Name: Test fluorescencyjny na bazie gramicydyny; do określania potencjału małych cząsteczek do modyfikowania właściwości dwuwarstw lipidowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-10-13T10:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
Description: Poznaj fluorescencyjny test na bazie gramicydyny do oceny wpływu małych cząsteczek na właściwości dwuwarstw lipidowych. Ta metoda umożliwia badanie dynamiki błon komórkowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Michaelowi J. Bruno, Raddie Rusinovej i Jonowi T. Sackowi za wiele inspirujących dyskusji. Wsparcie finansowe zapewnili NIH, grant R01GM021342 oraz dodatek ARRA R01GM021342-35S1, a także Josiah Macy, Jr. Foundation dla OSA; program Tri-I CMB dla HII oraz The Iris L. and Leverett S. Woodworth Medical Scientist Fellowship i grant NIH MSTP GM07739 dla RK.

1. Generowanie liposomów wypełnionych ANTS
<ol>
 <li>W dniu 1. usuń rozpuszczalnik organiczny z lipidów.</li> 
	<li>Wyjmij lipidy z zamrażarki i pozostaw je do wyrównania temperatury do temperatury pokojowej.</li> 
	<li>Do kolby okrągłodennej o pojemności 25 mL dodaj 0,6 mL roztworu lipidów (1,2-dierucoyl-sn-glycero-3-phosphocholine) o stężeniu 25 mg/mL w chloroformie.</li> 
	<li>Ciągle obracaj kolbą podczas suszenia pod strumieniem azotu, aż cały chloroform odparuje, a całą dolną połowę kolby pokryje cienka biała warstwa lipidów.</li> 
	<li>Susz w deskryka-torze pod próżnią przez noc.</li>
</ol>
<ol>
 <li>W drugim dniu należy przygotować próbkę z fluoroforem, który zostanie wbudowany w pęcherzyki.</li> 
	<li>Rehydratować w 10 mM NaNO33, 25 mM ANTS (sól sodowa), 10 mM HEPES. Użyć HNO3 lub NaOH w celu dostosowania pH do 7,0. Każda cząsteczka ANTS posiada 2 Na+, dla całkowitego stężenia 150 mM [Na+ ]+]. Dodać 1,671 ml elektrolitu, aby otrzymać zawiesinę lipidową o stężeniu 10 mM.</li> 
	<li>Szczelnie zamknąć Parafilmem i dokładnie wymieszać wstrząsarce typu vortex.</li> 
	<li>Osłoń próbkę od światła za pomocą folii i pozostaw do inkubacji w temperaturze pokojowej przez noc.</li>
</ol>
<ol>
 <li>W dniu 3. przygotuj duże jednowarstwowe pęcherzyki (LUV) i usuń cały fluorofor zewnątrz pęcherzyków.</li> 
	<li>Poddaj próbkę sonikacji przez 1 min w sonikatorze o niskiej mocy.</li> 
	<li>Próbkę zamrażaj i rozmrażaj 5-6 razy, za każdym razem pozostawiając ją na 5 minut na suchym lodzie i na 5 minut w ciepłej (~50 °C) wodzie.</li> 
	<li>Przepuść zawiesinę lipidową przez mini-ekstruder Avanti. Skonfiguruj mini-ekstruder, stosując filtr poliwęglanowy 0,1 μm oraz podpory filtra (szczegóły znajdują się w instrukcji ekstrudera). Przepuszczaj zawiesinę w przód i w tył 21 razy, tak aby zawiesina ostatecznie znalazła się w przeciwległej strzykawce. Przy ekstrudowaniu wielu partii pamiętaj, aby zawsze ładować próbki tą samą strzykawką. Podczas ekstrudowania mętna początkowa zawiesina lipidowa powinna stać się prawie przezroczysta (nadal będzie żółta ze względu na fluorofor ANTS). Jeśli ekstrudowanie nagle stanie się łatwiejsze i przesunięcie zawiesiny przez filtr będzie wymagało mniejszego nacisku, filtr mógł pęknąć i będzie wymagał wymiany.</li> 
	<li>Usuń zewnętrzny ANTS, przepuszczając wyekstrudowaną zawiesinę przez kolumnę odsalania PD-10 zgodnie z protokołem grawitacyjnym. Równoważ kolumnę za pomocą 20-30 mL buforu sodowego (140 mM NaNO3, 10 mM HEPES, pH 7,0; pamiętaj o użyciu HNO3 lub NaOH do regulacji pH). Dodaj 1,5 mL wyekstrudowanej zawiesiny lipidowej do kolumny i poczekaj, aż wsiąknie. Doprowadź całkowitą objętość próbki do 2,5 mL, dodając 1 mL buforu sodowego. Po całkowitym wchłonięciu buforu przez kolumnę i ustaniu wycieków, eluj liposomy za pomocą 3 mL buforu sodowego i zbierz otrzymaną próbkę. Otrzymany roztwór zapasowy LUV wypełnionych ANTS powinien zawierać około 4-5 mM lipidów i mieć przeźroczysty, mleczno-biały wygląd. Chroniąc próbkę przed światłem, owiń ją folią.</li> 
	<li>Jeśli roztwór zapasowy nie zostanie użyty natychmiast, przechowuj go w temperaturze 13 °C przez maksymalnie 7 dni. Ostrzeżenie: nie zamrażaj ani nie schładzaj roztworu lipidowego poniżej temperatury przejścia z fazy ciekłej w krystaliczną (~12 °C), ponieważ zniszczy to integralność pęcherzyków i spowoduje wyciek fluoroforu.</li>
</ol>
2. Przygotowanie roztworu fluorescencyjnego
<ol>
 <li>Na 24 godziny przed użyciem rozcieńczyć liposomy i inkubować z gramicydyną (w temperaturze 13 °C). Równowaga gramicydyny między wewnętrzną i zewnętrzną monowarstwą pęcherzyków lipidowych jest procesem powolnym i wymaga długiej inkubacji.</li>> 
	<li>Dokładnie wymieszać roztwór zapasu LUV wypełnionych ANTS za pomocą wortexa, ponieważ LUV mają gęstość &gt;1 g/mL i będą zatem osadzać się w roztworach.</li>> 
	<li>Zmieszać zapas LUV wypełnionych ANTS w stosunku 1:20 w buforze Na. Wszystkie liposomy przeznaczone do użycia w ciągu jednego dnia doświadczeń zmieszać razem w jednej kolbie, aby zwiększyć jednorodność próbek.</li>> 
	<li>Oddzielić 3/4 liposomów i dodać 260 nM gramicydyny uprzednio rozcieńczonej w DMSO (50 μg/mL).</li>> 
	<li>Do pozostałej 1/4 dodać taką samą objętość DMSO (bez gramicydyny), aby utrzymać stałe stężenie rozpuszczalnika we wszystkich próbkach.</li>>
</ol>
3. Konfiguracja urządzenia do fluorescencji
<ol>
 <li>Do pomiaru szybkości wygaszania fluorescencji używamy spektrofluorometru z systemem przepływu zatrzymanego (stopped-flow) Applied Photophysics SX.20 z kontrolą temperatury.</li> 
	<li>Włącz instrumenty z godzinnym wyprzedzeniem, aby umożliwić ich rozgrzanie. Komponenty obejmują: komputer, elektroniczną jednostkę sterującą, łaźnię wodną (chłodnicę i grzałkę), zasilacz lampy oraz butlę z azotem.</li> 
	<li>Ustaw warunki rejestracji za pomocą oprogramowania Pro-Data SX.</li> 
	<li>Ustaw długość fali wzbudzenia monochromatora na 352 nm, a szerokość szpary wzbudzenia na 1/1.</li> 
	<li>Do rejestracji emisji użyj filtra górnoprzepustowego λ=45 nm.</li> 
	<li>Użyj ustawienia „Pressure Hold”, które pozwala instrumentowi utrzymać ciśnienie azotu podczas rejestracji, co zapobiega oscylacjom ciśnienia (i artefaktom pomiarowym) w ciągu pierwszych kilku milisekund.</li> 
	<li>Ustaw parametr „Time” na 1 s oraz „Points” na 500.</li> 
	<li>Użyj pola powtórzeń i dostosuj liczbę pomiarów; zazwyczaj stosujemy odpowiednio 9 i 13 powtórzeń dla serii z buforem i wygaszaczem.</li> 
	<li>Temperaturę łaźni wodnej należy ustawić na 25°C; temperaturę należy monitorować w oprogramowaniu SX.</li> 
	<li>Ustaw objętość tłoczenia (drive volume) na 120 μL, co oznacza, że przy każdym pomiarze instrument miesza 60 μL z każdej z dwóch strzykawek. Przy takiej konfiguracji instrumentu objętość 120 μL zapewnia czas martwy wynoszący ≈ 1.2 ms.</li> 
	<li>Dostosuj wysokie napięcie (wzmocnienie) detektora fluorescencji tak, aby sygnał z liposomów ANTS wynosił około 8. Dla standardowej mieszaniny eksperymentalnej wzmocnienie powinno wynosić 40-420 V. Niektóre leki wykazują fluorescencję, co może prowadzić do nasycenia sygnału fluorescencji; w takich przypadkach należy zmniejszyć wzmocnienie/napięcie.</li> 
	<li>Zawsze wprowadzaj fluorescencyjną próbkę do lewej strzykawki, a bufor/wygaszacz do prawej strzykawki. Pamiętaj o dokładnym wymieszaniu na wortexie wszystkich próbek zawierających liposomy przed ich wprowadzeniem i miej na uwadze, że LUV z czasem osiadają w strzykawce.</li>
</ol>
4. Przeprowadzenie eksperymentu
<ol>
 <li>Przygotować próbkę LUV obciążonych ANTS z dodatkiem rozpuszczalnika lub związku, a następnie wprowadzić do spektrofluorometru wraz z buforem Na lub wygaszaczem Tl (50 mM TlNO3, 94 mM NaNO3, 10 mM HEPES przy pH 7.0).</li> 
	<li>Użyć 1,5 mL rozcieńczonego roztworu ANTS-LUV, z gramicydyną lub bez niej, przygotowanego w dniu poprzednim.</li> 
	<li>Dodać związek w pożądanym stężeniu lub rozpuszczalnik w przypadku prób kontrolnych. Stężenie rozpuszczalnika należy utrzymać na minimalnym poziomie i zachować stałe dla wszystkich próbek. Stężenia będą wymagały dostosowania dla każdego nowego (nieznanego) związku, aby uzyskać pożądany zakres zależności dawka-odpowiedź. Inkubować przez 10 min w temperaturze 25°C w ciemności.</li> 
	<li>Wymieszać próbkę LUV wortexie i wprowadzić do lewej strzykawki. Wprowadzić bufor Na lub wygaszacz Tl do prawej strzykawki.</li> 
	<li>Dokładnie usunąć pęcherzyki powietrza z obu próbek, przesuwając tłoki strzykawek w przód i w tył.</li> 
	<li>Przed zamknięciem zaworów upewnić się, że obie strzykawki są napełnione w równym stopniu. Nierówne napełnienie spowoduje przedwczesne zmieszanie roztworów przed dotarciem do komory pomiarowej.</li> 
	<li>W przypadku pierwszej próbki zarejestrować fluorescencję z buforem Na, powtórzyć 4 razy, dostosować wysokie napięcie (wzmocnienie) w razie potrzeby i powtórzyć 5 razy.</li> 
	<li>Dla pozostałych próbek zarejestrować 9 powtórzeń z buforem Na.</li> 
	<li>Zastąpić bufor Na wygaszaczem Tl i zarejestrować 13 powtórzeń.</li> 
	<li>Przepłukać wodą i przejść do kolejnej próbki. Jako kontrole stosujemy próbki: bez gramicydyny i z rozpuszczalnikiem, bez gramicydyny i z maksymalnym stężeniem związku oraz z gramicydyną i rozpuszczalnikiem.</li>
</ol>
5. Analiza danych
<ol>
 <li>Przenieś wyniki na komputer analityczny. Wczytaj wszystkie dane do programu MATLAB w celu ich analizy. Dla każdej próbki wczytaj wszystkie powtórzenia dla buforu i wygaszacza, pomijając cztery pierwsze w każdym przypadku, ponieważ zawierają one artefakty mieszania. Zakładając objętość napędu wynoszącą 120 μL do całkowitego usunięcia poprzedniej mieszaniny z przewodów układu stopped-flow potrzeba nieco mniej niż czterech cykli przepływu.</li> 
	<li>Powtórzenia buforu dla wszystkich próbek powinny być bardzo zbliżone. Jeśli występuje znaczna zmiana sygnału fluorescencji, która zależy od stężenia związku, może to oznaczać, że sam związek wykazuje fluorescencję i przed normalizacją próbek konieczne może być odjęcie tego dodatkowego sygnału fluorescencji.</li> 
	<li>Ręcznie przejrzyj ślady i usuń „wadliwe” powtórzenia: powtórzenia zawierające piki lub odchylenia od wielowykładniczości wynikające z artefaktów mieszania i/lub pęcherzyków powietrza.</li> 
	<li>Znormalizować powtórzenia dla gasiciela do średniej wartości początkowej powtórzeń dla buforu dla każdej próbki. Połączyć średnie wartości wszystkich próbek na jednym wykresie w celu wizualizacji.</li> 
	<li>Zapisy zarejestrowane bez dodatku gramicydyny powinny być do siebie podobne i nie wykazywać niemal żadnego gaszenia fluorescencji; może wystąpić powolny spadek sygnału fluorescencji wynikający z powolnego wycieku Tl++ przez dwuwarstwę pęcherzyków 8. Jeśli próbka bez gramicydyny i bez modyfikatora wykazuje znaczące gaszenie, oznacza to, że pęcherzyki uległy degradacji i nie powinny być dalej wykorzystywane. Jeśli próbki bez gramicydyny, ale z modyfikatorem, wykazują znaczące gaszenie, oznacza to, że modyfikator zaburza dwuwarstwę pęcherzyków w takim stopniu, że umożliwia to przenikanie fluoroforu lub wygaszacza przez dwuwarstwę.</li> 
	<li>Jeśli związek zmieni właściwości dwuwarstwy lipidowej, co zostanie wykryte przez kanały gramicydyny, przebieg fluorescencji w czasie ulegnie widocznej zmianie.</li> 
	<li>Dla każdej próbki zastosowano rozciągniętą funkcję wykładniczą <img src="/files/ftp_upload/2131/2131eg1.jpg" alt="Równanie funkcji relaksacji; analiza naukowa; absorpcja przejściowa; metoda dopasowania danych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 1"> np. 4) dopasowuje się do pierwszych 2–10 ms znormalizowanej krzywej gaszenia fluorescencji poszczególnych powtórzeń, a szybkość <img src="/files/ftp_upload/2131/2131eg2.jpg" alt="równanie szybkości w analizie zależnej od czasu; wzór: rate(t) = (β/τ₀)•(t/τ₀)^(β-1)" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2">4 obliczone w odstępie 2 ms. Średnie i odchylenia standardowe dla danej próbki obliczono na podstawie wszystkich pojedynczych powtórzeń.</li> 
	<li>Na koniec należy wyznaczyć względną zmianę szybkości gaszenia poprzez normalizację do najbliższej w czasie próbki kontrolnej zawierającej gramicydynę i pozbawionej modyfikatora.</li>
</ol>
6. Reprezentatywne wyniki
<img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig1.jpg" alt="Schemat wygaszania fluorescencji; proces emisji/wzbudzenia; układ spektroskopowy z pęcherzykami." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1: Podstawy analizy opartej na wygaszaniu fluorescencji w celu wykrywania zmian we właściwościach dwuwarstwy lipidowej. Góra po lewej: powiększenie pojedynczego pęcherzyka lipidowego z ANTS oraz NaNO23 od wewnątrz oraz NaNO3 plus TlNO3 na zewnątrz. Góra po prawej: sygnał fluorescencji zarejestrowany przy użyciu (od góry dołu) pęcherzyków wypełnionych ANTS bez wygaszacza, z wygaszaczem, z wygaszaczem i uprzednio domieszkowanych gramicydyną w stężeniach 87, 260 i 780 nM. Dół: schematyczna reprezentacja komory mieszania w układzie stopped-flow.
<img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig2.jpg" alt="Interfejs konfiguracji spektroskopii fluorescencyjnej; pomiar wzbudzenia optycznego; ustawienia akwizycji danych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> Rycina 2: Zrzut ekranu z oprogramowania Pro-Data SX przedstawiający poszczególne panele wspomniane w opisie układu doświadczalnego.
<img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig3.jpg" alt="Wykres fluorescencji w funkcji czasu; analiza stabilności, wielokrotne powtórzenia, porównywanie danych eksperymentalnych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> Rycina 3: Wielokrotne powtórzenia pomiarów sygnału fluorescencji z LUV obciążonych ANTS w buforze sodowym. Pierwsze cztery powtórzenia są zawsze pomijane, ponieważ zawierają artefakty mieszania. Przewody łączące strzykawki z próbkami z komorą mieszającą mają określoną objętość, w związku z czym pierwsze kilka powtórzeń odzwierciedla zawartość poprzednich cykli: w powtórzeniach 1 i 2 jest to woda, w powtórzeniu 3 mieszanina wody i próbki, w powtórzeniu 4 głównie próbka, a w pozostałych powtórzeniach wyłącznie próbka. 
<img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig4.jpg" alt="Wykres zaniku fluorescencji, wygaszacz TI vs bufor Na, wyniki pomiarów absorpcji przejściowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4"> Rysunek 4: Wielokrotne powtórzenia pomiarów sygnału fluorescencji z LUV obciążonych ANTS w buforze Na oraz z wygaszaczem Tl. Pierwsze cztery powtórzenia zostały usunięte dla obu warunków. Dodatkowo, w przypadku pomiarów z wygaszaczem Tl, należy usunąć powtórzenie 8 ze względu na artefakty, najprawdopodobniej będące pęcherzykami powietrza.
<img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig5.jpg" alt="Analiza zaniku fluorescencji; wykres; względna fluorescencja w funkcji czasu; pomiar efektu gaszenia." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 5"> Rysunek 5: Wpływ kapsaicyny (Cap) na przebieg czasowy wygaszania fluorescencji ANTS. (A) Znormalizowany sygnał fluorescencji w czasie 1 s, szare kropki oznaczają wyniki ze wszystkich powtórzeń (n &gt; 5 na warunek); czerwone linie oznaczają średnią ze wszystkich powtórzeń. (B) Pierwsze 10 ms, szare kropki oznaczają wyniki z pojedynczego powtórzenia dla każdego warunku; czerwone linie to dopasowania wykładnicze rozciągnięte (2–10 ms) do tych powtórzeń. Przerywana niebieska linia oznacza znacznik 2 ms, czas, w którym wyznaczana jest szybkość gaszenia. Zarówno w A, jak i w B górny ślad pokazuje wyniki w obecności Tl+; kolejne dwa ślady przedstawiają wyniki w nieobecności gA, z Tl+ ± Cap; cztery dolne ślady przedstawiają wyniki z zastosowaniem 260 nM gA oraz Tl+, gdzie liczby oznaczają [Cap] w μMSzybkości gaszenia dla 0, 10, 30 i 90 μM Wartości Cap, wyznaczone na podstawie szybkości funkcji wykładniczej rozciągniętej, wynoszą odpowiednio 36±6, 69±6, 85±8 oraz 247±27 (średnia ± odchylenie standardowe, n &gt; odpowiednio 8).

<ol><li>Andersen, O. S. Ion transport through simple membranes. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAndersen%2C+OS+%22Renal+Function%22">Renal Function</a>. Giebisch, G. H., Purcel, E. F. , The Josiah Macy, Jr. Foundation. New York. (1978).</li>
<li>Andersen, O. S., Koeppe, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilayer+thickness+and+membrane+protein+function%3A+An+energetic+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Biophys.+Biomol.+Struct%22%5BJournal%5D)">Bilayer thickness and membrane protein function: An energetic perspective.</a> Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 36, 107-130 (2007).</li>
<li>Andersen, O. S., Koeppe, R. E., Roux, B. Gramicidin channels. Versatile tools. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAndersen%2C+OS+%22Biological+Membrane+Ion+Channels%3A+Dynamics%2C+Structure%2C+and+Applications%22">Biological Membrane Ion Channels: Dynamics, Structure, and Applications</a>. Chung, S. -H., Andersen, O. S., Krishnamurthy, V. , Springer Verlag. New York. (2007).</li>
<li>Berberan-Santos, M. N., Bodunov, E. N., Valeur, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mathematical+functions+for+the+analysis+of+luminescence+decays+with+underlying+distributions+1.+Kohlrausch+decay+function+%28stretched+exponential%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Mathematical functions for the analysis of luminescence decays with underlying distributions 1. Kohlrausch decay function (stretched exponential.</a> Chem. Phys. 315, 171-182 (2005).</li>
<li>Bruggemann, E. P., Kayalar, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+the+molecularity+of+the+colicin+E1+channel+by+stopped-flow+ion+flux+kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Determination of the molecularity of the colicin E1 channel by stopped-flow ion flux kinetics.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 83, 4273-4276 (1986).</li>
<li>Bruno, M. J., Koeppe, R. E., Andersen, O. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Docosahexaenoic+acid+alters+bilayer+elastic+properties%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Docosahexaenoic acid alters bilayer elastic properties.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104, 9638-9643 (2007).</li>
<li>Buboltz, J. T., Feigenson, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+strategy+for+the+preparation+of+liposomes%3A+rapid+solvent+exchange%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">A novel strategy for the preparation of liposomes: rapid solvent exchange.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1417, 232-245 (1999).</li>
<li>Gutknecht, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cadmium+%26+thallous+ion+permeabilities+through+lipid+bilayer+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Cadmium & thallous ion permeabilities through lipid bilayer membranes.</a> Biochim. Biophys. Acta. 735, 185-188 (1983).</li>
<li>Ingólfsson, H. I., Koeppe, R. E., Andersen, O. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Curcumin+is+a+modulator+of+bilayer+material+properties%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Curcumin is a modulator of bilayer material properties.</a> Biochemistry. 46, 10384-10391 (2007).</li>
<li>Keserü, G. M., Makara, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+lead+discovery+strategies+on+the+properties+of+drug+candidates%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">The influence of lead discovery strategies on the properties of drug candidates.</a> Nat. Rev. Drug Discov. 8, 203-212 (2009).</li>
<li>Leeson, P. D., Springthorpe, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+drug-like+concepts+on+decision-making+in+medicinal+chemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">The influence of drug-like concepts on decision-making in medicinal chemistry.</a> Nat. Rev. Drug Discov. 6, 881-890 (2007).</li>
<li>Lundb k, J. A., Collingwood, S. A., Ingólfsson, H. I., Kapoor, R., Andersen, O. S., S, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipid+bilayer+regulation+of+membrane+protein+function%3A+gramicidin+channels+as+molecular+force+probes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+R.+Soc.+Interface%22%5BJournal%5D)">Lipid bilayer regulation of membrane protein function: gramicidin channels as molecular force probes.</a> J. R. Soc. Interface. 7, 373-395 (2010).</li>
<li>Moore, H. P. &amp, Raftery, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+spectroscopic+studies+of+cation+translocation+by+Torpedo+acetylcholine+receptor+on+a+time+scale+of+physiological+relevance%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Direct spectroscopic studies of cation translocation by Torpedo acetylcholine receptor on a time scale of physiological relevance.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 77, 4509-4513 (1980).</li>
<li>Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ionic+specificity+of+the+gramicidin+channel+and+the+thallous+ion%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Ionic specificity of the gramicidin channel and the thallous ion.</a> Biochim. Biophys. Acta. 401, 540-544 (1975).</li>
<li>O'Connell, A. M., Koeppe, R. E., Andersen, O. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+gramicidin+channel+formation+in+lipid+bilayers%3A+transmembrane+monomer+association%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Kinetics of gramicidin channel formation in lipid bilayers: transmembrane monomer association.</a> Science. 250, 1256-1259 (1990).</li>
<li>Søgaard, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABAA+receptor+function+is+regulated+by+lipid+bilayer+elasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">GABAA receptor function is regulated by lipid bilayer elasticity.</a> Biochemistry. 45, 13118-13129 (2006).</li>
<li>Waring, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defining+optimum+lipophilicity+and+molecular+weight+ranges+for+drug+candidates-Molecular+weight+dependent+lower+logD+limits+based+on+permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorg.+Med.+Chem.+Lett%22%5BJournal%5D)">Defining optimum lipophilicity and molecular weight ranges for drug candidates-Molecular weight dependent lower logD limits based on permeability.</a> Bioorg. Med. Chem. Lett. 19, 2844-2851 (2009).</li>
</ol>

Złożono tymczasowy wniosek patentowy obejmujący metody opisane w manuskrypcie. Współtwórcami są HII i OSA.

Zaprezentowaliśmy szybki test oparty na fluorescencji do określania potencjału modyfikującego dwuwarstwę przez leki i inne małe amfifile. Związki modyfikujące właściwości dwuwarstwy mogą zmieniać funkcję białek błonowych w sposób pośredni i nieswoisty, co prawdopodobnie przyczynia się do efektów leków typu „off-target”. Test wykorzystuje właściwości kanałów gramicydynowych jako sond zmian we właściwościach dwuwarstwy 12, które są wykrywane przez białka przechodzące przez dwuwarstwę. Wyniki uzyskane za pomocą t...

<table><tbody><tr><td>ANTS</td><td>Invitrogen</td><td>A-350</td><td></td></tr><tr><td>gramicydyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G-5002</td><td></td></tr><tr><td>1,2-dierucylo-sn-glycero-3-fosfocholina</td><td>Avanti Polar Lipid, Inc</td><td>850398C</td><td></td></tr><tr><td>zestaw do mini-ekstruzji</td><td>Avanti Polar Lipid, Inc</td><td>610000</td><td></td></tr><tr><td>kolumna odsalająca PD-10</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>54805</td><td></td></tr></tbody></table>

test fluorescencyjny oparty na gramicydynie; do oznaczania potencjału małych cząsteczek w modyfikowaniu właściwości dwuwarstwy lipidowej

Gramicidin-based Fluorescence Assay; for Determining Small Molecules Potential for Modifying Lipid Bilayer Properties

Wiele leków i innych małych cząsteczek stosowanych do modulowania funkcji biologicznych to amfifile, które adsorbują się na granicy fazy dwuwarstwy/roztwór i w ten sposób zmieniają właściwości lipidowej dwuwarstwy. Jest to istotne, ponieważ białka błonowe są sprzężone energetycznie z ich macierzystą dwuwarstwą poprzez oddziaływania hydrofobowe. Zmiany we właściwościach dwuwarstwy zmieniają zatem funkcję białek błonowych, co stanowi pośredni sposób modulowania funkcji białek przez amfifile i możliwy mechanizm działania leków typu „off-target”. Opracowaliśmy wcześniej test elektrofizjologiczny do wykrywania zmian we właściwościach lipidowej dwuwarstwy, wykorzystujący liniowe kanały gramicydyny jako sondy 3,12. Kanały gramicydyny to minibiałka tworzone przez dimeryzację dwóch nieprzewodzących podjednostek w poprzek dwuwarstwy. Są one wrażliwe na zmiany w otoczeniu błonowym, co czyni je potężnymi sondami do monitorowania zmian we właściwościach lipidowej dwuwarstwy odczuwanych przez białka przebłonowe. Prezentujemy obecnie test fluorescencyjny do wykrywania zmian we właściwościach dwuwarstwy z wykorzystaniem tych samych kanałów jako sond. Test opiera się na pomiarze przebiegu czasowego wygaszania fluorescencji z dużych pęcherzyków jednowarstwowych załadowanych fluoroforem, spowodowanego przenikaniem wygaszacza przez kanały gramicydyny. Stosujemy parę wskaźnik fluorescencji/wygaszacz 8-aminonaftalen-1,3,6-trisulfonian (ANTS)/Tl+, która była z powodzeniem wykorzystywana w innych testach wygaszania fluorescencji 5,13. Tl+ powoli przenika przez lipidową dwuwarstwę 8, ale łatwo przechodzi przez przewodzące kanały gramicydyny 1,14. Metoda ta jest skalowalna i odpowiednia zarówno do badań mechanistycznych, jak i do wysokoprzepustowego przesiewania małych cząsteczek pod kątem efektów zaburzających dwuwarstwę oraz potencjalnych efektów „off-target”. Stwierdzamy, że wyniki uzyskane za pomocą tej metody są w dobrej zgodności z wcześniejszymi wynikami elektrofizjologicznymi 12.

Przedstawiamy szybki test oparty na fluorescencji, który monitoruje szybkość gaszenia fluorescencji jako miarę aktywności kanałów gramicydynowych. Kanały gramicydynowe są wykorzystywane jako molekularne przetworniki siły do monitorowania zmian w właściwościach dwuwarstwy lipidowej wyczuwanych przez białka przebiegające przez dwuwarstwę.

Test fluorescencyjny oparty na gramicydynie; do oznaczania potencjału małych cząsteczek w modyfikowaniu właściwości dwuwarstwy lipidowej

Wiele leków i innych małych cząsteczek stosowanych do modulowania funkcji biologicznych to amfifile, które adsorbują się na granicy fazy dwuwarstwa/roztwór, zmieniając tym samym ...

Ogólnym celem tej procedury jest pomiar zmian właściwości dwuwarstwy indukowanych przez lek, wykrywalnych za pomocą białek przebiegających przez dwuwarstwę. Jest to realizowane poprzez przygotowanie w pierwszej kolejności dużych jednokierunkowych pęcherzyków (sles) załadowanych fluoroforem. Drugim krokiem procedury jest domieszkowanie pęcherzyków graminą.Trzecim krokiem procedury jest dodanie zewnętrznego wygaszacza i pomiar szybkości wygaszania wewnętrznego fluoroforu. Czwartym i ostatnim krokiem procedury jest ilościowe określenie zmiany wygaszania fluorescencji w zależności od aktywności gramin poprzez dopasowanie funkcji wykładniczej rozciągniętej do przebiegu fluorescencji w czasie. Ostatecznie można uzyskać wyniki pozwalające ocenić, czy amfifile mogą zmieniać właściwości dwuwarstwy lipidowej.Witajcie, jestem Ola Anderson. Witajcie, jestem Helson. Cześć, jestem Richie Kapo.Nazywam się Leah Sanford i pochodzę z laboratorium dr. Olafa Andersona z Katedry Fizjologii i Biofizyki w Weill Cornell Medical College. Dzisiaj zaprezentujemy Państwu procedurę pomiaru zmian właściwości lipidowej dwuwarstwy. W naszym laboratorium stosujemy tę procedurę do badania wpływu leków i małych cząsteczek na właściwości lipidowej dwuwarstwy.Zacznijmy. Pierwszego dnia procedury wyjmij lipid z zamrażarki i poczekaj, aż osiągnie temperaturę pokojową. Po wyrównaniu temperatury dodaj 0,6 ml roztworu lipidów w chloroformie o stężeniu 25 mg/ml do kolby okrągłorzypowej o pojemności 25 ml. Następnie odparuj roztwór w strumieniu azotu, cały czas obracając kolbę, aż do całkowitego odparowania chloroformu.Kiedy cienka biała warstwa lipidów pokryje całą dolną połowę kolby, dodatkowo wysuszaj lipidy w deskrykatorze pod próżnią przez noc. Przygotuj roztwór 100 mM azotanu sodu, 25 mM ANTS oraz 10 mM HEPES o pH 7. Podczas regulowania pH tego roztworu unikaj stosowania wszelkich roztworów zawierających chlorki.Ponieważ gasiciel talowy tworzy nierozpuszczalny kompleks z chlorkiem w drugim dniu, nawodnij lipidy w 1,67 ml tego roztworu elektrolitu, aby uzyskać 10 mM zawiesinę lipidową. Po osiągnięciu odpowiedniego stężenia przykryj naczynie folią Parafilm, dokładnie wymieszaj zawiesinę w wortexie, zabezpiecz próbkę przed światłem folią aluminiową i pozostaw do dojrzewania w temperaturze pokojowej przez noc.W trzecim dniu poddaj mieszaninę działaniu sonikatora o niskiej mocy przez jedną minutę. Następnie wykonaj cykle zamrażania i rozmrażania próbki, umieszczając ją na pięć minut na suchym lodzie, a następnie na pięć minut w ciepłej wodzie; powtórz ten cykl cztery do pięciu razy. Przeciśnij zawiesinę lipidową za pomocą mini-ekstrudera Avanti.Przygotuj mini-ekstruder z polikarbonatowym filtrem o porach 0,1 mikrona oraz wspornikami filtra; przepuść zawiesinę przez filtr w obie strony 21 razy, aż w przeciwległej strzykawce znajdzie się niemal przezroczysta zawiesina, co pozwoli uzyskać zawiesinę dużych jednorodnych pęcherzyków (LUV). Usuń zewnętrzny A NTS, przepuszczając ekstrudowaną zawiesinę przez kolumnę desalcyjną PD 10, która została uprzednio równoważona buforem sodowym. Nałóż na kolumnę 1,5 mililitra zawiesiny LUV oraz jeden mililitr buforu sodowego.Po całkowitym wprowadzeniu roztworu do kolumny, wymyj liposomy trzema mililitrami buforu sodowego i zbierz eluat. Powstały roztwór zapasowy LUV wypełnionych A NTS powinien zawierać około czterech do pięciu milimoli lipidu i być półprzezroczysty, mlecznobiały.Chronić roztwór przed światłem za pomocą folii i przechowywać w temperaturze 13 °C; na 24 godziny przed użyciem dokładnie wymieszać w wstrząsarce typu vortex. Roztwór zapasowy LUV wypełniony A NTS. Ponieważ UUV mają gęstość większą niż 1 g/ml, mogą osiadać na dnie.Następnie rozcień roztwór stokowy LUV wypełnionych A NTS w stosunku 1:20 w buforze sodowym. Trzy czwarte liposomów inkubuj z 260 ng abidyny w DMSO. Do pozostałej jednej czwartej dodaj taką samą objętość DMSO bez graminy.Aby utrzymać stałe stężenie rozpuszczalnika we wszystkich próbkach, należy pozostawić graminy do stanu równowagi między wewnętrzną a zewnętrzną warstwą lipidowych pęcherzyków przez 24 godziny w temperaturze 13 °C. W tym celu do pomiaru szybkości gaszenia fluorescencji zastosowano spektrofluorymetr z systemem stop-flow Applied Photophysics SX point 20 z kontrolą temperatury. Przed rozpoczęciem pomiarów należy włączyć urządzenia na godzinę wcześniej, aby umożliwić ich rozgrzanie.Szczelina z raportami dla wzbudzenia powinna być ustawiona na jeden na jeden, a do rejestracji emisji przy użyciu oprogramowania pro data SX należy zastosować filtr górnoprzepustowy 455 nanometrów. Najpierw skonfiguruj warunki rejestracji, ustawiając długość fali wzbudzenia monochromatora na 352 nanometry. Użyj ustawienia podtrzymania ciśnienia.Ustaw czas na jedną sekundę, a liczbę punktów na 5 000. Dostosuj liczbę powtórzeń do dziewięciu dla pomiarów buforu oraz do 13 dla pomiarów z wygaszaczem. Monitoruj temperaturę w profilu sprawdzania napędu w oprogramowaniu Essex.Objętość tłoczenia powinna zostać ustawiona na 120 µL, co pozwala na zmieszanie 60 µL z każdej strzykawki. Zapewnia to czas martwy wynoszący około 1,2 ms. Napięcie wysokiego napięcia lub wzmocnienie detektora fluorescencji należy ustawić na około 420 V.Celem jest uzyskanie odczytu fluorescencji na poziomie około ośmiu; inkubować wcześniej przygotowane UUV obciążone A NTS przez 10 minut w temperaturze 25 °C w ciemności. Po wyrównaniu temperatury wymieszać próbkę w wirówce vorex, a następnie wprowadzić ją do lewej strzykawki. Do prawej strzykawki wprowadzić bufor sodowy lub thallium.Quencher.Usuń wszelkie pęcherzyki powietrza, przesuwając tłoki strzykawek w przód i w tył. Obie strzykawki powinny być wypełnione w takim samym stopniu. Przed zamknięciem zaworów dla pierwszej próbki zmierz fluorescencję w buforze sodowym.Powtórzyć czynność cztery razy, dostosowując wzmocnienie w razie potrzeby. Następnie powtórzyć procedurę dodatkowe pięć razy dla pozostałych próbek. Zarejestrować dziewięć powtórzeń z buforem sodowym.Zastąp bufor sodowy wygaszaczem talowym i zarejestruj 13 powtórzeń. Przepłucz wodą i kontynuuj z kontrolami kolejnych próbek. Uwzględnij próbki bez graminy i z rozpuszczalnikiem, a także bez graminy i z maksymalnym stężeniem związku.Po przeprowadzeniu analizy fluorescencyjnej zarówno dla graminy, jak i rozpuszczalnika, należy wprowadzić dane do oprogramowania MATLAB w celu ich analizy. Dla każdej próbki odczytano wszystkie powtórzenia dla buforu i wygaszacza; pierwsze cztery powtórzenia będą zanieczyszczone substancją, która znajdowała się wcześniej w przewodach. W tym przypadku sygnał pochodzi z mieszania się próbki buforu sodowego z wodą z poprzedniego płukania.Powtórzenia od piątego do dziewiątego reprezentują sygnał pochodzący wyłącznie z próbki. W związku z tym w każdym przypadku zawsze wykluczamy cztery pierwsze powtórzenia. Aby uniknąć artefaktów związanych z mieszaniem, należy ręcznie przejrzeć ślady i usunąć wszelkie błędne powtórzenia, takie jak czerwony ślad zawierający piki lub odchylenia wynikające z artefaktów mieszania i/lub pęcherzyków powietrza.Następnie znormalizuj powtórzenia dla wygaszacza względem średniej wartości początkowej powtórzeń buforu dla każdej próbki w każdym warunku eksperymentalnym, a średnie ze wszystkich próbek połącz w jeden wykres; próbki wizualizacyjne bez gramicydyny powinny być do siebie podobne i nie wykazywać niemal żadnego wygaszania fluorescencji. W próbkach z gramicydyną obserwuje się powolny spadek sygnału fluorescencji wynikający z powolnego przenikania jonów talu do pęcherzyków. Jeśli przebieg czasowy fluorescencji uległ widocznej zmianie pod wpływem związku, oznacza to, że związek ten zmienia właściwości dwuwarstwy lipidowej w przetestowanym stężeniu; następnie dopasuj funkcję wykładniczą rozciągniętą do pierwszych 2–100 ms znormalizowanych krzywych wygaszania fluorescencji.Wykonaj powtórzenia dla poszczególnych prób i oblicz szybkość w drugiej milisekundzie. Następnie, na podstawie poszczególnych powtórzeń, oblicz średnie i odchylenia standardowe dla danej próbki. Wpływ kapsaicyny, oznaczonej tutaj jako cap, zaobserwowano w przebiegu czasowym gaszenia fluorescencji w obecności lub w nieobecności graminy, oznaczonej jako ga; znormalizowany sygnał fluorescencji przedstawiono tutaj w skali jednej sekundy. Szare kropki reprezentują wyniki ze wszystkich powtórzeń, natomiast czerwone linie są wartościami średnimi.Przedstawiono pierwsze 100 milisekund znormalizowanego sygnału fluorescencyjnego. Szare kropki to wyniki z pojedynczego powtórzenia dla każdego warunku. Czerwone linie to dopasowania wykładnicze rozciągnięte do tych powtórzeń.Przerywana niebieska linia oznacza markę dwóch milisekund. Jest to czas, w którym wyznacza się szybkość wygaszania. Względną zmianę szybkości wygaszania określa się poprzez normalizację danych względem próbki kontrolnej z graminą i bez modyfikatora.Kiedy kapsaicyna adsorbuje się do lipidowej dwuwarstwy, zmienia ona właściwości tej dwuwarstwy. Zmiana w kierunku bardziej plastycznej dwuwarstwy objawi się jako przesunięcie w stronę gramu w równowadze mono-dimer na korzyść przewodzącego dimeru. Przedstawiliśmy właśnie procedurę pomiaru efektów zaburzających dwuwarstwę przez małą cząsteczkę.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o zastosowaniu odpowiednich kontroli dla każdego eksperymentu, wykorzystując tę samą partię pęcherzyków. To wszystko. Dziękujemy za uwagę i życzymy powodzenia w prowadzeniu eksperymentów.

gramicidin-based-fluorescence-assay-for-determining-small-molecules

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Test fluorescencji oparty na gramicydynie; do określania potencjału małych cząsteczek w modyfikacji właściwości dwuwarstwy lipidowej

Funkcja białek błonowych jest regulowana przez skład lipidowy błony komórkowej. Niniejszy artykuł wideo szczegółowo opisuje sposób tworzenia łatki za pomocą elektrod do łatki dwuwarstwowej, a także wykorzystanie kanałów gramicydyny jako reporterów zmienionych właściwości błony.

Metody pojedynczych cząsteczek do monitorowania zmian właściwości elastycznych dwuwarstwy

Opisano procedurę przesiewową w czasie rzeczywistym służącą do identyfikacji leków oddziałujących z kanałami K+ wewnątrzstymulowanymi, bramkowanymi przez białka G (GIRK). Test wykorzystuje fluorescencyjne barwniki czułe na potencjał błonowy do pomiaru aktywności kanałów GIRK. Technika ta może być dostosowana do zastosowania w wielu liniach komórkowych.

Fluorescencyjny test przesiewowy do identyfikacji modulatorów kanałów GIRK

W tym filmie demonstrujemy interakcje białko-fosfoinozytyd we wzorcu mikroprzepływowym za pomocą testu modulacji pH, używając wrażliwego na pH barwnika fluorescencyjnego oznaczonego lipidem fosfatydyloetanoloaminy w dwuwarstwie lipidowej, zwanej platformą mikroprzepływową. Modulacje pH po związaniu białka z fosfolipidem powodują wygaszanie fluorescencji.

Test modulacji pH na podpartych dwuwarstwach lipidowych w celu wykrycia interakcji białko-fosfoinozytyd

Demonstrujemy system tworzenia dwuwarstwowych lipidów, który można przechowywać, przenośny. Dwuwarstwowa błona lipidowa może powstać w ciągu 1 godziny z ponad 80% skutecznością, gdy zamrożony prekursor błony zostanie doprowadzony do temperatury otoczenia. System ten ograniczy pracochłonne procesy i wiedzę specjalistyczną związaną z kanałami jonowymi.

Zautomatyzowane tworzenie dwuwarstwowej błony lipidowej za pomocą cienkiej warstwy polidimetylosiloksanu

Tutaj opisujemy wysokoprzepustowy test oparty na fluorescencji, który mierzy skuteczność uszczelniania błony plazmatycznej za pomocą analiz fluorometrycznych i obrazowych w żywych komórkach. Test ten może być stosowany do badań przesiewowych leków lub genów docelowych, które regulują ponowne uszczelnianie błony plazmatycznej w komórkach ssaków.

Wysokoprzepustowy pomiar skuteczności ponownego uszczelniania błony plazmatycznej w komórkach ssaków

Ten protokół opisuje wytwarzanie liposomów oraz sposób, w jaki można je unieruchomić na powierzchni i zobrazować indywidualnie w masowy równoległy sposób za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej. Pozwala to na ilościowe określenie wielkości i niejednorodności składu między pojedynczymi liposomami populacji.

Ilościowy test pojedynczego liposomu oparty na mikroskopii fluorescencyjnej do wykrywania niejednorodności składu między poszczególnymi liposomami

Test wycieku fluorescencji to prosta metoda, która umożliwia badanie interakcji peptyd/błona, aby zrozumieć ich udział w kilku procesach biologicznych, a zwłaszcza zdolność peptydów penetrujących komórki do zakłócania dwuwarstwowych fosfolipidów podczas bezpośredniego procesu translokacji komórkowej.

Test przecieku fluorescencyjnego w celu zbadania destabilizacji błony przez peptyd penetrujący komórkę

Ten protokół przedstawia metodę obrazowania fluorescencyjnego, która wykorzystuje klasę wrażliwych na pH fluoroforów lipidowych do monitorowania transportu błony lipidowej podczas egzocytozy komórkowej i cyklu endocytozy.

Pomiar obrotu lipidów w błonie za pomocą wrażliwego na pH fluorescencyjnego analogu lipidowego ND6

Ten protokół przedstawia zestaw eksperymentów przyjętych do oceny fotoprzełączalnych peptydów przeciwnowotworowych, które mogą być użyte w przedklinicznych badaniach przesiewowych takich związków. Obejmuje to ocenę cytotoksyczności w hodowlach komórkowych 2D i 3D, ocenę skuteczności fotoizomeryzacji ex vivo (tkanki modelowej) oraz skuteczności in vivo.

Ocena in vitro i in vivo fotokontrolowanych związków biologicznie czynnych - potencjalni kandydaci na leki w fotofarmakologii nowotworów

Przedstawiono protokół eksperymentalny do składania, stymulacji elektrycznej i analizy kropli dwuwarstwy lipidowych zmodyfikowanych gramicydyną A. Relacje struktura-funkcja lipidów i białek są ilościowo określane poprzez pomiar zmian w obszarze błony, przepływie jonowym i przewodnictwie pojedynczego kanału oraz odniesienie tych reakcji do zmian przypominających plasticzne zmiany w przewodnictwie jonowym w modelu błony inspirowanym synapsami elektrycznymi.

Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem warstw dwubiegunowych interfejsu kropelkowego

Poznaj fluorescencyjny test na bazie gramicydyny do oceny wpływu małych cząsteczek na właściwości dwuwarstw lipidowych. Ta metoda umożliwia badanie dynamiki błon komórkowych.

Test fluorescencyjny na bazie gramicydyny; do określania potencjału małych cząsteczek do modyfikowania właściwości dwuwarstw lipidowych (Wideo) | JoVE Journal

Test fluorescencyjny oparty na gramicydynie; do oznaczania potencjału małych cząsteczek w modyfikowaniu właściwości dwuwarstwy lipidowej

Przeglądaj więcej filmów