Name: Porównawcze badanie in vivo adiuwantyczności gp96 u żaby Xenopus laevis (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-16T17:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 20 s
Description: Poznaj metodę badania roli białka gp96 w aktywacji limfocytów T CD8 u żaby Xenopus laevis. Technika obejmuje adoptywny transfer leukocytów oraz testy odrzucania przeszczepów skóry i wzrostu guzów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wyrażamy wdzięczność za profesjonalną opiekę nad zwierzętami zapewnioną przez Tinę Martin i Davida Albrighta. Badania te były wspierane przez granty T32-AI-07285 (H. N.), NIH R25 2GM064133 (T.C.L), 1R03-HD061671-01, R24-AI-059830-06 z NIH.

1. Zwierzęta
X. laevis x X. gilli hybrydy, izogeniczne klony LG-6 i LG-15 1, pochodzą z naszej kolonii hodowlanej na Uniwersytecie w Rochester (http://www.urmc.rochester.edu/smd/mbi/xenopus/index.htm). LG-6 i LG-15 posiadają ten sam heterozygotyczny haplotyp MHC (a/c), lecz różnią się w locusach mniejszej zgodności histologicznej (H). Potomstwo z tych klonów uzyskuje się poprzez ginegenezę, w której diploidalne komórki jajowe produkowane przez samicę są aktywowane przez plemniki naświetlone promieniami UV (bez wkładu DNA w potomstwo).Stosowanie rękawiczek jest opcjonalne. Niektórzy wolą z nich nie korzystać, ponieważ utrudnia to manipulowanie żabami (są śliskie), a ponadto wydaje się, że powoduje to dyskomfort u zwierząt.
2. Oczyszczanie gp96 z guza 15/0 (wykazującego ekspresję zarówno antygenów nowotworowych, jak i mniejszych antygenów histokompatybilacyjnych H)
Oczyszczanie białka Gp96 zostało opisane wcześniej 2, 3. W skrócie, gp96 jest oczyszczane poprzez frakcjonowanie siarczanem amonu w stężeniu 50-70%, a następnie za pomocą chromatografii na ConA-sepharose oraz DEAE. Z 1 mL tkanki nowotworowej można uzyskać około 20-50 μg białka. Czystość preparatu określa się za pomocą SDS-PAGE i barwienia srebrem.
3. Elicytacja i pobieranie leukocytów otrzewnowych (PLs) od żab LG-6 różniących się antygenami mniejszego histocompatibility (Minor H-Ag)
<ol>
 <li>Hodować 25 ml przez noc E. coli hodować w probówce stożkowej o pojemności 50 ml w 37°C z wstrząsaniem.</li>
 <li>Następnego dnia należy zabić bakterie termicznie, gotując je przez 1 godzinę.</li>
 <li>Odwiruj próbki zutylizowane termicznie E. coli przez 15 min przy 2000 obr./min (1500 g) w 4°C.</li>
 <li>Usuń nadsącz i resuspenduj osad bakteryjny w 1/10th pierwotna objętość hodowli (2,5 ml) w APBS. W tym momencie hodowla bakteryjna jest gotowa do użycia i musi zostać wykorzystana w ciągu 24 godzin.</li>
 <li>Wstrzyknąć doprzewnowłocznie (i.p.) 200 (dla żaby o długości 2 cali) lub 300 μL (dla żaby o długości 3 cali) preparatu bakteryjnego zabitego termicznie na każdą żabę, używając igły 25 G o długości 5/8 cala.</li>
 <li>Trzy dni po iniekcji PL są pobierane poprzez płukanie otrzewnej.</li>
 <li>Przed pobraniem PL dorosłe żaby poddawane są anestezji poprzez zanurzenie w 0,1% wodnym roztworze metanosulfonianu trikainy (TMS, MS-222) buforowanym wodorowęglanem sodu przez maksymalnie 5 min, aż do całkowitego ustania ruchów (czas zależy od wielkości i wieku zwierząt). Zwierzęta budzą się w ciągu 10–20 min po zabiegu.</li>
 <li>Zdezynfekuj brzuch żaby niewielką ilością 70% etanolu.</li>
 <li>Wstrzyknij 5 mL (w przypadku żaby o długości 2 cali) lub 10 mL (w przypadku żaby o długości 3 cali) sterylnego roztworu APBS, uprzednio ogrzanego do temperatury pokojowej, do jamy otrzewnej, używając igły 18 G o długości 1 ½ cala. Wyjmij igłę i delikatnie masuj żabę przez minutę, aby zapewnić równowagę między wstrzykniętym buforem a płynem w jamie ciała.</li>
 <li>Użyj nowej igły o rozmiarze 18 G i długości 1 ½ cala, bez strzykawki, aby zebrać płyn otrzewnowy, który będzie skapywał z tylnej części igły do czystej probówki stożkowej o pojemności 50 ml. Upewnij się, że odzyskano jak największą część początkowej wstrzykniętej objętości. Zachowaj ostrożność, aby uniknąć uszkodzenia naczyń krwionośnych w centralnej części obszaru brzusznego.</li>
 <li>Po pobraniu PL-ów umieścić żabę w pojemniku z płytką warstwą wody, aż do momentu jej wybudzenia, po czym można ją przenieść z powrotem do klatki.</li>
</ol>
4. Pulsowanie i transfer adopcyjny komórek Lg-6 Pls do naiwnych biorców Lg-6
<ol>
 <li>Przemyj PL raz zimnym APBS i odwiruj przy 1 000 rpm (750 g) przez 10 min w temperaturze 4°C.</li>
 <li>Usuń supernatant i resuspenduj PL w APBS.</li>
 <li>Poddaj PL pulsacji gp96 w stężeniu 1 μg gp96 na 5 x 105 PL.</li>
 <li>Po dodaniu odpowiedniej ilości gp96 do PL wymieszaj je za pomocą pipety i inkubuj na lodzie przez 1 godzinę.</li>
 <li>Odwiruj komórki przy 1 000 rpm przez 10 min w 4°C lub przy 14 000 rpm przez 1 min, aby usunąć niezwiązane gp96.</li>
 <li>Przemyj PL 3X zimnym APBS, aby upewnić się, że nie pozostały resztki gp96.</li>
 <li>Resuspenduj pulsowane PL w stężeniu 5 x 105 PL na 300 μL.</li>
 <li>Wykonaj adopcyjny transfer PL poprzez wstrzyknięcie dostronne (i.p.) za pomocą igły 25G 5/8. Wstrzyknij 300 μL pulsowanych PL (5 x 105 komórek) na zwierzę.</li>
 <li>Żaby muszą zostać poddane primingowi co najmniej 3 dni przed kontynuacją eksperymentów z przeszczepem skóry lub wyzwaniem nowotworowym.</li>
</ol>
5. Analiza przeszczepu skóry
Odrzucenie przeszczepu skóry jest uznanym badaniem w Xenopus 4, 5, 6W Xenopusodbiorca odrzuca skórę dawcy wykazującą 1 lub 2 niezgodności haplotypów MHC w ciągu 18–22 dni w temperaturze 21-22°CW przeciwieństwie do tego, przeszczepy skóry między klonami LG-6 i LG-15, które różnią się jedynie niewielkimi antygenami H (minor H-Ags), są odrzucane wolniej (po ponad 30 dniach). Jednakże odrzucenie to ulega przyspieszeniu u biorców, którzy zostali uprzednio uwrażliwieni na niewielkie antygeny H dawcy, albo poprzez wcześniejszy przeszczep skóry, albo poprzez immunizację oczyszczonym od dawcy białkiem gp96. Brak odrzutu występuje w przypadku, gdy dawca i biorca są identyczni genetycznie (np. zwierzęta klonowane lub w pełni inbredowe). Zatem ta prosta technika jest bardzo skutecznym narzędziem do charakteryzacji in vivo odpowiedzi odpornościowe wywołane przez gp96.
<ol>
 <li>Zanurzyć żabę dawcę w anestetyku zgodnie z opisem w punkcie 3.7. 
 Uwaga: Należy zachować jedynie minimalne środki ostrożności, ponieważ Xenopus produkuje w skórze silne peptydy przeciwdrobnoustrojowe (np. magaininę), co znosi konieczność stosowania pełnych procedur aseptycznych. W rzeczywistości traktowanie żaby jakimkolwiek środkiem dezynfekującym byłoby szkodliwe dla skóry. Ponadto Xenopus nie przenosi żadnych patogenów zagrażających ludziom. W związku z tym stosowanie rękawiczek jest opcjonalne. Wszystkie narzędzia sekcyjne muszą być jednak poddane autoklawowaniu, a wszystkie roztwory muszą być sterylne.</li>
 <li>Za pomocą nożyczek wyciąć i usunąć z żaby dawcy LG-15 niewielki fragment skóry brzusznej (skóra brzucha, która ma srebrzysty wygląd ze względu na obecność pigmentowych komórek irydoforów) o wymiarach 20 mm X 5 mm.</li>
 <li>Umieścić skórę w czarence Petriego zawierającej APBS i przechowywać w lodzie. Tkankę skórną należy manipulować bardzo delikatnie; należy unikać chwytania jej pęsetą.</li>
 <li>Za pomocą żyletki lub nożyczek pociąć poszczególne przeszczepy na fragmenty o wymiarach 5 mm X 5 mm. Fragmenty przechowywać w APBS w lodzie.</li>
 <li>W tym momencie żabę dawcę umieszcza się w pojemniku z płytką warstwą wody aż do przebudzenia, a następnie przenosi do wody z antybiotykami (Penstrep w stężeniu 5 mg/L). Żabę utrzymuje się w wodzie z antybiotykami przez dwa dni, po czym przenosi się ją z powrotem do zwykłej wody. Niewielka rana w miejscu usunięcia skóry nie wymaga zszywania i goi się w ciągu tygodnia.</li>
 <li>Zanurzyć żabę biorcę LG-6 w anestetyku.</li>
 <li>Wyciąć niewielkie nacięcie w skórze grzbietowej biorcy i wprowadzić przeszczep 5 mm X 5 mm pod skórę srebrzystą stroną do góry. Należy uważać, aby nie wprowadzić pod skórę dużych pęcherzyków powietrza, ponieważ może to doprowadzić do przemieszczenia lub nawet utraty przeszczepu.</li>
 <li>Należy odnotować oznaczenia nożyczkami i pęsetą na przeszczepach, ponieważ nie są one wliczane jako odrzut przeszczepu po rozpoczęciu oceny.</li>
 <li>Po 24 godzinach należy usunąć część nadkładającej skóry gospodarza z obszaru przeszczepu.</li>
 <li>Zanurzyć żabę biorcę LG-6 w anestetyku. Postępować z zwierzęciem zgodnie z opisem w punkcie 5.1.</li>
 <li>Za pomocą autoklawowanych nożyczek wyciąć „okno” wokół przeszczepu, tak aby przeszczep był swobodnie widoczny. Należy uważać, aby nie dotknąć skóry dawcy i nie wywołać krwawienia. Pozostawić żabę do wybudzenia zgodnie z opisem w punkcie 5.5.</li>
 <li>Bezzwłocznie rozpocząć ocenę przeszczepu, wykonując szkic. Odrzut przeszczepu skóry określa się na podstawie procentowej destrukcji irydoforów w przeszczepionej skórze.</li>
 <li>Przeszczepy należy sprawdzać co 2-3 dni; nie jest do tego wymagane znieczulanie zwierząt. W celu wizualizacji przeszczepów żaby należy umieścić w czarence Petriego pod mikroskopem stereoskopowym.</li>
</ol>
6. Immunohistochemia całego preparatu przeszczepionej skóry
Immunohistochemia całego preparatu żaby została opisana wcześniej 6. W skrócie, żabę znieczula się i umieszcza pod mikroskopem na sterylnym ręczniku papierowym uprzednio zwilżonym wodą dla żab (obszar roboczy jest również przygotowany aseptycznie). Następnie pobiera się przeszczepioną skórę wraz z niewielką ilością otaczającej skóry biorcy i barwi ją przeciwciałami w sposób podobny do barwienia komórek do analizy cytometrycznej 6. Należy używać autoklawowanych narzędzi i sterylnych buforów. Po barwieniu skórę umieszcza się na szkiełku mikroskopowym i delikatnie dociska szkiełkiem nakrywnym. Na tym etapie można zwizualizować skórę za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego w celu zidentyfikowania różnych populacji komórek, które zinfiltrowały przeszczep. Po zabiegu żabę utrzymuje się w wodzie z antybiotykami, zgodnie z opisem w sekcji 5.5., a następnie przenosi do zwykłej wody. Mała rana powstała w miejscu usunięcia skóry goi się w ciągu tygodnia.
7. Charakterystyka leukocytów krwi
<ol>
 <li>Przed pobraniem krwi z żaby należy przygotować „szklane igły”, wyciągając sterylne pipety Pasteura nad płomieniem. Cienki koniec pipety należy zaostrzyć pod stereomikroskopem. Następnie pipetę podłącza się do plastikowej rurki aspiracyjnej. Wszystkie instrumenty, takie jak pęsety i nożyczki, muszą zostać poddane autoklawowaniu przed użyciem.</li>
 <li>Należy również przygotować 10 mL lodowatego APBS oraz roztwór heparyny, dodając 50 jednostek heparyny na 1 mL APBS. Roztwór należy przechowywać w lodzie. Wszystkie używane roztwory muszą być sterylne.</li>
 <li>Żabę należy znieczulić zgodnie z opisem w punkcie 3.7 i stosować te same procedury postępowania ze zwierzętami, które opisano w punkcie 5.1.</li>
 <li>Naciąć skórę nad tylną stopą, aby odsłonić grzbietową żyłę tarsalną.</li>
 <li>Napełnić pipetę Pasteura 1-2 mL roztworem APBS+heparyna.</li>
 <li>Wprowadzić „szklaną igłę” do żyły i rozpocząć pobieranie krwi, powoli aspirując ją ustami. Ważne jest, aby w „szklanej igle” znajdował się roztwór APBS+heparyna, co zapobiegnie krzepnięciu krwi i zapchaniu się końcówki igły.</li>
 <li>Z jednej żaby o średniej wielkości można uzyskać od 1 do 2 mL krwi.</li>
 <li>Małe nacięcie na nodze żaby nie wymaga zaszycia, a rana goi się w ciągu jednego tygodnia.</li>
 <li>Krew wirować przy 1,000 rpm przez 10 min w temperaturze 4°C.</li>
 <li>Usunąć supernatant i przemyć komórki raz 10 mL zimnego APBS.</li>
 <li>Nanieść 2 mL krwi (1-5 x 106 komórek) na 1 mL ficoll Histopaque 1.077 (Sigma), uprzednio ogrzanego do temperatury pokojowej, w celu oddzielenia leukocytów krwi od erytrocytów.</li>
 <li>Wirować przez 20 min przy 1,000 rpm w temperaturze pokojowej bez hamowania, a następnie zebrać pierścień leukocytów.</li>
 <li>Komórki przemyć dwa razy APBS poprzez wirowanie przy 1,400 rpm przez 10 min w temperaturze 4°C, aby usunąć pozostałości ficollu.</li>
 <li>Na tym etapie komórki są gotowe do barwienia przeciwciałami do analizy cytometrycznej lub do wykorzystania w testach hodowli in vitro.</li>
</ol>
8. Test transplantacji guza
<ol>
 <li>Na około tydzień przed eksperymentem rozmrozić nową partię komórek nowotworowych 15/0 i upewnić się, że komórki dobrze rosną. Pożywka hodowlana została krótko opisana w następnej sekcji oraz bardziej szczegółowo w 3.</li>
 <li>Namnożyć komórki nowotworowe 15/0.</li>
 <li>W dniu eksperymentu policzyć komórki i określić stopień obumarcia komórek metodą wykluczania błękitu trypanu. Odsetek komórek martwych powinien być mniejszy niż 5%. Przemyć komórki 1X w zimnym APBS i odwirować przy 1,000 rpm w temperaturze 4°C przez 10 min.</li>
 <li>Resuspendować komórki w pożywce do hodowli nowotworów w zagęszczeniu 5 x 105 komórek 15/0 na 300 μL.</li>
 <li>Przeszczepić 5 x 105 komórek w objętości 300 μL na żabę poprzez wstrzyknięcie podskórne za pomocą igły 25 G o długości 5/8 po jednej stronie grzbietu zwierzęcia.</li>
 <li>Wzrost nowotworu rozpocznie się w ciągu 2-3 tygodni po indukcji guza. Należy odnotować moment pojawienia się guza i zapisywać objętość nowotworu co 2-3 dni. Objętość nowotworu (wysokość X długość X szerokość) mierzy się za pomocą suwmiarki.</li>
 <li>Gdy nowotwór osiągnie objętość 3,500 mm3 lub gdy żaba stanie się letargiczna, należy przeprowadzić eutanazję, aby zapobiec cierpieniu zwierzęcia.</li>
</ol>
9. Potrzebne odczynniki:
<ul>
 <li>Fosforanowy bufor solny dla płazów (APBS): 6,6 g/L NaCl, 1,15 g/L Na2HPO4, 0,2 g/L KH2PO. pH dostosowano do 7,5 przy użyciu 10N NaOH, a następnie sterylizowano przez filtr 0,2 μm.</li>
 <li>Metanosulfonian tricainy (TMS, MS-222) (Crescent Research Chemicals CAS#886-86-2).</li>
 <li>Wodorowęglan sodu (Fisher Scientific S-233-500).</li>
 <li>Histopaque-1077 (Sigma-Aldrich 10771-100 mL)</li>
 <li>Sól sodowa heparyny (Sigma-Aldrich H3149-50KU)</li>
 <li>Pożywka hodowlana dla guzów Xenopus 15/0 [szczegóły w punkcie 3]: 1 L podstawowej pożywki Iscove DMEM (Gibco-Invitrogen 11965) z 10 mL insuliny, 10 mL nieistotnych aminokwasów, 10 mL penicyliny-streptomycyny; 10 μg/mL kanamycyny; 3 mL primatone (Sheffield Products Division), 1 mL β2-merkaptoetanolu oraz 3,02 g NaHCO3 w wodzie (pH 7,0). Pożywkę tę rozcieńczono do osmolarity płazów poprzez dodanie 30% wody dwukrotnie destylowanej i uzupełniono o 5% płodowej surowicy bydlęcej, 20% supernatantu z linii komórkowej A6 nerek Xenopus oraz 0,25% normalnej surowicy Xenopus.</li>
</ul>
10. Reprezentatywne wyniki
<img src="/files/ftp_upload/2026/2026fig1.jpg" alt="Porównanie próbek histologicznych, obraz mikroskopowy, analiza morfologii tkanki, skala 5 mm." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
 Rysunek 1. Analiza stereomikroskopowa odrzucenia przeszczepu skóry 12 dni po transplantacji. Klonowana żaba LG-6 otrzymała przeszczep skóry od (A) identycznego pod względem MHC osobnika LG-6 (brak odrzutu) lub (B) niezwiązanego genetycznie dawcy z odmiennym MHC (odrzut w 80%). Strzałki wskazują srebrzyste komórki pigmentowe – irydofory, które wyznaczają zdrową (nieodrzuconą) tkankę przeszczepioną. (*) Znak pozostawiony przez pęsetę, niezwiązany z procesem odrzucania.
<img src="/files/ftp_upload/2026/2026fig2.jpg" alt="Wykresy wzrostu objętości guza po transplantacji; porównanie metod leczenia; analiza wykresu liniowego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
 Rycina 2. Gp96 wspomaga prezentację krzyżową antygenów nowotworowych u Xenopus. PL LG-15 (5 x 105) inkubowano przez 1 hr w lodzie z APBS (kontrola negatywna), 1 μg rekombinowanego gp96 oczyszczonego z hodowli E. Coli lub 1 lub 0,5 μg gp96 oczyszczonego z tkanki guza 15/0. Po 3 przemyciach komórki przeniesiono adoptywnie do dorosłych biorców LG-15 (1 x 106/osobnik). Trzy dni później, żywe komórki guza 15/0 (5 x 105) przeszczepiono drogą wstrzyknięcia s.c. Każda krzywa przedstawia kinetykę wzrostu guza u jednej żaby. Monitorowano dni po wyzwaniu, w których po raz pierwszy pojawiły się guzy, a wielkość guza określano okresowo za pomocą suwmiarki (długość x szerokość x grubość).

<ol><li>Kobel, H. R., Pasquier, D. u, L, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperdiploid+species+hybrids+for+gene+mapping+in+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Hyperdiploid species hybrids for gene mapping in Xenopus.</a> Nature. 279, 157-158 (1979).</li>
<li>Robert, J., Menoret, A., Basu, S., Cohen, N., Srivastava, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetic+conservation+of+the+molecular+and+immunological+properties+of+the+chaperones+gp96+and+hsp70%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Phylogenetic conservation of the molecular and immunological properties of the chaperones gp96 and hsp70.</a> Eur J Immunol. 31, 186-195 (2001).</li>
<li>Robert, J., Gantress, J., Cohen, N., Maniero, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xenopus+as+an+experimental+model+for+studying+evolution+of+hsp--immune+system+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Xenopus as an experimental model for studying evolution of hsp--immune system interactions.</a> Methods. 32, 42-53 (2004).</li>
<li>Chardonnens, X., Pasquier, D. u, L, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+skin+allograft+tolerance+during+metamorphosis+of+the+toad+Xenopus+laevis%3A+a+possible+model+for+studying+generation+of+self+tolerance+to+histocompatibility+antigens%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Induction of skin allograft tolerance during metamorphosis of the toad Xenopus laevis: a possible model for studying generation of self tolerance to histocompatibility antigens.</a> Eur J Immunol. 3, 569-573 (1973).</li>
<li>Du Pasquier, L., Bernard, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+suppression+of+the+allogeneic+histocompatibility+reactions+during+the+metamorphosis+of+the+clawed+toad+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%22%5BJournal%5D)">Active suppression of the allogeneic histocompatibility reactions during the metamorphosis of the clawed toad Xenopus.</a> Differentiation. 16, 1-7 (1980).</li>
<li>Ramanayake, T., Simon, D. A., Frelinger, J. G., Lord, E. M., Robert, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+study+of+T-cell+responses+to+skin+alloantigens+in+Xenopus+using+a+novel+whole-mount+immunohistology+method%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">In vivo study of T-cell responses to skin alloantigens in Xenopus using a novel whole-mount immunohistology method.</a> Transplantation. 83, 159-166 (2007).</li>
<li>Robert, J., Ramanayake, T., Maniero, G. D., Morales, H., Chida, A. S., S, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetic+conservation+of+glycoprotein+96+ability+to+interact+with+CD91+and+facilitate+antigen+cross-presentation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Phylogenetic conservation of glycoprotein 96 ability to interact with CD91 and facilitate antigen cross-presentation.</a> J Immunol. 180, 3176-3182 (2008).</li>
<li>Robert, J., Gantress, J., Rau, L., Bell, A., Cohen, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minor+histocompatibility+antigen-specific+MHC-restricted+CD8+T+cell+responses+elicited+by+heat+shock+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Minor histocompatibility antigen-specific MHC-restricted CD8 T cell responses elicited by heat shock proteins.</a> J Immunol. 168, 1697-1703 (2002).</li>
<li>Morales, H., Robert, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+and+in+vitro+techniques+for+comparative+study+of+antiviral+T-cell+responses+in+the+amphibian+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Proced+Online%22%5BJournal%5D)">In vivo and in vitro techniques for comparative study of antiviral T-cell responses in the amphibian Xenopus.</a> Biol Proced Online. 10, 1-8 (2008).</li>
<li>Maniero, G. D., Robert, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetic+conservation+of+gp96-mediated+antigen-specific+cellular+immunity%3A+new+evidence+from+adoptive+cell+transfer+in+xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Phylogenetic conservation of gp96-mediated antigen-specific cellular immunity: new evidence from adoptive cell transfer in xenopus.</a> Transplantation. 78, 1415-1421 (2004).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Płaz z rodzaju Xenopus stanowi wyjątkowy i wszechstronny niemammalny model do badania odporności. Jego szerokie zastosowanie w badaniach biomedycznych i immunologicznych doprowadziło do opracowania wielu ważnych narzędzi badawczych, takich jak zdefiniowane przez MHC klony LG-6 i LG-15, a także różnych linii komórkowych i przeciwciał monoklonalnych. Wykorzystując te narzędzia, opracowaliśmy różne testy in vitro i in vivo w celu zbadania zdolności białek szoku cieplnego, takich jak gp96, do pośre...

<table><tbody><tr><td>&lt;silny&gt;Wymagane odczynniki:&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>bufor fosforanowy dla płazów (APBS): </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl, 1,15 g/L </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 0,2 g/L </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10N NaOH </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metanosulfonian trykainy (TMS, MS-222) </td><td>Crescent Research Chemicals</td><td>CAS#886-86-2</td><td></td></tr><tr><td>Węglan sodu(IV) </td><td>Fisher Scientific</td><td>S-233-500</td><td></td></tr><tr><td>Histopaque-1077</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10771</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>Sól sodowa heparyny </td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3149-50KU</td><td></td></tr><tr><td>Pożywka dla guzów Xenopus 15/0 [szczegóły w punkcie 3]:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>podstawowa pożywka Iscove DMEM</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>11965</td><td></td></tr><tr><td>Insulina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aminokwasy nieessentialne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Penicylina-streptomycyna </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kanamycyna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Primatone</td><td>Dział Produktów Sheffield</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&amp;#946;2-merkapto&amp;#8211;etanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>30% dwukrotnie destylowana woda </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5% płodowej surowicy bydlęcej</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>20% supernatantu z linii komórkowej A6 nerki Xenopus </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,25% normalnego surowicy Xenopus</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;silny&gt;Materiały i sprzęt:&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylne probówki stożkowe do wirowania o pojemności 50 i 15 ml</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylne igły Precision Glide 25 G 5/8"</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>igła 18 G 1&amp;frac12; sterylne igły Precision Glide</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylna strzykawka tuberkulinowa 1 ml z końcówką typu slip tip</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylna strzykawka 10 ml z końcówką typu Slip Tip</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Probówki do mikrowirówki 1,5 ml (sterylne)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterylne polistyrenowe płytki Petriego 60 x 15 mm</td><td>Falcon BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żyletki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>szkiełka przedmiotowe premium 25 x 75 mm x 1 mm </td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>szklane szalki Petri o średnicy 10 cm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>9&quot; Jednorazowe pipety Pasteura Durex z borokrzemianowego szkła z bawełnianym czopem</td><td>VWR international</td><td></td><td></td></tr><tr><td>przewody Tygon</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dwie igły szwajcarskie typu Jeweler nr 5&amp;rsquo;Pinceta</td><td>Miltex Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikrosekcyjne nożyczki sprężynowe McPherson-Vannas z prostą krawędzią tnącą 6 mm</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>suwmiarka Helios </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iluminator o wysokiej intensywności</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Komora odczytowa (hemacytometr)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Palnik Bunsena</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>37&amp;#x00B0;inkubator wytrząsowy C</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

porównawcze badanie in vivo przymiotności adiuwantowej gp96 u żaby xenopus laevis

Comparative in vivo Study of gp96 Adjuvanticity in the Frog Xenopus laevis

Opracowaliśmy u płazów Xenopus laevis unikalny model niemammalny do badania zdolności niektórych białek szoku cieplnego (hsp), takich jak gp96, do ułatwiania krzyżowej prezentacji antygenów opiekuńczych oraz wywoływania wrodzonych i adaptacyjnych odpowiedzi limfocytów T. Odrzucanie przeszczepów skóry u Xenopus stanowi doskonałą platformę do badania zdolności gp96 do wywoływania klasycznych odpowiedzi limfocytów T ograniczonych przez MHC klasy Ia (klasa Ia). Ponadto model Xenopus stanowi atrakcyjną alternatywę dla myszy w badaniu zdolności gp96 do generowania odpowiedzi przeciwko guzam, które obniżyły ekspresję cząsteczek klasy Ia, unikając w ten sposób nadzoru immunologicznego. Niedawno opracowaliśmy test adoptywnego transferu komórek u klonów Xenopus, wykorzystując leukocyty otrzewnowe jako komórki prezentujące antygen (APC), i wykazaliśmy, że gp96 może indukować odpowiedzi limfocytów T CD8 in vivo przeciwko mniejszym antygenom histokompatybilności skóry, a także przeciwko guzowi grasicy Xenopus 15/0, który nie wykazuje ekspresji cząsteczek klasy Ia. Opisujemy tutaj metodologię niezbędną do przeprowadzenia tych testów, w tym pobieranie, pulsowanie i adoptywny transfer leukocytów otrzewnowych, a także testy przeszczepiania skóry i guzów. Opisujemy również pobieranie i separację leukocytów krwi obwodowej wykorzystywanych w cytometrii przepływowej oraz testach proliferacji, co pozwala na dalszą charakterystykę populacji efektorowych zaangażowanych w odrzucanie skóry i odpowiedzi przeciwnowotworowe.

Żaba Xenopus laevis stanowi atrakcyjną, niemammalijną alternatywę modelu badawczego do analizy zdolności białek szoku termicznego, takich jak gp96, do promowania swoistych dla antygenu odpowiedzi limfocytów T CD8. Przedstawiamy metody badania in vivo wspomagania cross-prezentacji antygenów skóry i nowotworów przez gp96.

Porównawcze badanie in vivo przymiotności adiuwantowej gp96 u żaby Xenopus laevis

Opracowaliśmy u płaza Xenopus laevis unikalny model niemammalny do badania zdolności niektórych białek szoku cieplnego (hsp), takich jak gp96, do...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zbadanie ewolucyjnej konserwacji zdolności białka szoku cieplnego GP96 do promowania swoistych dla antygenu odpowiedzi limfocytów T CD8 u żaby Xenopus laevis. Jest to realizowane poprzez wstępne pobranie leukocytów otrzewnowych za pomocą płukania otrzewnej. Drugim krokiem procedury jest pulsowanie leukocytów otrzewnowych białkiem GP96 pochodzącym z guza, które pełni rolę chaperonu dla antygenów mniejszościowych i nowotworowych, po inkubacji i przemyciach.Leukocyty otrzewnowe są transferowane adoptywnie poprzez wstrzyknięcie do jamy otrzewnowej u naiwnych żab w celu uwrażliwienia tych zwierząt na antygeny nowotworowe lub mniejsze antygeny histocompatybilności. Trzecim krokiem procedury jest wykonanie przeszczepu skóry lub wywołanie wyzwania nowotworowego u uwrażliwionych żab oraz monitorowanie momentu odrzucenia przeszczepu skóry lub pojawienia się nowotworu. Ostatnim etapem procedury jest pobranie krwi obwodowej w celu charakterystyki limfocytów T zaangażowanych w odpowiedzi przeciwnowotworową oraz odrzucanie przeszczepu skóry.Ostatecznie można uzyskać wyniki wykazujące znaczne przyspieszenie odrzucenia przeszczepu skóry, a także opóźnienie w pojawieniu się guza u żab uwrażliwionych za pomocą GP 96 odpowiednio w testach przeszczepiania skóry i testach wywoływania nowotworów. Cześć, jestem Christina Koska z laboratorium dr Jacque Robert w Katedrze Mikrobiologii i Immunologii w University of Rochester Medical Center. Jestem Tanya Cruz, również z laboratorium dr Rivera.Dzisiaj przedstawimy procedurę przygotowania żab klonalnych poprzez adopcyjny transfer leukocytów otrzewnych, a następnie testy przeszczepiania skóry i transplantacji guzów. Dodatkowo pokażemy, jak pobierać krew obwodową od tych zwierząt. Stosujemy tę procedurę w naszym laboratorium, aby zbadać zdolność białka szoku cieplnego GP 96 do promowania antygenowo swoistych komórek CDAT u Xenopus laevis, a także aby zbadać zaangażowane w ten proces typy komórek.Zacznijmy zatem. Żaby wykorzystane w naszych eksperymentach to klony izogeniczne z naszej kolonii hodowlanej na Uniwersytecie w Rochester. Aby wywołać migrację leukocytów otrzewnych (pls) w celu ich pobrania, należy użyć igły 25G 5/8 do wstrzyknięcia znieczulonej żabie do jamy otrzewnej preparatu z zabitym termicznie E. coli. Trzy dni po iniekcji leukocyty otrzewne są pobierane za pomocą płukania otrzewnej.Aby rozpocząć tę procedurę, należy zdezynfekować brzuch znieczulonej żaby niewielką ilością 70% ethanol. Następnie, używając igły o rozmiarze 18 G i długości 1,5, należy wstrzyknąć do jamy otrzewnowej pięć mililitrów sterylnego roztworu soli fosforanowej dla płazów (PBS) podgrzanego do temperatury pokojowej. Po wyjęciu igły należy delikatnie masować żabę przez minutę, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie wstrzykniętego buforu w płynie w jamie ciała.Następnie wprowadź nową igłę 18 G o długości 1,5 bez strzykawki do jamy brzusznej żaby. Unikając naczyń krwionośnych, zbierz płyn otrzewnowy, który będzie ściekał z nasady igły do czystej probówki stożkowej o pojemności 50 mililitrów. Po pobraniu pls należy upewnić się, że odzyskano jak największą część początkowej objętości iniekcji.Umieść żabę w pojemniku z płytką wodą, aż się obudzi, po czym można ją przenieść z powrotem do klatki. Po zebraniu pls odwiruj je w wirówce przy 1000 RPM przez 10 minut w temperaturze czterech stopni Celsius, usuń sup, natant i resus. Resuspenduj pls w zimnym A PBS.Przenieś ZAWIESINĘ plazmy do 1,5 mililitrowej probówki typu mikro. Aby pulsować PLS za pomocą GP 96, dodaj odpowiednią ilość GP 96 do plazmy i wymieszaj poprzez pipetowanie. Inkubuj na lodzie przez jedną godzinę; po upływie godziny.Wirować komórki z prędkością 14 000 RPM przez jedną minutę. W celu usunięcia niezwiązanego GP 96 odpirować nadsącz. Dodać zimny A PBS i resuspendować.Ponownie odwiruj PLS w wirówce. Przemyj S zimnym A-P-B-S-A łącznie trzy razy, aby upewnić się, że po ostatnim przemyciu nie pozostało żadne G 96. Ponownie zawieś pulsacyjne pls w stężeniu 5×10⁵ pls na 300 µL PBS w celu adoptywnego transferu pls do naiwnych biorców LG six.Wstrzyknij do jam ciała 300 µL pulsacyjnego pls na każde zwierzę. Żaby muszą zostać przygotowane co najmniej trzy dni przed eksperymentami z przeszczepem skóry lub wyzwaniem nowotworowym, które zostaną przedstawione w dalszej części. Skórę do przeszczepu pobiera się od znieczulonej żaby dawcy LG 15.Za pomocą nożyczek wyciąć i usunąć mały fragment skóry brzusznej, która ma srebrzysty wygląd. Ze względu na obecność ARI należy uważać na cztery pigmentowe komórki podczas manipulowania przeszczepem. Kluczowe jest ograniczenie manipulacji tkanką do minimum, ponieważ może to spowodować uszkodzenie przeszczepu.Bardzo delikatnie chwyć skórę pęsetą i umieść ją w szalce Petriego zawierającej zimny A PBS. Utrzymuj szalkę Petriego w odpowiednich warunkach. Umieść skórę na nowym szkiełku przedmiotowym i za pomocą żyletki wytnij pojedyncze przeszczepy w kawałki o wymiarach 5 mm na 5 mm.Przechowywać fragmenty w PBS w lodzie do czasu przeszczepienia skóry na żabę biorcę LG six. Najpierw wykonać niewielkie nacięcie na skórze grzbietowej znieczulonego biorcy. Następnie wprowadzić przeszczep o wymiarach 5 mm na 5 mm pod skórę, stroną srebrzystą do góry.Należy odnotować ślady po nożyczkach i pincetach na przeszczepach, ponieważ nie są one uznawane za odrzucenie przeszczepu. Gdy ocena rozpocznie się 24 godziny później, z miejsca przeszczepu należy usunąć fragment nakładającej się skóry biorcy. Za pomocą nożyczek należy wyciąć otwór wokół przeszczepu, aby umożliwić jego swobodną wizualizację.Należy uważać, aby nie dotykać skóry dawcy i nie doprowadzić do krwawienia. Natychmiast rozpocząć dokumentowanie przeszczepu, wykonując szkic. Przeszczep skóry.Odrzucenie określa się na podstawie procentowego stopnia zniszczenia aridolu na przeszczepionej skórze. Przeszczep należy sprawdzać co dwa do trzech dni pod mikroskopem stereoskopowym. Komórki nowotworowe przygotowuje się do transplantacji poprzez resuspensję, zawieszając je w pożywce do hodowli nowotworu w zagęszczeniu 5 × 10⁵ komórek na 300 µL.Przeszczep komórki poprzez wstrzyknięcie podskórne po jednej stronie grzbietu zwierzęcia. Każdej żabie wstrzykuje się 5 × 10⁵ komórek w objętości 300 µL. Wzrost guza rozpocznie się w ciągu dwóch do trzech tygodni po indukowaniu nowotworu.Należy odnotować początkowy wygląd guza. Za pomocą suwmiarki należy zmierzyć wymiary guza i co dwa do trzech dni zapisywać jego objętość przed pobraniem leukocytów z krwi żaby. Igły szklane należy przygotować poprzez wyciąganie rurek kapilarnych nad płomieniem.Po zaostrzeniu końcówki pipety pod mikroskopem stereo, należy połączyć pipetę z plastikową rurką do aspiracji. Aby rozpocząć pobieranie krwi, należy naciąć skórę nad tylną stopą znieczulonej żaby, aby odsłonić grzbietową żyłę kostki. Szklaną igłę należy napełnić od 1 do 2 ml lodowatego roztworu PBS z dodatkiem heparyny.Następnie należy wprowadzić szklaną igłę do żyły i rozpocząć pobieranie krwi, powoli aspirując ją ustami. Od jednej żaby o przeciętnej wielkości można uzyskać od 1 do 2 ml krwi. Małego nacięcia na nodze żaby nie trzeba zszywać.Rana zagoi się w ciągu tygodnia. Przedstawiono tutaj wyniki analizy stereomikroskopowej odrzucenia przeszczepu skóry 12 dni po transplantacji. U żaby LG six z klonu, która otrzymała przeszczep skóry od donora LG six o identycznym MHC, nie stwierdzono odrzutu.Gwiazdka oznacza pęsetę markerową, a nie odrzucenie przeszczepu. W przeciwieństwie do tego, u klonowanej żaby LG six, która otrzymała przeszczep skóry od niedopasowanego pod względem MHC dawcy z linii outbred, obserwuje się 80% odrzucenia. Na obu zdjęciach strzałki wskazują srebrzyste, irydoforyczne komórki pigmentowe, które oznaczają zdrowe, nieodrzucone tkanki przeszczepione.W kolejnym eksperymencie komórki LG 15 zostały poddane impulsom elektrycznym z użyciem albo PBS jako kontroli negatywnej, rekombinowanego białka GP 96 oczyszczonego z hodowli e coli, albo białka GP 96 oczyszczonego z komórek tkanki guza 15 zero. Następnie zostały one adoptywnie przeniesione do dorosłych biorców LG 15, a trzy dni później żywe komórki guza 15 zero wszczepiono drogą podskórną. Monitorowano guzy, które pojawiły się po określonej liczbie dni od wyzwania, a wielkość guza mierzono okresowo. Na tych wykresach każda krzywa przedstawia kinetykę wzrostu guza u jednej żaby. Wyniki pokazują, że zwierzęta poddane primingowi z użyciem 0,5 lub 1 µg GP 96 wykazały znaczące opóźnienie w pojawieniu się guza w porównaniu z grupami kontrolnymi. Zatem GP 96 ułatwia prezentację krzyżową antygenów nowotworowych u Xenopus.Właśnie zaprezentowaliśmy sposób badania zdolności GP 96 do prezentowania zarówno antygenów mniejszościowych, jak i nowotworowych u żaby xap lavis za pomocą testów przeszczepu skóry i transplantacji guza. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, aby nie pobierać płynu z płukania otrzewnej w przypadku uszkodzenia naczynia krwionośnego, ponieważ większość komórek stanowiłyby wówczas erytrocyty, a nie makrofagi. Ważne jest również, aby podczas manipulowania przeszczepem skóry nie ściskać tkanki pęsetą, aby uniknąć jej uszkodzenia.To wszystko. Dziękujemy za umycie sprzętu i życzymy powodzenia w eksperymentach.

comparative-vivo-study-gp96-adjuvanticity-frog-xenopus

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Porównawcze in vivo Badanie adjuvantyczności gp96 w żabie Xenopus laevis

W tym filmie zaprezentowano indukcję oraz ocenę kliniczną modelu zwierzęcego stwardnienia rozsianego: przewlekłego nawracającego eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia u szczurów linii DA. Choroba, wywołana immunizacją szczurów emulsją zawierającą cały rdzeń kręgowy szczura i pełny adiuwant Freunda, wykazuje objawy kliniczne przypominające przebieg choroby u ludzi.

Indukcja i ocena kliniczna przewlekłej postaci nawrotowej eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia

Niektóre szczepy myszy są odporne na indukcję eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mielnowodnego (EAE) za pomocą podstawowego białka mieliny. Opisano tutaj prosty protokół immunizacji, który przełamuje tę brak reakcji i indukuje chorobę porażenną u kilku typowych szczepów myszy odpornych na EAE.

Przełamanie braku reakcji u szczepów myszy odpornych na eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia (EAE) poprzez transfer adopcyjny i stymulację antygenową

Ten film demonstruje skuteczną technikę homogenizacji w celu wygenerowania emulsji antygenowo-adiuwantowej do wywołania eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia (EAE) w modelu mysim. Emulsja zawiera autoantygen — glikoproteinę mielinową oligodendrocytów (MOG) — w fazie wodnej, otoczoną ciągłą fazą olejową zawierającą inaktywowane bakterie chorobotwórcze. Emulsja zapewnia przedłużone uwalnianie antygenów w celu przedłużenia odpowiedzi immunologicznej.

Przygotowanie emulsji z adiuwantem antygenowym w celu wywołania autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia

Geny niezbędne do przetrwania stanowią techniczne przeszkody w tworzeniu linii mutantów. Skakanie pozwala uniknąć śmiertelności, łącząc edycję genomu z przeszczepem pierwotnych komórek rozrodczych w celu stworzenia zwierząt typu dzikiego z mutacjami linii zarodkowej. Leapfrogging pozwala również na efektywne generowanie homozygotycznych mutantów zerowych w pokoleniu F1. Tutaj pokazany jest etap przeszczepu.

Przeszczep pierwotnych komórek rozrodczych w celu przeskoku opartego na CRISPR/Cas9 w Xenopus

Kijanki Xenopus oferują unikalną platformę do badania funkcji układu nerwowego in vivo. Opisano metodologie oceny przetwarzania informacji węchowych u żywych larw Xenopus w normalnych warunkach chowu lub po urazie.

Ocena funkcjonalna szlaków węchowych u żyjących kijanek ksenopusa

Rozwój testu interferon-gamma ELISpot dla PBMC świnek morskich pozwala na scharakteryzowanie odpowiedzi limfocytów T w tym bardzo istotnym modelu do badania chorób zakaźnych. Zastosowaliśmy test do pomiaru odpowiedzi limfocytów T związanych z śródskórnym dostarczaniem szczepionek DNA.

Zoptymalizowany test ELISpot interferonu gamma do pomiaru odpowiedzi limfocytów T w modelu świnki morskiej po szczepieniu

Ten protokół ma na celu pokazanie, jak mikrowstrzykiwać mieszaninę DNA/DOTAP do pąków ocznych jednodniowych zarodków Xenopus laevis, oraz jak obrazować i rekonstruować indywidualne zielone białko fluorescencyjne (GFP) wyrażające aksonalne trzpienie wzrokowe w tektalnych śródmózgowiu nienaruszonych, żyjących kijanek Xenopus.

Mikroiniekcja DNA do zawiązków ocznych w zarodkach Xenopus laevis i obrazowanie GFP wyrażającego altanki aksonalne wzrokowe w nienaruszonych, żywych kijankach Xenopus

Protokół przedstawia szczegółowe metody oceny, czy adiuwant nanoemulsji ofiopogoniny D wspomaga skuteczne komórkowe odpowiedzi immunologiczne.

In vitro Ocena aktywności komórkowej adiuwantu szczepionki nanoemulsyjnej ofiopogoniny D

Aby wywołać eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia, zwierzęcy model stwardnienia rozsianego, myszy są immunizowane emulsją typu woda w oleju zawierającą autoantygen i kompletny adiuwant Freunda. Chociaż istnieje kilka protokołów przygotowania tych emulsji, tutaj przedstawiono szybki, prosty i ustandaryzowany protokół homogenizacji do przygotowania emulsji.

Szybka, prosta i standaryzowana metoda homogenizacji do przygotowania emulsji antygenowych/adiuwantowych do wywołania eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia

Prezentowany tutaj jest skuteczny protokół szybkiej perfuzji krwi do przygotowania próbek tkanek od afrykańskich żab szponiastych do badań transkryptomicznych i proteomicznych.

Skuteczna szybka perfuzja krwi w Xenopus

Tutaj prezentujemy alternatywny protokół aktywnego wywoływania eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia u myszy C57BL/6, przy użyciu immunogennej epitopowej oligodendrocytów glikoproteiny mielinowej (MOG)35-55 zawieszonej w niekompletnym adiuwancie Freunda zawierającym zabity termicznie Mycobacterium avium subspecies paratuberculosis.

Działanie adiuwantowe Mycobacterium paratuberculosis w zwiększaniu immunogenności autoantygenów podczas eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia kręgowego

Poznaj metodę badania roli białka gp96 w aktywacji limfocytów T CD8 u żaby Xenopus laevis. Technika obejmuje adoptywny transfer leukocytów oraz testy odrzucania przeszczepów skóry i wzrostu guzów.

Porównawcze badanie in vivo przymiotności adiuwantowej gp96 u żaby Xenopus laevis

Przeglądaj więcej filmów