Summary
Modelos cirúrgicos cardiotorácicos em camundongos com >7 dias de idade requerem intubação, mas isso é um desafio para filhotes de camundongos pré-adolescentes (8-14 dias de idade) e há pouca informação sobre regimes anestésicos para intubação. Aqui, apresentamos esquemas posológicos de cetamina/xilazina/atropina em filhotes de camundongos C57BL/6J de 10 dias de idade que permitem a intubação endotraqueal, minimizando a mortalidade animal.
Abstract
Os modelos cirúrgicos murinos desempenham um papel importante na pesquisa pré-clínica. Insights mecanicistas sobre a regeneração miocárdica após lesão cardíaca podem ser obtidos a partir de modelos de cirurgia cardiotorácica em camundongos de 0 a 14 dias de idade, cujos cardiomiócitos, ao contrário dos adultos, retêm a capacidade proliferativa. Filhotes de camundongos com até 7 dias de idade são efetivamente imobilizados por hipotermia e não necessitam de intubação para cirurgia cardiotorácica. Filhotes de camundongos pré-adolescentes (8-14 dias de idade), no entanto, requerem intubação, mas isso é um desafio e há pouca informação sobre anestesia para facilitar a intubação. Aqui, apresentamos esquemas posológicos de cetamina/xilazina/atropina em filhotes de camundongos C57BL/6J de 10 dias de idade que permitem a intubação endotraqueal, minimizando a mortalidade animal. A titulação empírica dos regimes posológicos de cetamina/xilazina/atropina para o peso corporal indicou que a resposta à anestesia de filhotes de camundongos de diferentes pesos foi não linear, em que doses de 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg e 50/6/0,18 mg/kg facilitaram a intubação de filhotes pesando entre 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) e 5,50-8,10 g (n = 20), respectivamente. Filhotes de menor peso corporal necessitaram de mais tentativas de intubação do que filhotes mais pesados (p < 0,001). A sobrevida pós-intubação correlacionou-se com o peso corporal (59%, 70% e 80% para os grupos de baixo, médio e alto peso, respectivamente, R2 = 0,995). Para a cirurgia de infarto do miocárdio após a intubação, um plano cirúrgico de anestesia foi induzido com isoflurano a 4,5% em oxigênio a 100% e mantido com isoflurano a 2% em oxigênio a 100%. A sobrevida pós-operatória foi semelhante para os três grupos de peso em 92%, 86% e 88% (p = 0,91). Juntamente com refinamentos nas práticas de manejo de animais para intubação e cirurgia, e minimizando a canibalização pela barragem pós-cirurgia, a sobrevida global de todo o procedimento (intubação mais cirurgia) correlacionou-se com o peso corporal (55%, 60% e 70% para os grupos de baixo, médio e alto peso, respectivamente, R2 = 0,978). Dada a dificuldade encontrada com a intubação de filhotes de 10 dias de idade e a alta mortalidade associada, recomendamos que a cirurgia cardiotorácica em filhotes de 10 dias de idade seja restrita a filhotes com peso mínimo de 5,5 g.
Introduction
Os modelos murinos são ferramentas inestimáveis na pesquisa cardiotorácica pré-clínica, em particular devido à facilidade com que as linhagens de camundongos geneticamente modificadas podem ser geradas, e também à facilidade com que os camundongos podem ser manipulados cirurgicamente para fornecer modelos de doenças patológicas que permitam, por exemplo, o estudo da regeneração miocárdica após lesão cardíaca1 . A esse respeito, é interessante que, ao contrário de camundongos adultos em que os cardiomiócitos se retiraram do ciclo celular, os corações neonatais de camundongos de 0 a 2 dias de idade se reparam com cicatrizes mínimas após ressecção apical ou indução de infarto do miocárdio 2,3,4. Em contraste, os corações neonatais de 7 dias de idade se regeneram incompletamente com maior incidência de cicatrizes 2,3. Como os cardiomiócitos no ápice do ventrículo esquerdo retêm a capacidade proliferativa por até 2 semanas após o nascimento, estudos mecanicistas de regeneração após lesão cardíaca em camundongos de 0 a 14 dias de idade podem ser informativos para identificar alvos terapêuticos para a regeneração do coração adulto lesado5.
O desenvolvimento de modelos de lesão cardíaca em camundongos envolve manipulação cirúrgica sob anestesia. Isso requer que o tórax seja aberto para acessar o coração, o que geralmente exige intubação e ventilação mecânica. A tensão do rato, o peso corporal e a idade influenciam a sensibilidade aos anestésicos6. Camundongos adultos podem ser anestesiados com uma ampla gama de agentes, sendo um regime comum para intubação cetamina/xilazina/atropina a 100/13/0,5 mg/kg 6,7. Camundongos neonatais (0-7 dias de idade) não possuem reflexo de dor centralizado, podendo ser efetivamente imobilizados no gelo e submetidos à cirurgia sem intubação 6,8,9. Filhotes de camundongos pré-adolescentes (8-14 dias de idade) não podem ser anestesiados com hipotermia 9,10; necessitam de intubação para cirurgia cardiotorácica. Não há estudos prévios sobre cirurgia cardiotorácica em camundongos pré-adolescentes com menos de 14 dias de idade. Em nossa experiência, a intubação de camundongos pré-adolescentes anestesiados com isoflurano com menos de 14 dias de idade é difícil. O regime anestésico injetável recomendado para camundongos com mais de 7 dias é de 50-150 mg/kg de cetamina e 5-10 mg/kg de xilazina10. Camundongos pré-adolescentes ainda estão se desenvolvendo neurologicamente e suas respostas às drogas e ao metabolismo das drogas são muito diferentes dos animais adultos6. Isso representa um risco aumentado de desequilíbrio líquido, eletrólito e ácido-básico, bem como hipoglicemia e hipotermia devido não apenas à sua alta taxa metabólica, que rapidamente esgota seus estoques limitados de energia, mas também devido à sua imaturidade termorreguladora 6,11,12. Assim, há pouca informação sobre regimes anestésicos que facilitem a intubação e maximizem a sobrevida de camundongos pré-adolescentes.
Aqui, titulamos empiricamente os regimes posológicos de cetamina/xilazina/atropina em filhotes de camundongos C57BL/6J de 10 dias de idade, variando em peso de 3-8 g para alcançar um plano de anestesia suficiente para permitir a intubação endotraqueal para a cirurgia cardiotorácica subsequente, minimizando a mortalidade animal. Também refinamos as práticas de manuseio de animais para reduzir a mortalidade por intubação, cirurgia e canibalismo materno pós-cirúrgico.
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Protocol
Todos os experimentos em animais descritos foram aprovados pelo Comitê de Ética Animal do Hospital Garvan/St Vincent, de acordo com o Código de Prática Australiano para o Cuidado e Uso de Animais para Fins Científicos e as diretrizes ARRIVE, e todos os experimentos foram realizados por um cirurgião experiente de pequenos animais (TJ) com orientação de um anestesista pediátrico (JJS).
1. Preparação dos instrumentos
- No dia da cirurgia, montar equipamentos especializados para intubação de filhotes de 10 dias de idade (Figura 1A,B). Isso inclui uma lâmpada de aquecimento, plataforma de intubação, luz de fibra óptica, pinça pequena, um laringoscópio formado a partir de um pedaço de fio de cobre de 0,02 mm de diâmetro (60 mm de comprimento com a extremidade do fio moldada em um círculo de 3 mm de diâmetro em um ângulo de 175°; Figura 1B) e cânula plástica intravenosa (i.v.) de calibre 24, que é utilizada como tubo endotraqueal.
- Certifique-se de que a cânula consiste em uma tubulação plástica de 19 mm de comprimento (0,7 mm OD) conectada a um adaptador de luer lock fêmea de plástico de 21 mm (Figura 1B). Enrijeça a tubulação da cânula inserindo um pedaço de fio de cobre através do adaptador luer lock. Use uma cânula com um volume total de 130 μL para um rato com volume corrente de ~8 μL/g13,14.
2. Anestesia de camundongos de 10 dias de idade
- No dia da cirurgia, retire a barragem de uma gaiola de filhotes C57BL/6J de 10 dias de idade e coloque a gaiola em uma almofada de aquecimento (37 °C).
- Anestesiar os filhotes em injeção intraperitoneal de 10 μL por g de peso corporal usando uma seringa de insulina de 0,5 mL e uma agulha de 29 G com cetamina/xilazina/atropina nas proporções detalhadas na Tabela 1 para diferentes grupos de peso.
- Imediatamente após a injeção, coloque o filhote em uma câmara de plexiglass aquecida (37 °C) que tenha sido pré-oxigenada com oxigênio a 100%.
3. Intubação de camundongos de 10 dias de idade
- Após 3-4 min de oxigenação, transfira o filhote para uma plataforma de intubação essencialmente como para camundongos adultos. Efectue-o com o filhote em decúbito dorsal (Figura 1C) ou suspenso num ângulo de 45°15. Mantenha a temperatura com uma lâmpada de aquecimento.
- Antes da intubação, avalie a profundidade da anestesia pelo reflexo de pinça da pata. Para uma intubação ideal, o reflexo de pinça da pata ainda deve estar presente, mas acentuadamente reduzido em relação ao de um animal consciente.
- Após a fixação do filhote anestesiado em decúbito dorsal a uma plataforma de intubação (Figura 1C), segure a língua com pinça pequena e utilize um laringoscópio formado a partir de um pedaço de fio de cobre (Figura 1B) para expor a glote e as pregas vocais. Auxílio na visualização das pregas vocais por transiluminação com luz flexível de fibra óptica (Figura 1D).
- Usando uma cânula enrijecida, incline a cânula de modo que a extremidade do luer lock fique um pouco mais baixa (~10°) do que a ponta e, assim que as cordas vocais se separarem, insira a cânula e avance-a até que o adaptador luer lock esteja fora da boca. Retire o fio imediatamente após a intubação.
NOTA: Nenhuma resistência durante a intubação é esperada em camundongos desta idade, a menos que a cânula esteja avançada demais e a resistência seja sentida a partir da carina.- Avaliar a profundidade da anestesia após a intubação pela capacidade do animal de respirar espontaneamente. Confirme a intubação traqueal bem-sucedida de filhotes que respiram espontaneamente, bloqueando brevemente o cateter de intubação para verificar se isso impede o movimento do tórax.
- Transfira imediatamente o filhote intubado para uma almofada de aquecimento (37 °C) e conecte a cânula endotraqueal a um ventilador fornecendo oxigênio a 100% a uma taxa de fluxo de 1 L/min com 30 μL/braçada, 40 μL/acidente vascular cerebral ou 50 μL/acidente vascular cerebral por 3,15-4,59 g, 4,50-5,49 g ou 5,50-8,10 g de filhotes, respectivamente, e 150 braçadas/min.
- Realize esses procedimentos rapidamente, dentro de <15 s para minimizar a re-respiração.
4. Cirurgia de infarto do miocárdio de camundongos de 10 dias de idade
- Para induzir um plano cirúrgico de anestesia para cirurgia, mude o gás que flui para o ventilador de 100% de oxigênio para 4,5% de isoflurano em oxigênio (a concentração de isoflurano sendo determinada por um vaporizador) por 4-5min.
- Depois de mudar para isoflurano, confirme novamente a intubação traqueal, verificando se a frequência de movimento da parede torácica é igual à do ventilador. A perda da respiração espontânea seguida pela ausência de um reflexo de aperto de cauda ou pata indica que um plano cirúrgico de anestesia foi atingido (após 4-5 min).
- Manter a anestesia com isoflurano a 2% em oxigênio.
- Realizar cirurgia de infarto do miocárdio ao microscópio cirúrgico (objetivo 10x e 16x), conforme descrito em16.
- Desinfete a pele em um movimento circular várias vezes com rodadas alternadas de um esfoliante à base de iodo ou clorexidina, e álcool a 70%. Usando uma tesoura fina, faça uma incisão horizontal da pele entre a terceira e a quarta costela (quarto espaço intercostal) na parede lateral esquerda do tórax. Usando pinças finas, abra o tórax por dissecção contundente do espaço intercostal e use um afastador para manter o espaço aberto.
- Induzir um infarto do miocárdio por ligadura da artéria coronária esquerda apenas distal ao apêndice atrial esquerdo com sutura de monofilamento de polipropileno 9-0. Após a cirurgia de infarto ~ 10 min, feche a pele com 7-0 prolene e desinfete a incisão com betadine. Limpe o filhote de sangue com etanol a 70% ou solução salina.
NOTA: A ligadura da artéria coronária esquerda em filhotes pré-adolescentes é essencialmente sem sangue, como acontece com as ligaduras adultas. - Administrar um após o outro com uma seringa de insulina de 0,5 mL e agulha 29 G: atipamezol (1-5 mg/kg, 10 μL, intraperitoneal) para rápida recuperação da sedação, analgesia (buprenorfina, 0,075 mg/kg, 10 μL, subcutânea) e solução salina (50 μL, intraperitoneal).
- Permitir que os animais se recuperem descontinuando o isoflurano. Certifique-se de que a respiração espontânea seja retomada dentro de alguns minutos depois.
- Devolva o filhote à câmara pré-oxigenada aquecida e monitore continuamente durante a recuperação até que o reflexo de endireitamento seja recuperado, momento em que extubar o filhote.
- Esfregue suavemente o filhote com a cama da gaiola caseira, mantenha o filhote aquecido, verifique se a respiração é regular e se o filhote é capaz de movimento espontâneo. Isso reduzirá o canibalismo pós-cirúrgico pela barragem.
- Devolva a barragem à gaiola quando todos os filhotes tiverem se recuperado totalmente da anestesia.
NOTA: O tempo total necessário para a preparação, anestesia, intubação, cirurgia e recuperação de um filhote pode variar de 40-60 min. - Represa da casa e filhotes durante a noite em uma gaiola colocada metade sobre / metade de uma almofada de aquecimento de 37 ° C.
5. Avaliação pós-cirúrgica do tamanho do infarto
- No3º dia de pós-operatório, anestesiar os filhotes colocando-os em uma câmara de plexiglass pré-equilibrada com isoflurano a 4,5% em oxigênio a uma vazão de 1 mL/min.
- Uma vez que um plano cirúrgico de anestesia tenha sido atingido (após 4-5 min), avaliado pelo reflexo de pinça da pata, remova o filhote da câmara e prenda em decúbito dorsal em uma almofada de aquecimento prendendo a cauda.
- Coloque um fio sobre os incisivos e fita adesiva na posição para manter a cabeça estendida e coloque a cabeça em um cone nasal conectado a um ventilador que fornece 4,5% de isoflurano em oxigênio a 200 μL / curso, 150 cursos / min. Manter um plano cirúrgico de anestesia com isoflurano a 2% em oxigênio.
- Desinfete a pele com etanol a 70%. Usando uma tesoura fina, faça uma incisão de 1 cm na pele sobre a artéria carótida comum direita ao longo da traqueia e canule o vaso exposto usando um único tubo de polietileno de lúmen (OD 0,61 mm, ID 0,28 mm) para administrar 0,2 mL de solução salina heparinizada (200 U) por 1 min para evitar a coagulação do sangue.
- Aumentar o isoflurano para 4,5% em oxigênio por 1 min antes de administrar rapidamente 0,2 mL de 3,3 M KCl dentro de 2 s para deter o coração na diástole.
- Dissecar a veia jugular direita através da mesma incisão e transectá-la. Perfundir o coração com 0,2 mL de solução salina tamponada com fosfato (PBS) e, em seguida, perfundir com 0,1mL de Azul Alciano a 0,2% para manchar o miocárdio remoto não infartado. Verifique a perfusão bem-sucedida, evidenciada pela lavagem do sangue, PBS e, em seguida, Alcian Blue através da veia jugular.
- Abra o tórax e excise o coração, dissecando o tecido conjuntivo circundante e os vasos para liberar o coração. Lave o coração em PBS, remova os átrios, se desejar, e fotografe o coração com uma câmera montada em um microscópio cirúrgico usando uma objetiva de 10x.
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Representative Results
Anestesia de camundongos de 10 dias de idade. Os filhotes de 10 dias de idade podem ser anestesiados com isoflurano a 4,5% em 4-5 min; no entanto, eles se recuperam da anestesia no processo de preparação para a intubação. Devido ao seu pequeno tamanho, a intubação sob anestesia com isoflurano administrada por um cone nasal padrão não é viável. Utilizamos previamente um esquema anestésico de cetamina/xilazina/atropina de 100/13/0,5 mg/kg, respectivamente, para cirurgia cardiotorácica em filhotes e adultos de 15 e 21 diasde idade 4,7. Em experimentos preliminares, que incluíram suplementação de oxigênio, verificou-se que o regime injetável recomendado de 50-150 mg/kg de cetamina e 5-10 mg/kg de xilazina 10 resultou em uma mortalidade inaceitável em filhotes de10 dias de idade. Dada a correlação inversa entre o peso corporal e o tamanho da ninhada de filhotes de 10 dias de idade (R2 = 0,250, p < 0,0001; Figura 2), titulamos o esquema anestésico de acordo com os agrupamentos de peso corporal. A redução da dose de cetamina/xilazina/atropina para 50/6/0,18 mg/kg, respectivamente, resultou em uma profundidade suficiente de anestesia para permitir a intubação endotraqueal de filhotes respiradores espontâneos pesando 5,5-8,10 g (Tabela 1), mas essa dose não foi tolerada por filhotes mais leves. A redução da dose de cetamina/xilazina/atropina para 30/4/0,12 mg/kg, respectivamente, possibilitou a intubação de filhotes pesando 4,50-5,49 g, enquanto a redução adicional da dose de cetamina para 20 mg/kg possibilitou a intubação de filhotes pesando 3,15-4,49 g (Tabela 1). A Tabela 1 mostra o número e o percentual de filhotes intubados que procederam à cirurgia; no entanto, é difícil extrair desses dados a mortalidade relacionada à anestesia por mortalidade associada a muitas tentativas de intubação. No interesse de reduzir o desperdício animal, não quantificamos especificamente a mortalidade relacionada à anestesia.
Intubação de camundongos de 10 dias de idade. Os resultados foram melhores quando a intubação foi alcançada após apenas uma ou duas tentativas. Filhotes com menor peso corporal foram mais difíceis de intubar do que filhotes mais pesados e necessitaram de mais tentativas (p < 0,001; Tabela 1). A sobrevida pós-intubação correlacionou-se com o peso corporal com sobrevida de 59%, 70% e 80% para os grupos de baixo, médio e alto peso, respectivamente (R2 = 0,995, p = 0,04; Tabela 1).
Cirurgia de infarto do miocárdio de camundongos de 10 dias de idade. Os filhotes foram monitorados por 2 dias após a cirurgia. Não houve sinais de dor no pós-operatório. Dos filhotes que não sobreviveram ao seguimento às 48 h (Tabela 1), um do grupo de baixo peso morreu 6 h após a cirurgia, um filhote de cada um dos grupos de peso médio e alto morreu antes de ser colocado de volta com a represa, e um filhote de cada um dos grupos de peso médio e alto foi canibalizado pela barragem dentro de 16 h da cirurgia, com pequenas partes do corpo ou nada restando na manhã seguinte. A sobrevida 2 dias após a cirurgia de infarto do miocárdio foi consistente entre os diferentes grupos de peso em 86%-92% (p = 0,91; Tabela 1). O miocárdio infarto, avaliado 2 dias após a cirurgia pela perfusão alciano-azul do coração, ficou evidente pela clara demarcação de tecido isquêmico (não corado) corado, não infartado (azul) do isquêmico (não corado), distal à ligadura (Figura 1E).
A sobrevida global para todo o procedimento (intubação mais cirurgia) correlacionou-se com o peso corporal do filhote em 55%, 60% e 70% para os grupos de baixo, médio e alto peso, respectivamente (R2 = 0,978, Tabela 1), embora essa correlação não tenha alcançado significância estatística (p = 0,09).
Figura 1: Intubação endotraqueal de um filhote de camundongo C57BL/6J de 10 dias de idade . (A) Configuração de intubação mostrando grande lâmpada de aquecimento (WL), plataforma de intubação (IP) e iluminação flexível de fibra óptica (FL) usada para auxiliar a visualização das cordas vocais no momento da intubação. (B) Pinça, laringoscópio, cânula de calibre 24 que é usada como tubo endotraqueal e um pedaço de fio de cobre que é inserido no tubo endotraqueal através do adaptador luer lock para endurecer a cânula durante a intubação (barra de escala = 1 cm). (C) O filhote anestesiado é fixado em decúbito dorsal prendendo a cauda e os membros dianteiros na plataforma de intubação (12 cm (L) x 8,5 cm (W) x 7,5 cm (H)). Um fio colocado sobre os incisivos é usado para estender a cabeça e é colado na posição. (D) A luz de fibra óptica é colocada sobre o pescoço para transiluminar a traqueia logo abaixo das cordas vocais. A língua é mantida com pequena pinça e, em seguida, o movimento das cordas vocais é visualizado expondo a glote com o laringoscópio. O tubo endotraqueal é inserido na traqueia enquanto as cordas vocais estão abertas. (E) Fotografia de um coração de filhote de rato representativo perfundido com azul Alciano (vista frontal com a base do coração na parte superior e ápice na parte inferior, e átrios removidos) 48 h pós-ligadura (sutura preta, seta preta) da artéria coronária esquerda tomada sob um microscópio cirúrgico (objetiva 10x) montado com uma câmera. O miocárdio não infartado é corado de azul, o miocárdio infartado no ápice não é corado e pálido; barra de escala = 100 μm. Este número foi modificado de17. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: O peso corporal de filhotes C57BL/6 de 10 dias de idade está inversamente correlacionado com o tamanho da ninhada. Os filhotes eram de ninhadas variando em tamanho de 4-10. O tamanho médio da cama C57BL/6 é de sete18. Os dados foram analisados por regressão linear simples, sendo p < 0,05 considerado significativo. Este número foi modificado de17. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Regime anestésico: cetamina/ xilazina/ atropina (mg/kg); administrado em 10 ml/g de peso corporal, ip | Peso corporal, g | Número de filhotes estudados | Tentativas de intubação (A, 1-2; B, 3-4 ou C, >4) e número de filhotes entubados, n (%) | Filhotes intubados procedendo à cirurgia, n (%) | Sobrevida dois dias após a cirurgia, n (%) | Sobrevida global após intubação associada à cirurgia, n (%) | ||
| Um | B | C | ||||||
| 20/4/0.12 | 3.15 - 4.49 | 22 | 8 (36) | 9 (41) | 5 (23) | 13 (59) | 12 (92) | 12 (55) |
| 30/4/0.12 | 4.50 - 5.49 | 20 | 13 (65) | 5 (25) | 2 (10) | 14 (70) | 12 (86) | 12 (60) |
| 50/6/0.18 | 5.50 - 7.30 | 20 | 13 (65) | 3 (15) | 4 (20) | 16 (80) | 14 (88) | 14 (70) |
| p (Teste Qui-quadrado) | p<0,001 | p=0,91 | ||||||
| R2 (Coeficiente de correlação, | 0.995, | 0.978, | ||||||
| valor de p) | p=0,04 | p=0,09 | ||||||
Tabela 1: Regime anestésico, número de tentativas de intubação e sobrevida pós-procedimento de filhotes de camundongos de 10 dias de idade. Os dados foram analisados pelo teste Qui-quadrado, sendo p < 0,05 considerado significativo.
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Discussion
Atualmente, não existem métodos bem documentados para anestesia e intubação de camundongos de 10 dias de idade para cirurgia cardiotorácica. Para este fim, titulamos os regimes de dosagem de cetamina/xilazina/atropina para o peso corporal, em que doses de 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg e 50/6/0,18 mg/kg facilitaram a intubação de filhotes com baixo (3,15-4,49 g), médio (4,50-5,49 g) e alto (5,50-8,10 g) de peso corporal, respectivamente. A sobrevida pós-intubação correlacionou-se com o peso corporal (59%, 70% e 80% para os grupos de baixo, médio e alto peso, respectivamente. Dada a dificuldade encontrada com a intubação de filhotes de 10 dias de idade e a alta mortalidade associada, recomendamos que a cirurgia cardiotorácica em filhotes de 10 dias de idade seja restrita a animais com peso mínimo de 5,50 g. Uma limitação dessa técnica de intubação é que ela depende da habilidade e experiência do operador e da rapidez com que ele pode aprender. No entanto, prevê-se que um operador experiente em intubações de adultos possa alcançar proficiência em intubação pré-adolescente após a prática em 10 ninhadas de sete a oito filhotes. Outra limitação é que a sobrevida global do filhote após a intubação e a cirurgia de infarto do miocárdio variou de 55% (grupo de menor peso corporal) a 70% (grupo de maior peso corporal). No entanto, isso é semelhante à sobrevida de 60%-70% relatada para filhotes de 1 dia de idade, que não necessitam de intubação quando submetidos a infarto do miocárdio após imobilização no gelo8.
Descobrimos que filhotes de camundongos de 10 dias de idade, de diferentes pesos, apresentaram uma resposta não linear ao regime anestésico cetamina/xilazina/atropina. Isso pode refletir as diferenças de desenvolvimento em várias áreas importantes. A taxa metabólica basal é alometricamente dimensionada para o poder de três quartos da massa, de células individuais a mamíferos19. Isso influenciaria a disposição medicamentosa nos animais do estudo, que variou em peso em duas vezes e meia. A maturidade do metabolismo de fármacos ou mecanismos de desintoxicação é outro fator que muda rapidamente no período pós-natal imediato, assim como mecanismos que influenciam a disponibilidade de medicamentos livres, como a ligação às proteínas20. As diferenças farmacocinéticas podem não ser a única explicação para as relações não-lineares fármaco-efeito, uma vez que também são possíveis diferenças nas respostas farmacodinâmicas aos agentes sedativos6. O uso da oxigenação após injeção intraperitoneal de anestésicos e antes da intubação provavelmente melhorou a segurança do procedimento, como foi observado recentemente para adultos21. Ajustes adicionais na dosagem, particularmente para o grupo de menor peso corporal, podem melhorar a sobrevivência.
A profundidade da anestesia foi fundamental para o sucesso da intubação. A intubação era difícil se o plano de anestesia fosse muito leve e, se muito profundo, os filhotes paravam de respirar espontaneamente, seja durante a intubação ou após a intubação enquanto eram ventilados com oxigênio. O manuseio de filhotes também às vezes causava falta de ar, especialmente durante a intubação. Se a respiração parasse durante a intubação, a estimulação do pé ou da cauda, ou o retorno dos filhotes à câmara aquecida cheia de oxigênio, era fundamental para restaurar a respiração regular. A intubação foi retentada quando o filhote retomou a respiração regular. Se a respiração parasse após a intubação, os animais eram ventilados por até 10 min com oxigênio. Se a respiração espontânea fosse retomada durante esse período, os animais prosseguiam para a cirurgia. No entanto, verificou-se que, se a respiração espontânea não fosse restaurada dentro desse tempo, os filhotes não se recuperavam da anestesia ou, se submetidos à cirurgia, morriam durante o período de recuperação.
Dada a alta taxa metabólica de filhotes de 10 dias de idade, é melhor limitar o esgotamento das reservas de energia, separando a barragem de seus filhotes pelo menor tempo possível e, assim, restringindo o número de operações cirúrgicas a quatro ou cinco filhotes por ninhada por dia durante um período máximo de 5-6 h. Para reduzir o canibalismo materno de filhotes que haviam sido submetidos a cirurgia, todos os companheiros de ninhada que não se submeteram à cirurgia foram removidos para mães adotivas ou abatidos antes do retorno da barragem à gaiola. Nossas práticas de manuseio para reduzir a mortalidade por canibalismo materno pós-cirúrgico foram semelhantes às que foram relatadas para neonatos9.
Em conclusão, nosso estudo de viabilidade sugere que um regime anestésico injetável de cetamina/xilazina/atropina consideravelmente menor do que o usado para camundongos mais velhos é necessário para minimizar a mortalidade por intubação de filhotes de camundongos de 10 dias de idade para cirurgia cardiotorácica subsequente, assim como práticas específicas de manuseio para reduzir a mortalidade por intubação, cirurgia e canibalismo materno pós-cirúrgico.
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Disclosures
Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pelo NHMRC Program Grant [ID 1074386], uma bolsa da Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research [RMG] e uma bolsa do RT Hall Trust [RMG & SEI].
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorphine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Fiber-optic light | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Version 9.1.2 | |
| Intubation platform | - | - | Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H) |
| Isoflurane | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 μL |
| Single lumen polyethylene tube | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm | |
| Small forceps | F.S.T. | NO 11051-10 | |
| Surgical microscope (camera optional) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x and 16x objective |
| Suture 7-0 prolene | Ethicon | 8708H | |
| Suture 9-0 polypropylene monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm | VetEquip | 901820 | |
| Vented 2-Liter plexiglass induction chamber | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H) |
| Warming lamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazine | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
References
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