA néovasculaire expériences d'étude 8.
L'œil de la souris est un tissu délicat minuscule de travailler avec. Manœuvre de l'œil de visualiser la rétine est difficile et nécessite beaucoup de pratique jusqu'à ce que la maîtrise est atteint. Cette tâche est compliquée par le fait qu'il doit être appris avec la main dominante et non dominante. En outre, après les mouvements fins nécessaires pour visualiser la rétine ont été tirées, la coordination entre les deux mains et la pédale de commande de fonctionnement du laser sont importants. Dans cet article, nous avons cherché à distiller les défis de l'apprentissage de toutes les manipulations physiques impliqués dans la CNV proc induite par laseredure dans un guide qui aiderait les opérateurs à atteindre un succès rapide avec ce modèle.
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Protocol
Tous les animaux sont traités en conformité avec le Guide de l'entretien et l'utilisation des animaux de laboratoire édition 2013, l'Association pour la recherche en vision et ophtalmologie (ARVO) Déclaration pour l'utilisation des animaux dans ophtalmique et Vision Research, et approuvée par l'animal institutionnel Entretien et utilisation Comité pour l'Université Northwestern.
Remarque: La procédure suivante peut être fait entièrement avec un seul opérateur; cependant, il est beaucoup plus efficacement réalisé avec deux opérateurs avec les tâches réparties en conséquence.
1. Préparez la station laser et pré-laser
- Positionner le laser et lampe à fente où il peut être facilement accessible. Allumez laser et réglé les paramètres pré-déterminée (par exemple 75 um taille de spot, une puissance de 100 mW, 100 msec).
ATTENTION: Assurez-opérateur porte tous les animaux et la sécurité laser équipement de protection individuelle et de sécurité laser pertinente signes sont affichés à l'extérieur de la salle d'opération.- Avant d'utiliser des animaux de laboratoire, trouver les paramètres idéaux en utilisant un étalonnage, souris non expérimentale. Paramètres laser dépendent du laser utilisé. Idéal paramètres sont définis par le réglage le plus bas de la puissance du laser qui provoque constamment la formation «bulle» lorsqu'il est correctement centré. Voir la vidéo par exemple de lésion avec la formation adéquate «bulle».
- Préparer la station de pré-laser de sorte que l'anesthésie, animal plus chaud, les mouchoirs en papier, et toutes les gouttes pour les yeux (Tropicamide, Tétracaïne, et des larmes artificielles) sont à portée de main à l'opérateur.
- Assurez-vous que l'animal est plus chaud pré-chauffé à corriger la température (37 ° C) avant l'injection anesthésique dans la première souris afin d'éviter l'hypothermie induite par l'anesthésie.
- Placez stade de la souris sur plus chaud de sorte qu'il peut retenir la chaleur et de rester au chaud une fois la procédure laser commence.
2. Souris anesthésie et de préparation au laser
- Avant injectioning anesthésie, inspecter l'œil macroscopiquement pour vous assurer qu'il n'a pas de malformations ou anomalies qui diminuent la clarté de la cornée (par exemple de la cataracte).
- Peser souris.
- Enregistrer le poids, le sexe, et le numéro d'identification de l'animal.
- Utilisation de poids, calculer le montant approprié d'anesthésie pour être utilisé sur la base des directives données par l'institution (par exemple, 100 mg / kg de chlorhydrate de kétamine, 10 mg / kg de xylazine OU tribromoéthanol 250 mg / kg; pour une souris de 20 g injecter 0,20 ml xylazine / kétamine cocktail ou 0,25 ml de tribromoéthanol). Une table des doses pré-calculé par le poids par incréments de 1 g afin de réduire les erreurs mathématiques.
- Scruff souris et injecter un anesthésique par voie intrapéritonéale basées sur des calculs à l'étape 2.4.
- Placez la souris sur l'animal chaud et attendre jusqu'à ce que la souris est complètement anesthésié en vérifiant le réflexe de la pédale par pincement de l'orteil (environ 3-5 min).
- Enrouler un tissu essuyez et protéger le secteur de la souris nasale pour empêcher aspiration de liquide roll-off. Passez la souris sur le côté et déposer une goutte (environ 30 pi) de chlorhydrate de tétracaïne dans chaque œil pour l'anesthésie topique. Attendre 2 min pour solution pour prendre effet.
- Répétez l'étape 2.7 avec une goutte de Tropicamide topique pour dilatation pupillaire. Vous pouvez également utiliser le chlorhydrate de phényléphrine (2,5%) pour la dilatation.
- Attendre 2 min de solutions prennent effet; garder animal chaud pendant ce temps.
- Après un temps approprié est écoulé, placer rapidement la souris sur la scène de la souris et de placer la scène sur le menton reste de la lampe à fente.
- Allumez la lampe à fente à la luminosité de la lumière le plus bas et vérifier le degré de dilatation de la pupille. Si l'élève est pas dilaté suffisamment (environ 2,5-3 mm), retourner la souris à l'animal chaud et attendre. Alternativement, administrer une autre goutte de Tropicamide. Une fois que l'œil est suffisamment dilaté, passez à l'intervention au laser.
3. Procédure Laser
Remarque: Veiller à l'autre pes personnes dans la salle porter des lunettes de protection lorsqu'ils sont loin de laser protégé lampe à fente oculaire
- Ajuster la position de la souris sur la souris-scène, alors qu'il est idéalement positionné pour la visualisation du nerf optique (voir 3.1.2).
- Orienter la souris sur son support de sorte qu'il se trouve à l'horizontale, perpendiculaire à la fente faisceau de la lampe, avec la tête d'un côté et de l'autre queue. Le placement de la souris Idéal fera optique visualisation du nerf beaucoup plus facile une fois lamelle est appliquée.
- Tourner légèrement la souris de sorte qu'il est à un angle de ~ 170 ° avec la tête plus près à l'opérateur de laser.
- Assurez-vous que la souris est aussi proche que possible de lampe à fente, mais toujours dans une position où il est stable et où la main de l'opérateur aura assez d'espace pour la manipulation très bien.
- Après la souris est idéalement placé, placer une goutte de solution de larmes artificielles sur une 25 mm x 25 mm lamelle de verre.
- Déposer une goutte de solution de larmes artificielles sur le opp de la sourisoeil Osite - cet œil assurera est hydratée et la formation aident à retarder de la cataracte.
- Tenez coin de lamelle entre le pouce et les doigts pointeur; position de sorte que le verre est coincé entre les deux bouts de doigts.
- Enveloppez doucement les trois autres doigts autour du corps de l'animal pour le soutien et la stabilisation de la main. Position main de sorte que la lamelle de verre peut être facilement placé sur l'oeil de la souris.
- Assurez-vous que le poignet est stabilisée sur une surface ferme afin de réduire les tremblements de la main.
- Une fois position stable est obtenue, appuyez avec une lamelle de verre (avec goutte de larme artificielle encore adhéré) sur l'œil de la souris.
- Assurez-vous que la lamelle est positionnée aussi perpendiculairement que possible pour le faisceau laser afin d'éviter la dispersion laser de faisceau ou de réflexion. La lamelle agit comme une lentille de contact pour aplatir la cornée.
- Regardez à travers la lampe à fente et avec la main libre bascule concentrer untrétine de IL peuvent être visualisées. La rétine aura une couleur jaune clair / rouge selon l'endroit visualisé,, vaisseaux rouges distinctes seront visibles.
- Lentement et soigneusement manipuler la tête et / ou lamelle souris jusqu'à la visualisation du nerf optique. Le nerf optique sera de couleur jaune avec plusieurs vaisseaux qui en émane.
- Une fois que l'opérateur a confirmé la visualisation du nerf optique, allumez laser faisceau de focalisation.
- Une fois faisceau laser a été allumé, manœuvrer focalisation laser faisceau à la position désirée (environ 1 diamètre de disque du nerf optique).
- Concentrez faisceau laser sur l'EPR du fond de l'oeil. Mise au point est réalisé en ayant le faisceau laser la plus nette et la plus claire. Si visant faisceau semble ovale ou de mise au point, bascule focus lampe à fente ou repositionner lamelle de verre.
- Une fois que le faisceau de visée est axée sur RPE, initier administration laser à l'aide pied la gâchette du laser.
- Soyez sûr d'éviter vaisseaux rétiniens pour empêcher qu'il intraoculairemorrhage.
- Surveillez l'apparition d'une bulle immédiatement après l'administration de laser. Le contour du tir laser doit être claire et non trouble en aucune façon.
- Si le tir laser ne conduit pas à la formation de bulles, ou de la zone d'impact semble floue (aspect trouble avec la frontière mal définie circulaire vs clair frontière, nettement définie d'un impact de succès), ou si l'hémorragie est observée après l'administration de laser, ne inclure ces lésions pour une analyse future.
- Répétez les étapes 3.10 à 3.12 pour toutes les positions souhaitées CNV (généralement à 3, 6, 9, et 12 heures positions autour du nerf optique). Si inductions laser sont appliqués à environ égale distance de nerf optique, recentrage devrait pas être nécessaire. Toutefois, en raison de la forte courbure de l'œil de la souris et de petites variations qui peuvent exister dans la rétine, en recentrant le faisceau peut être nécessaire entre les administrations laser consécutives.
- Enregistrement dans un ordinateur portable l'emplacement et le résultat de elaser ach administration de tir et le résultat (succès, brumeux, une hémorragie, etc.) de chaque tir administré pour l'œil. Veillez à placer le laser en mode stand-by lorsqu'il ne sert pas.
- Répéter 3,1 à 3,14 pour l'autre oeil de la souris, si nécessaire, en utilisant l'autre main pour la stabilisation et une nouvelle lamelle.
- Après tous les coups de laser souhaités sont administrés, éteignez laser et la lampe à fente.
- Jeter la lamelle et le lieu souris sur chauds pour récupération de l'anesthésie. Inspecter macroscopiquement oeil pour tout préjudice et placer une goutte de solution de larmes artificielles pour garder l'oeil hydraté et de prévenir le développement futur de la cataracte potentiellement. Une fois que la souris se remet de l'anesthésie, revenir à la cage.
| AVERTIN | AVERTIN | AVERTIN | XYL / KET | XYL / KET | |
| Souris Poids (g) | Dose (mg / kg) | Anesthésique Dose (ml) | Dose (mg / kg) | Anesthésique Dose (ml) | |
| 15 | 250 | 20 | 0,1875 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,15 |
| 16 | 250 | 20 | 0,2 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,16 |
| 17 | 250 | 20 | 0,2125 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,17 |
| 18 | 250 | 20 | 0,225 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,18 |
| 19 | 250 | 20 | 0,2375 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,19 |
| 20 | 250 | 20 | 0,25 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,2 |
| 21 | 250 | 20 | 0,2625 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,21 |
| 22 | 250 | 20 | 0,275 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,22 |
| 23 | 250 | 20 | 0,2875 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,23 |
| 24 | 250 | 20 | 0,3 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,24 |
| 25 | 250 | 20 | 0,3125 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,25 |
| 26 | 250 | 20 | 0,325 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,26 |
| 27 | 250 | 0,3375 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,27 | |
| 28 | 250 | 20 | 0,35 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,28 |
| 29 | 250 | 20 | 0,3625 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,29 |
| 30 | 250 | 20 | 0,375 | 100 mg / kg de kétamine; 10 mg / kg de xylazine | 0,3 |
Tableau 1: Posologie XyIKet graphique.
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Representative Results
La quantification des lésions de NVC peut être effectuée par l'analyse des choroïde plat monté à l'aide de coloration par immunofluorescence pour étiqueter les navires CNV. Les deux méthodes les plus fréquemment employées de préparation de tissu sont étiquetage FITC-dextran, fait par perfusion immédiatement avant le sacrifice animal, ou post-mortem immuno-coloration avec un marqueur des cellules endothéliales. Ces deux méthodes ont été décrites en détail précédemment 13,14,21; figures 1 et 2 montrent des exemples de chacun, respectivement. Après confocale acquisition d'images de microscopie, soit la zone (2-Dimensions) ou en volume (3-Dimensions) peut être calculé et visualisé avec le logiciel ImageJ ou Volocity. En plus de la quantification, l'imagerie octobre peut être utilisée pour visualiser la lésion CNV in vivo. Un exemple d'une image en coupe transversale de la rétine avec CNV résultante est représentée sur la Figure 3.
LT = "Figure 1" src = "/ files / ftp_upload / 53502 / 53502fig1.jpg" />
Figure 1:. CNV Perfusion coloration et de la région (2D) Exemple de calcul (25X) (A) FITC dextran perfusé lésion CNV. Méthode de quantification (B) de la zone de ImageJ par seuillage. La souche de souris:. C57BL / 6J S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2: Volume d'immunocoloration CNV (3D) Exemple de calcul (25X) (A) isolectine GS-IB4 coloré lésion CNV.. (B) la reconstruction 3D de la lésion CNV en vue de face. (C) la reconstruction 3D vue de côté (B et C d'une largeur de tile = 35 pm). La souche de souris: C57BL / 6J.g2large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3: oct. Transversal CNV Visualisation (A) oct en vue de face de la lésion CNV. (B) oct transversale B-scan de la rétine avec CNV entouré en jaune. La souche de souris:. C57BL / 6J S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Il ya plusieurs facteurs qui peuvent affecter la livraison de laser et le développement des lésions CNV résultante après succès laser induction. Ces facteurs doivent être contrôlés et normalisés afin d'avoir les résultats les plus fiables. Le plus pertinent de ces facteurs sont la sélection de la souris (génotype, âge et sexe), sélection anesthésie, et les paramètres de laser.
Le modèle de souris spécifique utilisé peut avoir un effet significatif sur le cours du développement CNV. Le génotype le plus largement utilisé est la souris C57BL / 6. Le fournisseur de laquelle sont obtenus les animaux peut affecter la taille résultante CNV. Pauvre et al. démontré des différences significatives dans la taille des lésions finale en CNV souris C57BL / 6 de Jackson, Charles Rivers, laboratoires et Taconic, avec des souris de Taconic développement CNV significativement plus grande que les deux autres fournisseurs 4. Par conséquent, l'achat d'une entreprise et l'utilisation de toutes les souris à partir de ce même fournisseur aidera à minimiser les différences externesen CNV taille de la lésion. Âge et le sexe de la souris a également été montré pour être un facteur important à considérer lors de la conception de l'expérience. Des souris femelles se développent plus CNV que les souris mâles du même âge, et les souris âgées des deux sexes se développent plus que les souris plus jeunes CNV 22,23. Selon les paramètres expérimentaux, les opérateurs devraient garder à l'esprit ces facteurs. Par exemple, si les opérateurs utilisent la procédure laser CNV pour élucider fins mécanistes et de développement de médicaments, les deux sexes à des âges différents doivent être utilisés pour définir des mécanismes qui sont spécifiques aux sexes et ceux qui ne sont pas.
Anesthésie appropriée est une étape cruciale pour cette procédure, en particulier au cours du processus d'apprentissage. La plupart des régimes approuvés IACUC peuvent induire une anesthésie pendant au moins 15-30 minutes, ce qui est plus que suffisant pour fournir 4-5 tirs laser à chaque œil une fois que la procédure a été maîtrisé. Cependant, si trop de temps écoulé, l'anesthésie peut conduire à une opacification de la lentille réversible, rendering l'oeil optiquement imperméable à des fins expérimentales CNV 24. Les deux principaux protocoles utilisés pour induire une anesthésie sont un xylazine / kétamine cocktail ou tribromoéthanol (TBE) livrées par voie intrapéritonéale. Bien que certains rapports avancent les avantages de TBE à xylazine / kétamine en termes de formation de la cataracte, à la fois terme aboutir à l'élaboration d'un cristallin opacifié si l'opérateur ne fonctionne pas rapidement 14. Une façon de prolonger le délai avant le développement de la cataracte consiste à maintenir l'hydratation de l'œil, comme mentionné dans le protocole détaillé, par l'application des larmes artificielles 25. Cette méthode, indépendamment de la substance anesthésique utilisé, devrait aider à retarder la formation de la cataracte et de donner à l'opérateur plus de temps pour terminer la procédure.
Paramètres de laser peut être un facteur majeur dans l'induction fiable de CNV. Calibrage de la puissance du laser et la durée sont une étape préliminaire importante avant d'effectuer la procédure sur les animaux de laboratoire. Tirs lasercette cause d'hémorragie ou sont hors de discussion, sans formation de bulles doivent être exclues du calcul, car cela perturbe le processus de développement CNV. Si plusieurs navires sont rompues provoquant une hémorragie diffuse, l'œil entier devrait être exclu. Idéalement, la puissance la plus faible et la plus courte durée de laser qui rompt constamment la membrane de Bruch provoquant la formation de bulles et d'une lésion avec démarcation claire devraient être utilisés 4. Protocoles expérimenter avec différents réglages de puissance ont démontré que l'augmentation de puissance et la durée de plomb à des lésions tissulaires excessive et des taux inférieurs par la suite de la formation CNV 4, 14,17. En outre, l'emplacement de la blessure de laser peut également affecter le développement CNV. Impacts livrés environ 1 diamètre du disque (DD) à partir du disque optique donné beaucoup plus grande zone volumes CNV que ceux livrés <1 DD ou 2 ou plusieurs DD à 23. Selon l'analyse post-laser, l'emplacement de la lésion peut ou peut ne pas être cruciale. Par example,si une image OPO est d'obtenir de toutes les lésions, emplacement central autour du nerf optique est vital. Par contraste, si les lésions doivent être analysés par un mount plat, l'emplacement de la lésion est pas aussi crucial. Enfin, assurez-vous que les derniers coups de feu ne sont pas placés trop près les uns des autres, ou bien deux lésions peuvent "grandir" ensemble.
Le dosage CNV est une méthode robuste pour étudier expérimentalement la DMLA néovasculaire. L'angiogenèse résultant de l'induction laser est similaire dans l'emplacement et l'apparence générale à l'angiogenèse observée chez les patients humains AMD. Cependant, il est loin d'être un modèle parfait. Contrairement à l'œil humain, souris ne disposent pas d'un macula défini, et l'angiogenèse liées à des blessures-aiguë vus dans le modèle CNV induite par laser diffère fondamentalement de l'influence génétique, pathologie chronique d'AMD 7,8,14. L'environnement de la rétine de souris en bonne santé et est l'angiogenèse résultante se produit en réaction à des traumatismes causés par l'impact de laser, au lieu d'génétique / eENVIRONNEMENTALE facteurs et l'âge, comme dans AMD humaine. Par contraste, l'environnement de la rétine humaine en AMD est dans un état d'inflammation chronique, au cours de laquelle des anomalies dans l'expression de VEGF et d'autres cytokines provoquent CNV 3. De toute évidence, le développement néovasculaire dans ces deux environnements est nettement différente.
En conclusion, le protocole CNV induite par laser est celui qui est d'abord difficile à réaliser mais finalement gratifiant de maître. La dextérité fine nécessaire pour tenir la souris et lamelle, ainsi que de manipuler la tête de la lamelle et la souris pour visualiser le nerf optique sont des exercices qui nécessitent de la patience et de la pratique, en particulier car ils ont besoin d'être bien effectuée en utilisant soit des mains de l'opérateur. Cependant, une fois la technique est apprise, il peut être un moyen efficace de mettre en œuvre expérimentale CNV et peut être appliqué à la plupart des aspects de la recherche AMD néovasculaire.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 532 nm (green) argon ophthalmic laser | IRIDEX | GLx | any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used |
| slit lamp | Carl Zeiss | 30SL-M | any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser |
| tribromoethanol | Sigma | T48402-25G | used to make anesthetic |
| tert-amyl alcohol | Sigma | 152463-1L | used to make anesthetic |
| amber glass vials + septa | Wheaton | WH-223696 | tribromoethanol storage |
| tissue wipes | VWR | 82003-820 | miscellaneous |
| 1% Tropicamide | Falcon Pharmaceuticals | RXD2974251 | pupillary dilation |
| 0.5% Tetracaine hydrochloride | Alcon | 0065-0741-12 | topical anesthesia |
| artificial tears | Alcon | 58768-788-25 | hydration |
| heat therapy pump (for animal warming) | Kent Scientific | HTP-1500 | used to maintain animal body temp |
| warming pad | Kent Scientific | TPZ-0510EA | maintains animal body temperature |
| 30 G insulin needles | BD | 328418 | IP anesthesia injection |
| scale | American Weigh Scale | AWS-1KG-BLK | mouse weighing |
| cover slip (25 mm x 25 mm) | VWR | 48366089 | flatten cornea to visualize mouse retina |
| xylazine | obtained from institution | obtained from institution | anesthesia |
| ketamine | obtained from institution | obtained from institution | anesthesia |
| Volocity | PerkinElmer | used for volumetric re-construction | |
| ImageJ | National Institutes of Health | used for image analysis |
References
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