July 31st, 2017
이 프로토콜은 표준 시험관 전기 생리학 장비를 위해 최근에 개발 된 시스템을 사용하여 자동 이미지 유도 패치 클램프 실험을 수행하는 방법을 설명합니다.
이 기술의 전반적인 목표는 컴퓨터 비전을 사용하여 형광 세포를 자동으로 감지하고 급성 뇌 절편에서 이러한 세포에 대한 자동 패치 클램프를 수행하는 것입니다. 이 방법은 형광 표지된 세포의 식별, 표적화 및 패치 클램프와 같은 패치 클램프 전기생리학 분야의 주요 어려움을 극복하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 패치 피펫, 형광 세포를 자동으로 감지하고 단계를 자동 패치 클램프와 통합할 수 있다는 것입니다.
이 혁신은 실험 처리량을 크게 증가시킵니다. 이 기술의 의미는 신경 장애의 치료 또는 진단으로 확장되는데, 그 이유는 고처리량 이미지 유도 자동 패치 클램프가 더 많은 생리학적 신경 세포 제제에서 약리학적 스크리닝에 사용될 수 있기 때문입니다. 이 방법은 또한 neuronal organelle typic 또는 slice culture와 같은 다른 in vitro 제제에 적용할 수 있으며, non-neuronal cell뿐만 아니라 neuron을 해리할 수 있습니다.
이 절차를 시작하려면 증폭기, 현미경 컨트롤러 및 매니퓰레이터 컨트롤러를 켭니다. 그런 다음 먼저 Autopatcher IG가 설치된 디렉토리를 변경하여 명령줄 터미널에서 Python으로 Autopatcher IG를 실행합니다. 다음으로 Python Autopatcher_IG를 입력합니다.
PYW를 입력하고 Enter 키를 누릅니다. 그 후, 모든 유리 피펫에 내부 용액을 채우고 헤드 스테이지에 적재하십시오. 피펫 팁을 현미경 시야로 이동하고 초점을 맞춥니다.
다이얼 패드를 사용하여 현미경 스테이지에서 매니퓰레이터를 이동하는 경우 키보드에서 Z를 눌러 좌표를 업데이트합니다. 1차 보정은 매니퓰레이터에 의한 이동 각도와 거리를 현미경 좌표계로 변환합니다. 매니퓰레이터는 사전 설정된 거리로 세 방향으로 이동하고 소프트웨어는 현미경 시야 내에서 피펫 팁의 좌표를 감지합니다.
피펫이 로드된 해당 장치에 대한 기본 GUI에서 보정 시작 버튼을 클릭합니다. 그런 다음 기본 GUI 하단에 있는 Save Calibration(교정 저장)을 클릭하여 보정을 저장합니다. 이 기본 캘리브레이션은 리그의 물리적 조직이 변경되지 않는 한 한 번만 수행하면 됩니다.
이 단계에서는 레코딩 챔버 중앙에 하나의 브레인 슬라이스를 놓습니다. 슬라이스 홀드 다운 또는 하프로 뇌 슬라이스를 안정화합니다. 형광 세포를 검출하려면 4배 배율에서 관심 영역을 찾으십시오.
그런 다음 클릭하여 이동 모드를 켜서 현미경 스테이지를 이동하고 관심 영역의 중심을 클릭합니다. 또는 키패드를 사용하여 현미경 스테이지를 이동합니다. 그런 다음 고배율 렌즈로 전환하고 키패드의 RF를 사용하여 현미경을 Z축에서 이동하여 초점을 조정합니다.
이 소프트웨어는 현미경과 카메라가 서로 다른 깊이에서 일련의 이미지를 촬영하도록 지시합니다. 그런 다음 이러한 이미지는 형광 표지된 세포를 찾기 위해 컴퓨터 비전 처리를 거칩니다. 최종 출력은 감지된 셀 좌표의 목록입니다.
기본 GUI 열 단위 0에서 detect cell 버튼을 클릭합니다. TTL 신호로 설정의 LED 또는 레이저 광원을 제어할 수 없는 경우 LED 또는 레이저를 수동으로 켜십시오. 필요한 경우 LED 또는 레이저를 끕니다.
셀 좌표 목록이 메모리 위치 GUI에 나타납니다. 좌표 옆에 있는 X 버튼을 클릭하여 목록에서 원하지 않는 셀을 제거합니다. 또는 타겟 세포가 형광 표지되지 않은 경우 기본 GUI에서 마우스 모드를 클릭합니다.
그런 다음 관심 있는 셀을 클릭하면 숫자가 있는 노란색 점이 셀에 나타나고 셀의 좌표가 메모리 위치 GUI에 나타납니다. 피펫 오프셋 좌표를 감지하기 위해 2차 보정을 수행하려면 유리 피펫의 1/3을 내부 용액으로 채웁니다. 그런 다음 헤드 스테이지에 부착된 피펫 홀더에 피펫을 로드합니다.
저배율에서는 키패드의 1과 2를 사용하여 장치 1과 장치 2 사이를 전환합니다. 그런 다음 피펫을 시야로 가져오고 키패드를 사용하여 초점을 조정합니다. 다음으로, load calibration을 클릭하여 기본 보정을 로드합니다.
현미경 렌즈를 고배율로 전환하고 기본 GUI에서 40번 클릭합니다. 피펫 끝을 중앙으로 가져옵니다. 그런 다음 사용 중인 장치 아래의 기본 GUI에서 보조 보정 버튼을 클릭합니다.
대상 셀을 패치하려면 패치 제어 버튼을 클릭하여 패치 제어 GUI를 엽니다. 메모리 위치 GUI의 좌표 목록에서 관심 있는 셀 옆에 있는 go to(이동) 버튼을 클릭합니다. 그런 다음 기본 GUI에서 장치의 CTM 버튼을 클릭하여 이동을 활성화합니다.
관심 있는 셀을 클릭하여 피펫 팁을 셀로 이동합니다. 매니퓰레이터의 기계적 한계로 인해 500마이크로미터 이상의 거리를 이동할 때 약간의 위치 오류가 있을 수 있습니다. 큰 기계적 포지셔닝 오류를 방지하려면 타겟 셀 근처에서 2차 보정을 수행해야 합니다.
그런 다음 장치 하나의 선택된 버튼을 사용하여 두 장치 간에 입력 신호를 전환합니다. 패치 제어 GUI에서 패치 버튼을 클릭합니다. 자동 패치가 시작되고 패치 제어 GUI에서 압력과 저항을 모니터링할 수 있습니다.
자동 패치 알고리즘은 저항을 모니터링하고 일련의 로직 루프를 통해 압력을 제어하여 기가씰을 형성합니다. 팝업 창은 기가씰의 형성을 알려줍니다. 이 시스템은 저항 변화를 활용하여 세포-표면 접촉을 인식합니다.
세포-표면 접촉이 제때 감지되지 않는 상황에서는 다음 버튼을 사용하여 동일한 자동 패치 적용 시험을 유지하면서 패치 단계를 진행할 수 있습니다. 패치 제어 GUI에서 해당 버튼을 클릭하여 언제든지 자동 프로세스를 조작할 수 있습니다. 그런 다음 예를 선택하여 Zap과 흡입을 결합하여 침입합니다.
또는 아니오를 선택하여 흡입으로만 침입합니다. 그런 다음 실험 패치 로그를 저장합니다. 이 그림은 명령 시퀀스 GUI에 로드된 선택된 위치를 보여줍니다.
왼쪽 열에는 좌표 목록이 표시되고 오른쪽 열에는 각 위치에 대한 TTL 신호 형식의 명령 목록이 표시됩니다. 다음은 선택한 세 위치에 해당하는 약물 적용 실험 중 스크린샷입니다. KCL 용액은 시각화를 위해 적색 형광 염료와 혼합하였다.
1호기는 KCL 함유 피펫이고 2호기는 패칭 피펫입니다. 이 그림에서 스텝 전류 주입은 규칙적인 스파이크 뉴런을 보여줍니다. 여기에 표시된 것은 세 위치에서 500 밀리몰 염화칼륨 용액의 현지 적용에서 얻은 흔적을 기록하는 전압 클램프입니다.
내부 전류가 흐르는 빨간색 흔적은 염화칼륨 도포가 패치 셀에 가까웠을 때 시험에서 기록되었습니다. 빨간색 화살표는 염화칼륨 적용 시기를 나타냅니다. 이 방법을 사용하면 수동 패치에 비해 광범위한 교육 없이 4분 이내에 패치 클램프 시험을 수행할 수 있습니다.
이 절차에 따라 연구 프로젝트와 관련된 질문에 답하기 위해 광유전학, 화학유전학 및 약리학적 조작과 같은 다른 방법을 수행할 수 있습니다. 개발 후 이 기술은 신경 과학 분야의 연구자들이 다양한 체외 제제에서 시냅스 수용체 및 이온 채널에 대한 고처리량 연구를 탐구할 수 있는 길을 열 수 있습니다. 이 동영상을 시청한 후에는 이미지 유도 자동 패치 클램프 실험을 수행하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다.
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이 프로토콜은 고급 컴퓨터 비전 기술을 사용하여 자동 이미지 유도 패치 클램프 실험을 수행하는 방법을 설명합니다. 이 접근법은 급성 뇌 슬라이스에서 형광 표지된 세포를 식별하고 타겟팅하는 효율성을 향상시킵니다.
Automated image-guided patch clamp addresses throughput limitations in neuronal electrophysiology, enabling scalable functional validation of ion channel and synaptic receptor targets. This capability supports early discovery workflows by reducing technical variability and increasing data density for lead identification campaigns. The method enhances predictive confidence in target validation by providing quantitative, reproducible electrophysiological readouts from physiologically relevant neuronal preparations.
The method integrates into discovery biology workflows as a functional validation step following target identification and preceding lead optimization, providing electrophysiological confirmation of target engagement in native neuronal environments.